2 – La spectroscopie d’impédance électrochimique : SIE

La SIE montre que l’interface graphène/électrolyte est contrôlé par le transfert de charge d’une part tandis qu’il aura apparition d’une CPE provenant du graphène nanostructuré (figure 5.7). Cette configuration modifie la double couche capacitive initiale du graphène pristine dont la répartition de charge devient hétérogène confirmant les résultats obtenus avec la VC et le RAMAN. Ceci montre l’importance des courants capacitifs générés par le graphène nanostructuré, favorisant ainsi une répartition hétérogène des charges sur la surface du graphène. En plus, ces défauts créés par la nanostructuration entrainent une augmentation de la résistance de transfert de charge Rct par 1 KΩ, induisant ainsi une baisse au niveau de la conductivité de ce matériau. En résumé, cela signifie qu’on a altéré légèrement la structure électronique de ce matériau.

Figure 5.7 Diagramme de Nyquist obtenues dans une solution électrolytique de [Fe(CN)6]^3-/4-(10 mM dans KCl) dans la gamme de fréquence à partir de 0,5 Hz à 100 kHz à 0,25 V vs. Ag/AgCl par application d'un potentiel (AC) de 10 mV ; (A) Graphène pristine et (B) graphène nanostructuré.

III - Evaluation des performances analytiques du biocapteur d’ADN à

base graphène nanostructuré :

Le processus d’élaboration du biocapteur électrochimique à ADN est exactement le même que dans le chapitre précédent. Nous donnons et commentons ici directement l’ensemble de nos mesures électrochimiques.

Le graphène nanostructuré subit une fonctionnalisation par des molécules d’éthylène diamine. Cette chimie est sélectif, le greffage n’aura lieu que sur le graphène et non pas le SiC. Puis, on couvre la surface d’électrode par une solution de ferrocène pendant 45 min et ensuite on le rince avec l'acétonitrile afin d’éliminer les molécules du ferrocène adsorbés. La figure 5.8 montre l’apparition d’un signal rédox à 0.2 V vs. Ag/AgCl caractéristiques du ferrocène attaché à la surface du graphène.

Par la suite, on recouvre le biorécepteur par une solution d’oligonucléotides (ODN) sonde (1 mM) pendant 45 min favorisant l'immobilisation covalente entre ces biomolécules et le ferrocène. La figure 5.8 (courbe en bleu) montre une diminution du signal rédox dû à un ralentissement de transfert de charge, ceci est provoqué logiquement par l’attachement des ODN sur la surface du graphène.

Figure 5.8 Suivi de l’élaboration du biocapteur EGr nanostructuré-EDA-Fc-ssDNA par Voltamétrie Cyclique dans une solution tampon phosphate (PBS) 10 mM (pH 7.4), v = 50 mV/s.

Vu que nos anticipations sont d’avoir des seuils de détection plus basse que ceux obtenus avec le graphène pristine via la création des défauts artificiels induisant plus des sites. Nous avons donc préparé différentes concentrations d’ADN complémentaire très dilués, afin de vérifier nos anticipations. Une gamme de concentration d’ADN complémentaire entre 0.1 attomolaire et 10 femtomolaire a donc été préparée. La réaction d’hybridation d’ADN a été réalisée en faisant varier, par additions successives la concentration de la solution d’ADN complémentaire, en incubant le biorécepteur pendant 40 min à 38 °C.

La figure 5.9 (A et B) montre quelques mesures obtenues par la SWV (voltammétrie à signaux carrés de potentiel) où on voie clairement que le graphène pristine n’est pas capable de détecter les concentrations inférieures à 1 fM en ce manifestant par la stabilité du signal après l’incubation dans une solution d’ADN complémentaire de 10 attoM. Tandis qu’avec l’échantillon de graphène modifié par un réseau de défauts artificiels est capable de détecter une concentration de 1 attoM.

Figure 5.9 Suivi de l’hybridation de l’ADN par SWV à une fréquence de 5 Hz par application d'un potentiel (AC) de 20 mV au cours du temps de conditionnement 180 s dans un tampon de phosphate

(PBS) 10 mM (pH 7,4); (A) en utilisant du graphène pristine et (B) en utilisant du graphène nanostructuré.

Le résultat majeur de cette étude, est que la limite de détection est améliorée par 3 grandeurs. On est effectivement capable d’atteindre des seuils de détection de 0,1 atM avec des membranes du graphène nanostructurées, à comparer avec les expériences du graphène pristine qui étaient limitées à des détections de quelques femtomolaires.

