Les partenaires protéiques de Myc a. Max, un partenaire principal de Myc

Max est une petite protéine également de type b/HLH/LZ. Myc doit former un hétérodimère avec Max afin de pouvoir se lier à des séquences consensus CACGTG, appelées « boîtes E » et de transactiver la transcription. L’hétérodimérisation avec Max semble nécessaire à de nombreuses fonctions de Myc, telles que l’induction de la transformation, l’apoptose et la prolifération [184]. Max est le pivot central du réseau Myc-Max-Mad sur lequel nous allons revenir ultérieurement dans la section II.1.4.1. Le rôle propre de Max sur la régulation de la transcription par Myc reste méconnu. Il est intéressant de constater que Max est apparu plus tôt que Myc au cours de l’évolution et qu’on trouve un homologue de Max chez le nématode. Max contacte Myc dans son domaine C-terminal (domaine de liaison à l’ADN).

La liste des autres partenaires protéiques de Myc n’est pas exhaustive et leur nombre grandit constamment [175, 184]. Ils sont classés en cinq catégories selon leur fonction et leur identité.

b. Les partenaires cytoplasmiques

Myc, par sa fonction de régulateur transcriptionnel, est généralement une protéine nucléaire. En revanche, Myc peut également être détecté dans le cytoplasme de certains

types cellulaires et échantillons tumoraux ainsi que pendant le développement et lors de processus comme la différenciation et l’arrêt de croissance cellulaires. L’interaction de Myc avec des protéines cytoplasmiques, comme l’α-tubuline et l’antigène cdr2 des neurones de Purkinje, permet probablement de supprimer sa fonction nucléaire de par sa relocalisation dans le cytoplasme [175].

AMY-1 pour Associé de Myc, est une petite protéine cytoplasmique qui est transférée dans le noyau avec Myc pendant la phase S du cycle cellulaire, quand le niveau d’expression de Myc est élevé, et qui retourne par la suite dans le cytoplasme. L’interaction de Myc avec AMY-1 accroît le potentiel d’activation des complexes Myc/Max in vitro et il est probable que Myc recrute AMY-1 pour induire une régulation génique spécifique à ce stade précis du cycle cellulaire [185]. Le rôle exact de AMY-1 dans la cellule n’est pas encore clair mais AMY-1 semble jouer, entre autres, un rôle pendant la spermatogenèse [186].

c.Les complexes de remodelage de la chromatine et les coactivateurs

Myc est le siège de nombreuses interactions, entre autres, avec des co-facteurs qui jouent un rôle clef dans le remodelage de la chromatine. Ainsi lorsque Myc se fixe avec Max sur des boîtes E, il peut recruter des complexes capables d’acétyler les histones et de remodeler la chromatine afin d’activer la transcription génique (Figure 20).

Myc est associé avec TRRAP, Protéine Associée à la Transformation /Transcription, [187] qui est une ATPase/hélicase et qui fait partie de plusieurs complexes contenant différentes activités acétyltransférases d’histones. Myc recrute le complexe TRRAP et induit ainsi une acétylation préférentielle d’histones H4 sur le promoteur de la cycline D2 [188, 189] et une acétylation d’histones H3 et H4 sur le promoteur de la télomérase hTERT [190]. Ce mécanisme ne semble néanmoins pas général car plusieurs autres gènes cibles de Myc ont été décrits comme n’étant pas régulés via l’interaction de Myc avec TRRAP [191]. Myc interagit également avec d’autres protéines qui peuvent faire partie ou non des complexes contenant TRRAP, comme les hélicases TIP48 et TIP49, le co-facteur BAF53 et les acétyltransférases d’histones GCN5, Tip60 et CBP/p300. L’interaction de Myc avec ces

facteurs est essentielle pour le potentiel transformant de Myc [187, 192, 193]. Par exemple,

dans le cadre du recrutement in vivo du complexe STAGA (SPT3-TAF-GCN5 acétylase) par

l’hétérodimère Myc/Max, où Myc interagit directement avec TRRAP et GCN5, le domaine HAT de GCN5 est requis pour la stimulation de l’activité transcriptionnelle par Myc [194].

A l’opposé des autres HAT, CBP/p300 fixe Myc par le biais de son domaine C-terminal [195]. CBP/p300 augmente le potentiel transactivateur de Myc en acétylant Myc. Quand Myc est acétylé, sa stabilité est accrue et son potentiel d’ubiquitinylation est diminué (II.1.5.1.).

Myc peut également contacter, via le facteur SNF5 également connu comme INI1/BAF47, le complexe de remodelage ATP-dépendant de la chromatine SWI/SNF. Cette interaction conduit à une activation de la transcription induite par Myc [196].

Myc est une protéine fortement instable qui est connue pour être ubiquitinylée et dégradée via le protéasome. Skp2 est une ubiquitine ligase qui participe à l’ubiquitinylation et à la dégradation de Myc mais paradoxalement Skp2 a été montrée comme étant également un co-activateur de Myc [197, 198].

d. Les facteurs de la machinerie basale de la transcription

Myc a été décrit comme interagissant et inhibant le facteur d’initiation de la transcription TFII-I, qui normalement active la transcription de gènes ayant un élément initiateur Inr dans leur promoteur proximal [199].

D’autre part, Myc interagit avec la protéine liant les boîtes TATA, TBP, et avec une sous unité du facteur général de transcription TFIII-B.

