Il existe d’autres systèmes à deux composantes dont le rôle dans la formation de biofilm n’est pas clairement décrit pourtant certains régulent des adhésines de surface impliquées dans la colonisation.
Le système « S. aureus exoprotein expression » (SaeRS) est impliqué dans la régulation globale de certains facteurs de virulence telles que l’alpha et la bêta hémolysine, la coagulase et la protéine A, indépendamment d’Agr et de SarA (Giraudo et al., 1999 ; Novick & Jiang, 2003).
Le système « Staphylococcal respiratory response » (SrrAB) est impliqué dans la régulation de facteurs influencés par des conditions environnementales en oxygène telles que les protéines impliquées dans le métabolisme énergétique et dans la croissance en anaérobiose de
S. aureus (Yarwood & Schlievert, 2003 ; Bronner et al., 2004 ; Pragman et al., 2004). SrrA
peut interagir directement avec les promoteurs des gènes tst codant la toxine du syndrome du choc toxique (TSST), spa codant la protéine A et agr ainsi que sur son propre promoteur. Le système LytRS est impliqué dans l’autolyse donc dans la division et la croissance cellulaire. Son rôle dans la formation de biofilm chez les staphylocoques n’a pas été étudié mais l’étude d’un mutant lytR chez Streptococcus mutans montre qu’il ne présente ni de
déficience dans l’adhésion à une surface, ni dans la croissance en biofilm (Brunskill & Bayles, 1996 ; Chatfield et al., 2005).
Le système LuxS initialement découvert chez les bactéries à Gram négatif, a été récemment trouvé chez S. aureus et S. epidermidis (Xu et al., 2006). Chez S. epidermidis, le système LuxS limite la formation de biofilm ainsi que la virulence dans une infection associée au biofilm dans un modèle animal. Les deux systèmes de QS (Agr et Lux) ont des effets très similaires sur le mode de croissance en biofilm mais réguleraient des facteurs différents. D’autres éléments régulateurs pourraient participer à la régulation de certains gènes impliqués dans la formation de biofilm comme le répresseur de protéines Rot. C’est un membre de la famille Sar qui régule positivement certains gènes impliqués dans l’adhésion (Bronner et al., 2004 ; Pragman et al., 2004). Ainsi, il pourrait favoriser la colonisation mais le système Agr peut réprimer Rot par un mécanisme qui reste encore inconnu (Said-Salim et al., 2003 ; Bronner et al., 2004).
9 - CONCLUSION
La régulation de l’expression des gènes implique un réseau complexe de facteurs régulateurs qui interagissent entre eux (Figure 15).
Fin de la phase de croissance exponentielle et phase
stationnaire
Stress ou phase de croissance stationnaire
Transcription de la protéine A
Les systèmes régulateurs sont activés de façon temporelle permettant ainsi une coordination précise dans l’expression des gènes au cours du cycle cellulaire.
En phase exponentielle, RAP est sécrétée par la bactérie et entraine l’activation du transcrit ARNII de l’opéron agr par une cascade de phosphorylation impliquant SvrA, le récepteur membranaire et TRAP, le régulateur de réponse cytoplasmique (Figure 11). Le transcrit ARNII active la synthèse des gènes agrA, agrB, agrC et agrD entrainant la synthèse de l’AIP. Durant cette phase, l’expression du locus sar est dirigée à partir des promoteurs P1 et P2 et elle est régulée positivement par son propre produit SarA. La protéine SarA va réguler les différents gènes cibles indépendamment d’agr via la liaison en amont de leurs promoteurs sur une SarA box. Par exemple, SarA régule positivement les protéines liant la fibronectine et celles codant la synthèse de la capsule polysaccharidique et des toxines (alpha, delta, gamma hémolysines) et négativement la protéine A, la protéine de liaison au collagène et des protéases. Or, l’expression des toxines peut être contrecarrée par le régulateur Rot qui est actif pendant toute la phase exponentielle. En effet, le répresseur Rot régule négativement l’expression de 60 gènes dont ceux codant des toxines et positivement celle de 86 gènes dont ceux codant des adhésines de surface. Pendant cette phase, la protéine SarA régule aussi positivement le locus Arl qui agit en retour positivement sur SarA au niveau de son promoteur P1 (Figure 15). Le locus Arl est transcrit pendant toute la phase exponentielle et va ainsi réguler les gènes cibles tels que les hémolysines alpha et béta, la protéine A, la lipase, des protéases… Le locus Arl peut agir de façon directe sur des gènes cibles et de façon indirecte à travers les deux régulateurs Sar et Agr (Figure 15). Le locus Arl contrôle l’expression de 177 gènes, parmi eux, 37 sont régulés positivement dont les loci sar et agr et 77 sont régulés négativement dont des protéases et des adhésines de surface. Cependant, les résultats concernant le locus agr sont contradictoires avec ceux de Bronner et Fournier qui décrivent une régulation négative par Arl (Bronner et al., 2004 ; Pragman et al., 2004).