La réponse du biocapteur présente une gamme dynamique de détection à partir de 0,1 atM à 0.1 fM pour le graphène nanostructuré et de 0.1 fM à 100 fM pour le graphène pristine (Figure 5.10). Toutes ces valeurs ont été calculées à partir du rapport égal à trois fois l’écart type de la mesure concernant la plus faible concentration (obtenue à partir de la pente après linéarisation aux faibles concentrations).

Figure 5.10 Courbe de calibration qui montre la variation du signal rédox au cours l’hybridation d’ADN.

IV - Etude de la cinétique du transfert de charge par voltamétrie

cyclique :

De la même manière que nos développements précédents, en faisant varier le signal d’oxydoréduction en fonction de la vitesse de balayage (cf. figure suivante) afin d’étudier la cinétique de transfert de charge et déterminer le nombre des sites électroactifes (Τ), nous avons cherhé à expliquer les quatre ordres de grandeur de sensibilité gagnés par rapport aux mesures effectuées avec le graphène pristine.

Figure 5.11 VC obtenue après le greffage du ferrocène à différentes vitesses de balayage ; L’insert supérieur dans le graphe représente la variation du potentiel en fonction du Log (V) et l’insert en bas

représente la variation du courant en fonction de la variation de la vitesse.

La variation du signal d’oxydoréduction en fonction de la vitesse de balayage montre une augmentation du courant anodique et cathodique avec la fréquence de balayage. Cela montre que la différence entre les potentiels des pics anodiques aux basses et aux hautes vitesses de balayage (ΔEp) est inférieure à 0,2V dans les systèmes.

Ks est de l’ordre de 6 s^-1 où il est comparable avec celle obtenue avec le graphène pristine. Les différentes valeurs de Ks sont reportées dans le tableau ci-dessous.

On remarque que la création d’une série de défauts artificiels n’affecte pas la cinétique de transfert de charge mais il modifie la distribution des charges et ceci est en accord avec la SIE présentée précédemment.

Le nombre des sites (qui correspond à Ipc) est déduit à partir des fit (Τ (10^-10 mol .cm^-2) et il est reporté dans le tableau ci-dessous. Une augmentation d’un ordre de grandeur de T est enregistrée.

Ceci est probablement dû aux défauts créés en surface ce qui facilite comme souhaité un greffage plus important des molécules et donc améliore la sensibilité.

Le tableau ci-dessous récapitule les valeurs de la constante de transfert de charges au cours des réactions d’oxydoréduction. On peut également y lire les taux de recouvrements obtenus avec le graphène pristine et le graphène nanostructuré au cours de différentes étapes de construction du biocapteur.

Γ (mol .cm

^-2

) K

_s

(s

^-1

)

Gr Nano_Gr Gr Nano_Gr

Gr-EDA-Fc

_{4.8 .10}^-11 _{± 0.3 2.4}

.

10^-10 7.1 ± 2 6.2

Gr-EDA-Fc-ssDNA

_{3.4 .10}^-11 _{± 0.2 2.1}

.

10^-10 5.8 ± 0.8 3.1

Gr-EDA-Fc-dsDNA

_{2 .10}^-11 _{± 0.2 1.9 .10}^-10 6.1 ± 2 6.2

On remarque que la constante de transfert de charge est presque stable pour les deux configurations, tandis que pour le nombre des sites actifs (taux de recouvrement) a un gain d’un ordre de grandeur pour le graphène nanostructuré par rapport au graphène seul. On a essayé de comprendre ce gain des sites actifs. Presque 90 % des molécules sont greffées sur les bords des défauts artificiels créés comme illustré ci-dessous :

En résumé, le nombre des sites actifs produit sur le bord de tous les trous créent est

1,7 10

-10

mol .cm

-2

qui présentent presque 90 % du nombre total des molécules greffées sur l’échantillon du graphène nanostructuré (0,334 cm²).

