BAP est une protéine associée à la paroi cellulaire d’une masse moléculaire de 239 kDa chez S. aureus (Cucarella et al., 2001). Initialement, la protéine Bap a été trouvée dans des isolats de mammites bovines des espèces S. aureus, S. epidermidis, S. chromogenes,
(Cucarella et al., 2004 ; Tormo et al., 2005b ; Planchon et al., 2006). Bap est responsable de la colonisation et de la persistance de ces souches au niveau de la glande mammaire. La présence de Bap a aussi été corrélée à la formation de biofilm sur des surfaces abiotiques chez
S. aureus (Cucarella et al., 2001).
La protéine Bap a une architecture multidomaine caractéristique des protéines de surfaces des bactéries à Gram positif (Figure 10). Le domaine N-terminale (819 acides aminés) inclut une séquence signal (S) pour son exportation vers la paroi ainsi que deux régions A et B. La région A (acides aminés 45 à 360) contient deux courtes répétitions de 32 acides aminés chez S. aureus, S. epidermidis, S. simulans et S. hyicus mais une seule répétition chez S. chromogenes (Cucarella et al., 2001 ; Arrizubieta et al., 2004 ; Tormo et al., 2005b). La région B (acides aminés 361 à 818) présente une grande similitude avec la protéine de surface Esp d’Enterococcus faecalis, responsable de la formation de biofilm chez cette espèce (Tendolkar et al., 2004). Dans les deux régions A et B, la protéine Bap possède des domaines de dimérisation (résidus 227 à 309 et 528 à 548). Ceux-ci peuvent entraîner l’adhésion intercellulaire entre deux molécules de Bap de différentes bactéries agissant ainsi à la fois comme récepteur et ligand. Dans cette région, on trouve aussi trois motifs de liaison au calcium « EF-hand like » (EF1, EF2-3), un autre se trouvant près du motif d’ancrage LPXTG (EF4) (Cucarella et al., 2002 ; Arrizubieta et al., 2004). Ainsi, Bap peut agir comme une lectine et donc lie de manière « calcium dépendante » les parties sucrées des exopolysaccharides des cellules voisines. La région C, région centrale de Bap, commence par une région espaceur (819 à 947 acides aminés) chez S. aureus (Cucarella et al., 2001). La région entourant les résidus 948 à 2139 est composée de 13 répétitions en tandem de 86 acides aminés chez S. aureus (16 chez S. epidermidis, 25 pour S. hyicus, 24 pour S. xylosus, 5 pour S. chromogenes et 6 pour S. simulans) (Tormo et al., 2005b). La présence de ces séquences en tandem hautement conservées montre que les différentes espèces de staphylocoque présentent des variations dans le nombre de répétitions comme résultat d’une recombinaison homologue, n’affectant vraisemblablement pas la fonctionnalité de la protéine Bap (Cucarella et al., 2001 ; Cucarella et al., 2004). Cependant, ces différences pourraient être associées à une évolution visant à échapper à la réponse immunitaire de l’hôte, comme observé chez les streptocoques du groupe B avec la protéine alpha C (Madoff et al., 1996). Cucarella et al. (2001) émettent l’hypothèse que la région C servirait à projeter la partie N-terminale à la surface qui interagirait avec les surfaces abiotiques. Les répétitions permettraient le repliement en une structure bêta à 7 brins qui appartient vraisemblablement au module HYR pour « Hyalin Reapeat module» impliqué dans l’adhésion cellulaire
(Callebaut et al., 2000). La région C doit donc avoir une fonction structurale en aidant à maintenir la conformation allongée de la protéine à la surface cellulaire. La région C représente 52% de la protéine Bap chez S. aureus (Cucarella et al., 2001 ; Arrizubieta et al., 2004). La région C de Bap est suivie de la région D composée de trois courtes répétitions de 18 acides aminés chez S. aureus (6 chez S. epidermidis, 3 pour S. hyicus, 9 pour S. xylosus, 4 pour S. chromogenes et 4 pour S. simulans), suivies d’une répétition incomplète de 7 acides aminés. Cette séquence en acides aminés est riche en résidus sérine et acide aspartique, ressemblant aux répétitions SD de la famille Sdr (répétitions sérine-asparagine) des protéines de surface des staphylocoques (Josefsson et al., 1998). Chez S. xylosus, la séquence et la taille des répétitions de la région D dans la protéine Bap sont complètement différentes de celles décrites (Tormo et al., 2005b). Suite à la région D, la région C-terminale de Bap contient des motifs d'ancrage à la paroi (W), un domaine qui s’étend dans la membrane (M) et une queue de résidus positivement chargés.
