Les tissus cardiaques humains et canins ci-dessous ont été obtenus au sein de l’équipe du Prof. Ali EL-ARMOUCHE (Département de Pharmacologie, Université de Göttingen, Allemagne) et mes études ont été réalisées dans le cadre d'une collaboration avec cette équipe. Les études sont conformes aux principes de la déclaration d’Helsinki.
II.1.
Tissus cardiaques humains sains ou pathologiques
Les tissus ventriculaires gauches (LV) ont été obtenus chez des patients avec une cardiomyopathie dilatée (DCM) ou ischémique (ICM) au moment de la transplantation cardiaque. Pour la comparaison les tissus ventriculaires gauches sains (NF) ont été obtenus chez des donneurs d'organes sans pathologie cardiaque connue, le cœur ne pouvant être transplanté pour des raisons techniques. D'autres tissus LV ont aussi été obtenus chez les patients adultes avec une sténose aortique (AS) sévère, une hypertrophie cardiaque significative et une fraction d'éjection préservée, allant subir un remplacement de la valve aortique. Les
caractéristiques des patients et leur médication sont récapitulées dans le « supplemental Table 1 » de l’article 1 (chapitre Résultats, p 115). L'étude a été passée en revue et approuvée par le Comité d'Éthique de l'Université de Göttingen et tous les patients ont donné leur consentement écrit.
II.2.
Tissu cardiaque d’un modèle d’IC chez le chien
Une stimulation ventriculaire électrique a été utilisée pour induire une IC chez des chiens, comme décrit dans la littérature (Li et al., 1999). Cette intervention a été réalisée dans le laboratoire du Prof. Stanley Nattel à l'université de Montréal (Canada) qui a ensuite envoyé des tissus cardiaques congelés au laboratoire de Göttingen (El-Armouche et al., 2007b). Brièvement, des chiens de race Mongrel ont été instrumentés avec une électrode au niveau du LV, attachée à un stimulateur cardiaque implanté dans le cou. Les cœurs ont été stimulés à la fréquence de 240 bpm pendant 2 semaines. Les chiens contrôle étaient instrumentés, mais pas stimulés. La stimulation ventriculaire induit des changements hémodynamiques typiques d’une cardiomyopathie dilatée avec une augmentation de la pression ventriculaire gauche à la fin de la diastole (LVEDP) et une diminution de la vitesse maximale de développement de la pression ventriculaire gauche dP/dtmax (indice de la contractilité cardiaque) typique de ce modèle. Une tachypnée, des ascites, une congestion pulmonaire et un épanchement pleural étaient présents. Les cœurs ont été prélevés sous l'anesthésie avec de la morphine en sous-cutané (2 mg/kg) et de l’α-chloralose (120 mg/kg) en intraveineux. L’étude a été effectuée aux Etats-Unis, conformément au “Guide for the Care and Use of Laboratory Animals” publié par le “US National Institutes of Health (NIH Publication No. 85-23, revised 1996)”.
II.3.
Rats adultes
Toutes les expériences ont été réalisées conformément au “European Community guiding principles in the care and use of animals” (86/609/CEE, CE Off J n° L358, 18 décembre 1986), aux lignes directrices du comité d’éthique local (CREEA Ile-de-France Sud), et conformément au décret français n° 87-848 du 19 octobre 1987 (Journal Officiel de la République Française, 20 octobre 1987, pp. 12245-12248). Les autorisations pour effectuer les expériences ont été obtenues auprès du Ministère français de l’agriculture, de la pêche et de l’alimentation (nº D 92-283, 13 décembre, 2012). Tous les animaux ont été nourris ad libitum et hébergés dans des pièces dans lesquelles l’alternance jour/nuit de 12h/12h et une température constante de 22°C sont imposées.
Au cours de notre étude nous avons utilisé des rats (Rattus norvegicus) adultes mâles appartenant à la souche Wistar. Ces rats sont hébergés quelques jours à la plateforme « Animalerie et exploration fonctionnelle » (ANIMEX) de l’IFR 141 (Faculté de Pharmacie, Châtenay-Malabry) avant d’être utilisés pour les expérimentations.
• Modèles d’infusion d’isoprénaline :
Ce modèle d’infusion chronique d’isoprénaline a été largement décrit dans la littérature (El- Armouche et al., 2007a). L’implantation des minipompes a été effectuée sur la plateforme ANIMEX par Florence Lefebvre et à la plateforme animalerie de Göttingen par Matthias Dewenter.
Les rats mâles Wistar de 300 g ont été répartis au hasard en deux groupes. Un groupe a reçu l’isoprénaline (ISO) avec une dose quotidienne de 2,4 mg/kg, afin de mimer l’augmentation des catécholamines circulantes caractéristique de l’IC, tandis que pour le groupe contrôle, du sérum physiologique (NaCl 0,9%) a été donné. Les deux groupes ont été traités pendant une période de quatre jours. Les substances ont été administrées avec un débit moyen de 0,76 µl par heure à l’aide de minipompes osmotiques Alzet® (Modèle 2001 Alza Corporation, Paolo Alto, USA). Les minipompes offrent l'avantage d’une administration constante et définie de la substance. Les rats ont été anesthésiés avec de l’isoflurane pour l'implantation des minipompes en sous-cutané dans la nuque. Après la fin de la période de traitement, la fréquence cardiaque de ces animaux a été mesurée par Philippe Matéo (Table 6). Les animaux ont ensuite été pesés et sacrifiés par dislocation cervicale. Après une thoracotomie, le cœur est rapidement prélevé, pesé et mis dans la solution de lavage froide (solution A, Table 7), afin de le rincer de son sang et d’arrêter les battements cardiaques. La pesée permet de vérifier le degré d’hypertrophie cardiaque en calculant le rapport : poids du cœur/poids du corps (HW/BW) (Table 6). Les oreillettes sont éliminées. Ensuite le cœur est soit canulé par son aorte sur un système de perfusion rétrograde de type Langendorff pour dissocier les cellules cardiaques, utilisées dans les expériences de physiologie, ou bien congelé à -80°C pour les dosages biochimiques.
Type de minipompe Fréquence cardiaque (bpm) HW/BW (mg/g) NaCl 349 4,53 NaCl 392 4,00 NaCl nd 4,20 NaCl 342 nd ISO 435 5,71 ISO nd 5,67 ISO 495 6,50 ISO nd 8,65
Table 6 : Récapitulatif des paramètres anatomophysiologiques des rats utilisés pour les expériences en Ionoptix
nd : paramètre non detérminé