Sachant que :

- La surface basal du graphène pristine : Sbasal = 0,5 cm² 

- Le diamètre de chaque trou est : 200 nm - Le nombre des trous dans 0.5 cm² : 3.12 10⁸

- La surface basal du graphène nanostructuré : Sbasal nano = 0,334 cm² - La surface générale du bord des trous : Sbord= 0,0013 cm²

Le nombre des sites actifs est donné par 

nano Gr :  nano Gr =  basal +  bord =  Gr (S basal nano / S basal) +  bord   bord=  nanoE-Gr -  Gr (S basal nano / S basal)   bord= 1,9 10 -10 - 2 10 -11 (0,334/0,5) = 1,7 10 -10 mol .cm -2

Conclusion

En conclusion, nous avons montré que le nombre des sites actifs qui sont présents sur la surface du transducteur nanostructuré régit la limite de détection de nos biocapteurs. La technologie de nanoimpression permet de créer des défauts artificiels de taille nanométrique dans le film épitaxial de graphène de manière suffisamment douce pour conserver les propriétés intrinsèques du matériau tout en améliorant grandement la limite de détection LOD.

L’objectif du travail présenté dans ce manuscrit était de développer des biopuces microfluidiques ultrasensibles pour la détection de deux maladies infectieuses (tuberculose et hépatite C). Les dispositifs microfluidiques qui ont été fabriqués sont à base de nanomatériaux carbonés innovants. Les nanotubes de carbones et les couches de graphène ont été nanodéposés sur des microélectrodes de travail grâce à des procédés de micro/nanofabrication sur des substrats plans qui ont ensuite été couplés avec des circuits fluidiques en PDMS.

Dans la première partie de ces travaux de recherche, nos efforts se sont axés sur l’optimisation de l’immobilisation de petits brins d’ADN. La détection se fait de manière électrochimique sans marquage, en se basant sur le signal d’une molécule de férrocène incorporée entre la biomolécule et le matériau carboné. Les matériaux carbonés utilisés (nanotubes et graphène) sont dotés d’une conductivité électronique élevée favorisant une amplification importante du signal électrochimique. Les limites de détection atteignent avec nos configurations optimisées des valeurs inférieures au femtomolaire. Notre approche technologique et notre maîtrise théoriques ont atteint leur sommet avec des dispositifs en graphène qui cumulent des records analytiques au niveau de la biodétection. En effet, c’est en raison d’un excellent transfert d’électrons (ce dernier est plus faible pour les nanotubes) avec le graphène qu’il a été possible d’obtenir des capteurs ultra-sensibles. Nous avons aussi étudié les comportements électrochimiques de ces assemblages organiques/inorganiques complexes afin de mieux comprendre les résultats expérimentaux obtenus lors d’expériences de microfluidique. A propos de la caractérisation des électrodes en graphène, c’est grâce à des mesures de SIE et au diagramme de Nyquist associé que l’on observe un comportement électrochimique quasi-parfait. Ces diagrammes de Nyquist et le schéma équivalent modélisé permettent d’aboutir à la détermination d’une résistance d’électrolyte Rs en série d’un circuit composé lui d’une résistance de transfert de charge Rct qui se trouve en parallèle avec une CDL. Cette CDL traduit une distribution de charges homogène sur toute la surface de l’électrode. Notons qu’il est assez rare qu’un matériau constituant une électrode, exhibe un demi-cercle parfait sans branche de Warburg. Ce résultat clef traduit le fait que la cinétique électrochimique est uniquement gouvernée par le transfert de charges ioniques (sans phénomène de diffusion). D’autre part, le spectre d’impédance avec des électrodes en nanotubes physisorbés impose l’introduction d’une CPE

(qui réprésente une capacité imparfaite) à la place de la C

DL

identifiée lors de la modélisation du schéma équivalent des électrodes de graphène. On l’explique par une distribution de charges hétérogène liée au dépôt désordonné des nanotubes. L’autre différence notoire entre ces matériaux carbonés vient du fait qu’à basse fréquence, une impédance de Warburg est observée, qui provient de la couche de diffusion δ caractéristique des phénomènes diffusifs lors du transport de masse.

D’un point de vue technologique, notre choix s’est porté sur le développement d’un premier prototypage en utilisant la technologie « verre/PDMS ». Cet assemblage offre la possibilité de fabriquer rapidement et sans moyens techniques avancés des dispositifs microfluidiques intégrant des canaux micrométriques alignés avec des microélectrodes. Cette stratégie facilite la production d’un bon nombre de dispositifs rigoureusement identiques favorisant ainsi la reproductibilité des mesures. Les dimensions micrométriques de nos puces et plus particulièrement celles des chambres réactionnelles contenant les électrodes, permettent de jouer avec la couche de diffusion dans le but d’amplifier au maximum le signal de détection en modulant les aspects diffusifs aboutissant à la formation du biocomplexe d’ADN (cible-analyte). Ces biocapteurs présentent une gamme dynamique de mesure importante ; ce qui nous laisse espérer qu’ils pourraient être utilisés pour du diagnostic clinique. Logiquement et afin d’apporter un aspect applicatif à ces travaux, nous avons souhaité démontrer expérimentalement la capacité de ces dispositifs miniaturisés à faire du diagnostic précoce (hépatite C et tuberculose). La détection rapide d’espèces biologiques fortement diluées dans un liquide biologique a donc été réalisée.