145 361 819 2148
2209 2276
EF1 EF2-3 EF4
S A B C-Région répétée DWM 145 361 819 2148 2209 2276 145 361 819 2148 2209 2276
EF1 EF2-3 EF4
S A B C-Région répétée DWM
Figure 10 : Organisation structurale de la protéine Bap et localisation des domaines « EF-hand-like » dans la séquence de Bap (Arrizubieta et al., 2004).
Chez S. aureus, le gène bap a été identifié pour la première fois grâce à l’étude d’un
mutant obtenu par insertion du transposon Tn917 (Cucarella et al., 2001). Le gène bap est contenu dans un îlot de pathogénicité chez S. aureus (SaPIbov2 pour « Staphylococcal Pathogenicity Island Bovine 2 »), dans lequel la région codant la toxine a été remplacée par un transposon incluant le gène bap, le gène codant un ABC transporteur et le gène codant la transposase Sip pour « Staphylococcal Integrase Protein » ayant un rôle dans l’excision/intégration (Ubeda et al., 2003). La perte de cet îlot servirait dans le relarguage des cellules du biofilm mais uniquement dans les infections à S. aureus car le gène bap des espèces S. epidermidis, S. chromogenes, S. xylosus, S. simulans et S. hyicus n’est pas contenu dans un îlot de pathogénicité (Cucarella et al., 2002 ; Rabello et al., 2005).
Les souches de S. aureus hébergeant la protéine Bap sont très adhérentes à des surfaces abiotiques et fortement productrices de biofilms (Cucarella et al., 2001). Cette protéine est impliquée à la fois dans l’adhésion intercellulaire mais aussi dans l’attachement primaire à une surface abiotique. Des expériences d’infections de glandes mammaires bovines ont montré que la colonisation bactérienne augmente quand l’infection est causée par des souches de S. aureus mucoïdes, porteuses des gènes icaABCD et du gène bap (Cucarella et
al., 2004). Il semblerait que le PIA et la protéine Bap coopèrent pour l’agrégation
intercellulaire. Cependant, Bap inhibe l’attachement bactérien initial aux cellules mammaires en interférant avec la liaison des MSCRAMMS (Cucarella et al., 2004). Cette interaction pourrait être liée directement à l’encombrement stérique dû à la présence de Bap à la surface bactérienne, ou indirectement par une plus forte accumulation de polysaccharides qui se produit en présence de Bap. La présence de Bap réduit l’infectivité à court terme en bloquant l’adhérence précoce dépendante des interactions hôte-MSCRAMMs. Mais sa présence a un effet opposé dans l’adhérence tardive en permettant une plus longue persistance bactérienne dans la glande mammaire (Cucarella et al., 2002). De plus pendant l’infection, il a été montré que la protéine Bap subit fréquemment des changements dans le nombre de répétitions dans la région C-terminale. Mais, aucune relation n’a été établie entre le nombre de répétitions et la formation de biofilm dans les isolats bap positifs (Cucarella et al., 2004). Tous les isolats bap positifs étaient aussi ica positifs, mais en absence d’ica, Bap est suffisante pour induire la formation de biofilm sur les surfaces abiotiques chez S. aureus (Cucarella et al., 2004). La présence des cations Ca2+ ou Mn2+ inhibe la formation de biofilm induite par Bap chez
S. aureus, tandis que le Mg2+ n’a aucun effet (Arrizubieta et al., 2004). Le calcium affecterait l’attachement primaire de S. aureus. Les domaines EF2 et EF3 de Bap se lient au calcium entrainant un changement de conformation de Bap, la rendant ainsi incapable d’agrégation intercellulaire. Le calcium agit comme un régulateur de biofilm à travers son interaction avec la protéine de surface Bap (Tormo et al., 2005b).
Bap constitue une nouvelle famille de protéines qui joue un rôle clef dans la formation de biofilm chez les bactéries à Gram positif et à Gram négatif, dans la mesure où cette protéine a été retrouvée chez S. epidermidis (Bhp pour « Bap Homolog Protein »),
Enterococcus faecalis (Esp), Salmonella enterica (Stm2689) et Pseudomonas putida (Mus20)