Le DiacylGlycerol PyroPhosphate (DGPP) est un glycérophospholipide possédant un groupement pyrophosphate sur le carbone 3 du glycérol, et deux acides gras en position 1 et 2 (Schéma 21).
Schéma 21. Diacylglycerol Pyrophosphate (dioctanoyl DGPP8:0)
Le DGPP a été découvert dans les années 90 par Wissing et Behrbohm dans des membranes de Catharanthus roseus connues sous le nom de pervenche de Madagascar (Wissing and Behrbohm 1993). Il est formé par phosphorylation du PA sous l’action de la Phosphatidic Acid Kinase (PAK). Cette formation de DGPP a tout d’abord été interprétée comme un moyen de réguler la concentration du PA. En effet, dans les plantes, la production de DGPP est précédée par une augmentation transitoire du PA intracellulaire. Cependant, le DGPP peut également engendrer des effets cellulaires. En effet dans la signalisation de l’ABA le DGPP est un second messager au même titre que le PA (Zalejski, Zhang et al. 2005). Le DGPP et la PAK ont aussi été caractérisés dans les levures et dans les bactéries où ils jouent un rôle dans le métabolisme de ces organismes. Par contre à l’heure actuelle, ni le DGPP ni la PAK n’ont été caractérisés chez les mammifères. Malgré cela le DGPP est capable, chez les mammifères, d’induire l’activation des phospholipase A2 entrainant la production de prostaglandine dans des macrophages (Balboa, Balsinde et al. 1999). Au-delà de ces effets cellulaires, le DGPP a été montré pouvant agir comme un antagoniste. En effet, il a été mis en évidence que le DGPP sous sa forme dioctanoyl (C8 :0) était capable d’avoir un effet antagoniste sur les récepteurs LPA1
O O O P O O -O O O C H3 C H3 P O O -OH
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et LPA3 avec un Ki plus faible pour le récepteur 3 du LPA (Fischer, Nusser et al. 2001).
Le DGPP, en tant que second messager, peut être dégradé, pour cela il est déphosphorylé en PA par plusieurs enzymes. En 1996, dans la levure Saccharomyces cerevisiae, Wu et al. ont décrit une DGPP phosphatase qui a été appelée par la suite DPP. Elle est codée par le gène DPP1 et est caractérisée par une insensibilité aux N-Ethylmaleimide (NEM) et est indépendante des ions Mg2+ (Wu, Liu et al. 1996; Toke, Bennett et al. 1998). Peu de temps après, la lipide-phosphate phosphatase-1 fut découverte dans la levure par homologie de séquence avec la DPP1 (Toke, Bennett et al. 1998). Ces 2 enzymes appartiennent à la grande famille des phosphatidate phosphatases. Elles dégradent le DGPP en PA, et le PA
en DAG. Chez les mammifères, les LPP qui déphosphorylent les
glycérophospholipides et sphingolipides dégradent également le DGPP (van Schooten, Testerink et al. 2006). Récemment, deux nouvelles enzymes, ayant une forte homologie avec l’enzyme DPP1 de levure ont été mise en évidence chez les mammifères. Appelées DPPL1 et DPPL2, elles sont capables de dégrader différents substrats mais ont une activité plus grande envers le DGPP. Ces enzymes ont une activité indépendante des ions magnésium mais contrairement aux DPP1 leur activité est sensible au NEM (Takeuchi, Harigai et al. 2007). A ce jour, leur rôle dans les cellules de mammifères reste encore à élucider.
67 INTRODUCTION PARTIE 3
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III-1 Les phosphatidates phoshatases
L’activité phosphatidate phosphatase (PAP) a été pour la première fois décrite dans la dégradation de l’acide phosphatidique (PA) en diacyglycérol (DAG). Cette activité a été caractérisée dans les années 1950 par Smith et al qui remarquèrent que les équipes de Pricer, WE (Kornberg and Pricer 1953) et Kennedy,EP (Kennedy 1953) avaient observé une synthèse de PA dans leurs conditions expérimentales alors que d’autres équipes comme Marinetti ou Dawson ne trouvaient aucune trace de PA dans leur extrait de tissus. Ils ont donc émis l’hypothèse que le PA avait une demi-vie très courte. Il a été par la suite démontré qu’il existait deux activités PA phosphatase différentes PAP1 et PAP2 portées par des enzymes distinctes (Kennedy 1953; Kornberg and Pricer 1953; Dawson 1954; Marinetti and Stotz 1956; Smith, Weiss et al. 1957).