Finalement, l’utilisation de la technologie de nanoimpression douce assistée par UV, point d’orgue de ce doctorat, a été inclue pour la fabrication de matrices de défauts artificiels de taille nanométriques sur du graphène. Nous avons ici ciblé l’excellente réactivité des parois latérales du graphène et ainsi augmenté la surface spécifique sur laquelle se forment nos biocomplexes. Ce nouveau concept offre au biocapteur une détection encore plus sensible

(0.1 attoM) avec

seulement une augmentation d’un seul ordre de grandeur du nombre des sites actifs. Ce dernier résultat est logique, car le transport des charges est exacerbé dans le plan parallèle au feuillet de graphène. Cette stratégie nous a permis de réaliser la génération ultime de biocapteur structuré avec des caractéristiques analytiques jamais encore publiées.

Nous avons donc introduit un concept original et novateur d’immobilisation rapide de brins d’ADN permettant ainsi de réduire le temps d’analyse tout en exacerbant la sensibilité de détection. Nous avons grâce à la littérature spécialisée trouvé les explications nécessaires pour montrer qu’avec la combinaison d’un flux hydrodynamique important et des biocapteurs en matériau carboné biofonctionnalisé, il est possible d’abaisser drastiquement le seuil de détection. L’ensemble de ces résultats nous confortent dans l’idée que nos dispositifs microfluidiques ont toute leur place dans le cercle très fermé des dispositifs médicaux ultra-sensibles pour l’obtention de diagnostics précoces de maladies graves.

En résumé, ce travail, combinant recherche technologique et fondamentale a abouti à la réalisation et la caractérisation de biocapteurs miniaturisés d’ADN ultrasensibles.

Réduire les coûts de fabrication pour permettre au plus grand nombre d’entre nous d’avoir accès à ces dispositifs miniaturisés est une étape nécessaire au niveau de la recherche et du développement. C’est dans ce sens que nous sommes en train d’analyser résultats préliminaires, sur des nouveaux dispositifs intégrant du graphène CVD et des couches nanométriques en carbone dopé azote (9% mol/mol). On peut d’ores et déjà dire qu’ils sont redoutablement efficaces pour la détection des biomarqueurs de l’hépatite C et de la tuberculose. Le taux de transfert d’électrons au cours de réactions d’oxydoréduction est en effet de l’ordre 4 s^-1 avec le graphène CVD et 6 s^-1 avec le carbone dopé azote (9%).

Références bibliographiques:

(1) Rapp, B. E.; Gruhl, F. J.; Länge, K. Biosensors with Label-Free Detection Designed for Diagnostic Applications. Analytical and Bioanalytical Chemistry 2010, 398, 2403–2412.

(2) Huh, Y. S.; Chung, A. J.; Cordovez, B.; Erickson, D. Enhanced on-Chip SERS Based Biomolecular Detection Using Electrokinetically Active Microwells. Lab on a chip 2009, 9, 433–439.

(3) Plecis, a; Tazid, J.; Pallandre, a; Martinhon, P.; Deslouis, C.; Chen, Y.; Haghiri-Gosnet, a M. Flow Field Effect Transistors with Polarisable Interface for EOF Tunable Microfluidic Separation Devices. Lab on a chip 2010, 10, 1245–1253.

(4) Gubala, V.; Harris, L. F.; Ricco, A. J.; Tan, M. X.; Williams, D. E. Point of Care Diagnostics: Status and Future. Analytical chemistry 2012, 84, 487–515.

(5) Wang, Y.; Dostalek, J.; Knoll, W. Magnetic Nanoparticle-Enhanced Biosensor Based on Grating-Coupled Surface Plasmon Resonance. Analytical Chemistry 2011, 83, 6202–6207.

(6) Floris, A.; Staal, S.; Lenk, S.; Staijen, E.; Kohlheyer, D.; Eijkel, J.; van den Berg, A. A Prefilled, Ready-to-Use Electrophoresis Based Lab-on-a-Chip Device for Monitoring Lithium in Blood. Lab on a chip 2010, 10, 1799–1806.