Le lien entre la machinerie basale de la transcription et la régulation transcriptionnelle induite par Myc est encore peu connu et les conditions exactes d’interaction ou d’interférence entre Myc et les différents composants de la machinerie transcriptionnelle restent encore à élucider.

e. Les facteurs de transcription

Myc est associé à des facteurs de transcription que l’on peut classer en deux groupes selon la répercussion de l’interaction au niveau de l’activité transcriptionnelle.

Tout d’abord, Myc interagit avec un certain nombre de facteurs comme AP2, BRCA1, Bin1 qui inhibent l’activation de l’expression génique conférée par Myc. La plupart de ces facteurs ont été identifiés comme interagissant avec Myc par une approche in vitro et les fonctions biologiques de ces interactions sont encore peu connues. Lorsqu’une boîte E est chevauchante avec un site AP2 dans le promoteur d’un gène cible, Myc entre en compétition pour la liaison à l’ADN avec le facteur de transcription AP2. Lorsqu’il n’y a pas chevauchement des sites consensus de liaison, AP2 peut également interagir directement avec Myc. AP2, à ce moment, empêche Myc/Max de se fixer à l’ADN et de transactiver la transcription [200]. L’expression de AP2 réprime fortement l’apoptose induite par Myc in vitro [201].

BRCA1, Bin1 et Bcr interagissent avec Myc et semblent surtout influencer la stabilité de Myc dans la cellule. BRCA1 et Bin1 inhibent la transformation cellulaire par Myc/Ras. Lorsque Myc est muté en un site de phosphorylation important pour la dégradation de Myc (thréonine 58), l’inhibition de Myc par Bin1 est abolie [202].

Un deuxième groupe de facteurs de transcription comprend les protéines Miz1, Sp1, Smad, NF-Y et YY1. Myc interagit avec ces facteurs de transcription et les empêche de transactiver leurs gènes cibles. Jusqu’à présent le seul mécanisme de répression par Myc décrit est que Myc conduit à une répression des gènes cibles en interférant avec les co-activateurs des facteurs de transcription [203]. Différents exemples illustrant l’implication de Myc dans la répression des facteurs de transcription cités ci-dessus sont décrits dans le point II.1.3.2.

II.1.4. Le facteur de transcription Myc

Myc active divers gènes cibles lorsqu’il s’hétérodimérise avec son partenaire Max. Comme déjà mentionné précédemment, l’hétérodimère Myc-Max est capable de se lier à des boîtes E, et, suite à sa fixation à l’ADN, transactive l’expression génique. Max peut se lier aux boîtes E non seulement sous forme d’hétérodimère avec Myc mais également sous forme d’homodimère ou d’hétérodimère avec une autre protéine, Mad. Lorsque Max est hétérodimérisé avec Mad, appartenant à la famille des protéines b/HLH/Zip, et se fixe sur une boîte E, la transcription à partir des boîtes E est réprimée. Myc forme le « Yin » et Mad le « Yang » du réseau Myc/Max/Mad régulant ainsi positivement et négativement des gènes qui sont sous le contrôle de boîtes E (Figure 21). Certes, cette version reste un peu simpliste et de nombreuses études ont montré que ces différents facteurs ont également des fonctions indépendantes du réseau Myc/Max/Mad ; par exemple Myc réprime l’expression génique via un autre mécanisme indépendant des séquences consensus de type « boîte E » (II.1.4.2.) [204].

Au sein du complexe Myc/Max/Mad, Max est le pivot central. Max est une petite protéine stable qui est présente de façon constitutive dans la cellule. En revanche, Myc et Mad ont des demi-vies courtes et leur présence dans la cellule est mutuellement exclusive. Myc est présent dans la cellule en prolifération tandis que Mad est présent dans la cellule qui se différencie et qui sort du cycle cellulaire [205].

La famille Mad comporte les protéines b/HLH/Zip Mad1, Mxi1, Mad3, Mad4, Mnt et Mga. Mnt et Mga sont des protéines beaucoup plus complexes que les autres protéines Mad et leurs implications dans d’autres régulations sont évidentes. Les protéines Mad ont, à part leur domaine b/HLH/Zip, un domaine d’interaction mSin3 (SID) qui permet l’interaction de Mad avec mSin3a, facteur qui est contenu dans un complexe ayant une activité de désacétylation d’histones [206]. Ainsi Mad réprime la transcription, au moins en partie, par un changement de la structure de la chromatine.

En revanche il a été montré que Myc peut recruter des complexes remodelant la chromatine et notamment ayant une activité d’acétylation d’histones. Comme déjà illustré pour les partenaires de Myc, Myc peut recruter TRRAP, Tip60 et Tip48/49 qui sont des facteurs de complexes STAGA et Tip60 (voir II.1.3.3.c.).

La régulation distincte de l’état de la chromatine et notamment de l’acétylation d’histones en réponse aux membres du réseau Myc/Mad/Max, présente un niveau de l’antagonisme fonctionnelle des protéines Myc et Mad [207].

Les complexes Myc/Max et Mad/Max constituent une transition moléculaire entre deux états fondamentaux de la cellule ; la prolifération et la différenciation. Des expériences d’immunoprécipitation de la chromatine (ChIP) ont permis de confirmer la cinétique de la transition entre Myc et Mad ainsi que la cinétique de la désacétylation d’histones in vivo au niveau des boîtes E des gènes cibles hTERT et cycline D2 [188, 208].

De nombreuses études indiquent que le nombre des gènes cibles de Myc et contenant une boîte E au sein de leur promoteur, est très élevé. Ainsi, de nombreux « microarrays » et des expériences de ChIP à grande échelle ont permis d’identifier beaucoup de gènes cibles dont les protéines correspondantes sont impliquées dans toutes les grandes fonctions cellulaires.