III-1_1 PAP1/Lipines
Les enzymes de type PAP1 dégradent l’acide phosphatidique (PA) en diacylglycerol (DAG), précurseur nécessaire à la synthèse des triglycérides, ou des phospholipides comme la phosphatidylcholine (PC) ou la phosphatidyléthanolamine (PE). Dans les années 1950, l’équipe de Kennedy (Kennedy 1953), fut la première à montrer une activité enzymatique, à partir d’échantillon de foie, capable de dégrader le PA en DAG et ainsi démontrer que le PA était un phospholipide essentiel dans la synthèse d’autres phospholipides dans la plupart des cellules de mammifères. Par la suite, cette activité PAP1 a été caractérisée. Ainsi l’activité PAP1 est dépendante de la présence d’ions magnésium et est sensible au N-ethylmaléimide (Butterwith, Hopewell et al. 1984; Martin, Hales et al. 1987). Dans les années 2006, un gène PAH1 a été identifié dans la levure codant pour une enzyme ayant une activité PAP1 qui déphosphorylait de manière spécifique le PA via un motif DXDX(T/V) localisé dans le domaine HAD-like (Lin and Carman 1989; Han, Siniossoglou et al. 2007). Par homologie de séquence avec les PAP1 de la levure, des enzymes appelées
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lipines (codées par les gènes Lpin1, Lpin 2 et Lpin3), dont la fonction était encore inconnue, ont été trouvées chez les mammifères. Le gène Lpin1, chez les mammifères, a été caractérisé en premier par l’équipe de Reue dans une pathologie du foie, où il est muté (Peterfy, Phan et al. 2001). La lipine 1 (codé par Lpin1) est capable de réguler le développement des tissus adipeux. En effet, une surexpression de celle-ci entraine une obésité alors que sa sous expression engendre une lipodistrophie et une insulinorésistance. Actuellement trois lipines ont été caractérisées chez les mammifères : lipine 1, lipine 2 et lipine 3 codées respectivement par Lpin 1, Lpin 2 et Lpin 3. Le gène Lpin1 code pour deux protéines appelées lipine 1 A et lipine 1 B résultant de l’épissage alternatif de l’ARN messager primaire (Peterfy, Phan et al. 2005). Les trois lipines ont une expression tissulaire différente. La lipine 1 est exprimée dans le tissus adipeux, les muscles squelettiques, les testicules. Lipine 1A est également détectée dans le cerveau, dans la rate ou dans les préadipocyte, alors que la lipine 1B est présente dans le foie, le cœur, et les reins. La lipine 2, quant à elle, est exprimée dans le foie et le cerveau et enfin, la lipine 3, dans le foie et le tractus intestinal. Bien que ces isoformes aient une homologie importante, elles n’ont pas la même affinité pour le PA. Ainsi la lipine 1 est celle qui a la plus grande affinité, ensuite vient la lipine 2 puis la lipine 3 (Donkor, Sariahmetoglu et al. 2007).
Schéma 22. Représentation schématique des différents domaines des lipines de souris (Harris and Finck 2011).
Les lipines sont des protéines dont la séquence comprend 848 résidus (94 kDa) pour la lipine 3 à 924 (102 kDa) résidus pour la lipine 1B chez la souris (Schéma 22).
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Ce sont des protéines cytosoliques maintenues sous forme hyperphosphorylée dans le cytosol et qui sont transloquées à la membrane du réticulum endoplasmique après déphosphorylation. Elles possèdent deux domaines extrêmement conservés : N-terminal lipine (N-LIP) et C-N-terminal lipine (C-LIP). La lipine 1 possède une séquence de localisation nucléaire. Chez toutes les espèces le domaine C-LIP possède un motif DxDxT qui porte l’activité catalytique. Dans ce même domaine C-LIP, le motif LxxIL est responsable de l’interaction entre lipine 1 et PPARα (Finck, Gropler et al. 2006) conférant à la lipine 1 un rôle de cofacteur transcriptionnel capable de transloquer dans le noyau et d’interagir avec PPARα pour réguler l’expression de certains gènes (Harris and Finck 2011). La lipine 1 peut également intéragir avec PPARγ, sans faire intervenir le motif LxxIL (Koh, Lee et al. 2008).