En phase post-exponentielle, quand la densité cellulaire est devenue importante, l’AIP s’est accumulé dans le milieu extracellulaire. Lorsque sa concentration atteint un certain seuil (relié à la densité cellulaire), l’AIP va d’un côté, inhiber la phosphorylation de TRAP et de l’autre, entrainer l’activation des molécules d’ARNII et d’ARNIII via une cascade de phosphorylation impliquant AgrC (récepteur membranaire) et AgrA (régulateur de réponse). L’ARNIII va réguler positivement l’expression de 104 gènes dont ceux codant les toxines et les protéases et négativement celle de 34 gènes dont ceux codant des adhésines de surface comme par exemple la protéine A, les protéines liant la fibronectine. Pendant cette phase, ARNIII va inhiber l’expression de Rot via la formation du complexe ARNIII/Rot permettant
ainsi l’expression des toxines. Pendant cette phase, l’expression de SarA est dirigée cette fois à partir du promoteur P3 dépendant du facteur SigB (Figure 15). En effet, ce dernier est activé lors de stress et notamment lors du passage de la phase exponentielle à la phase stationnaire. Le facteur SigB régule une trentaine de gènes dont sarA ainsi que des gènes impliqués dans la formation de biofilm. La protéine SarA régule positivement le locus agr et va donc réguler les gènes cibles de façon agr-dépendante. SarA est régulée négativement par SarR qui est exprimée de façon importante en fin de phase post-exponentielle tandis qu’elle est régulée positivement par SigB (Figure 15). Il se peut que sous certaines conditions, un facteur intermédiaire réprime SarR permettant l’activation de sar. Ce facteur intermédiaire pourrait être sous le contrôle de SigB. Une autre possibilité est que sous d’autres conditions, un facteur réprimerait SigB empêchant l’activation de sar. Les gènes homologues à SarA interviennent alors dans la régulation des gènes cibles.
En phase stationnaire, le facteur SigB active l’expression de SarA qui régule positivement le locus agr. Le locus agr est aussi régulé positivement par son propre produit AgrA et SarU et négativement par SarT. Ce dernier réprime l’expression de SarU qui est lui-même réprimé par les loci agr et sar. L’expression de SarS est aussi influencée négativement par agr et SarA et positivement régulée par Rot et SigB en phase stationnaire. En effet, SarS possèdent 2 promoteurs dont un est régulé par SigA en phase exponentielle et l’autre par SigB en phase stationnaire.
Nous pouvons conclure que l’expression des gènes est dépendante de la phase de croissance, des conditions environnementales et des souches étudiées qui mettent en jeu des facteurs régulateurs spécifiques. La régulation de l’expression des gènes impliqués dans la formation de biofilm va ainsi conduire soit à son établissement soit à son détachement. La complexité et la spécificité des interactions sont probablement les clefs d’une régulation précise de l’expression des facteurs de virulence, incluant les facteurs responsables de la colonisation et les facteurs extracellulaires responsables de l’infection et/ou de la pathologie. La multiplicité des facteurs régulateurs et des connexions entre ces différents facteurs serait alors requise pour l’adaptation du microorganisme à divers environnements.