(7) Méance, S.; Papin, K.; Gamby, J.; Aubry, G.; Kou, Q.; Haghiri-Gosnet, A.-M. An Integrated on Chip Organic Optical Source Based on Electrochemiluminescence. Microelectronic Engineering 2011, 88, 1798–1800.

(8) Chebil, S.; Hafaiedh, I.; Sauriat-Dorizon, H.; Jaffrezic-Renault, N.; Errachid, a.; Ali, Z.; Korri-Youssoufi, H. Electrochemical Detection of D-Dimer as Deep Vein Thrombosis Marker Using Single-Chain D-Dimer Antibody Immobilized on Functionalized Polypyrrole. Biosensors and Bioelectronics 2010, 26, 736–742.

(9) Ben-Yoav, H.; Dykstra, P. H.; Bentley, W. E.; Ghodssi, R. A Controlled Microfluidic

Electrochemical Lab-on-a-Chip for Label-Free Diffusion-Restricted DNA Hybridization Analysis. Biosensors and Bioelectronics 2015, 64, 579–585.

(10) Gervais, L.; De Rooij, N.; Delamarche, E. Microfluidic Chips for Point-of-Care Immunodiagnostics. Advanced Materials 2011, 23, H151–H176.

(11) Manz, A.; Graber, N.; Widmer, H. M. Miniaturized Total Chemical Analysis Systems: A Novel Concept for Chemical Sensing. Sensors and Actuators B: Chemical 1990, 1, 244–248.

(12) Harrison, D. J.; Manz, A.; Fan, Z.; Luedi, H.; Widmer, H. M. Capillary Electrophoresis and Sample Injection Systems Integrated on a Planar Glass Chip. Analytical Chemistry 1992, 64,

1926–1932.

(13) Harrison, D. J.; Fluri, K.; Seiler, K.; Fan, Z.; Effenhauser, C. S.; Manz, A. Micromachining a Miniaturized Capillary Electrophoresis-Based Chemical Analysis System on a Chip. Science 1993, 261, 895–897.

(14) Buechler, K. F. DIAGNOSTIC DEVICES FOR THE CONTROLLED MOVEMENT OF REAGENTS WITHOUT MEMBRANES. 5,458,852, 1995.

(15) Saenger, A. K.; Christenson, R. H. Stroke Biomarkers: Progress and Challenges for Diagnosis, Prognosis, Differentiation, and Treatment. Clinical Chemistry 2010, 56, 21–33.

(16) Cho, Y. K. Centrifugal Microfluidics. 15th International Conference on Miniaturized Systems for Chemistry and Life Sciences 2011, MicroTAS 2011 2011, 3, 1436–1441.

(17) Lee, B. S.; Lee, J.-N.; Park, J.-M.; Lee, J.-G.; Kim, S.; Cho, Y.-K.; Ko, C. A Fully Automated Immunoassay from Whole Blood on a Disc. Lab on a chip 2009, 9, 1548–1555.

(18) Kim, T.-H.; Abi-Samra, K.; Sunkara, V.; Park, D.-K.; Amasia, M.; Kim, N.; Kim, J.; Kim, H.; Madou, M.; Cho, Y.-K. Flow-Enhanced Electrochemical Immunosensors on Centrifugal Microfluidic Platforms. Lab on a chip 2013, 13, 3747–3754.

(19) Chan, C. P. Y.; Mak, W. C.; Cheung, K. Y.; Sin, K. K.; Yu, C. M.; Rainer, T. H.; Renneberg, R. Evidence-Based Point-of-Care Diagnostics: Current Status and Emerging Technologies. Annual review of analytical chemistry (Palo Alto, Calif.) 2013, 6, 191–211.

(20) Fang, X.; Liu, Y.; Kong, J.; Jiang, X. Loop-Mediated Isothermal Amplification Integrated on Microfluidic Chips for Point-of-Care Quantitative Detection of Pathogens. Anal Chem 2010, 82, 3002–3006.

(21) Dou, M.; Li, X.; Sanchez, J.; Scott, G. A Versatile PDMS/Paper Hybrid Micro Fl Uidic Platform for Sensitive Infectious Disease Diagnosis. Anal Chem 2014, 86, 7978–7986.

(22) Liu, D.; Liang, G.; Zhang, Q.; Chen, B. Detection of Mycobacterium Tuberculosis Using a Capillary-Array Microsystem with Integrated DNA Extraction, Loop-Mediated Isothermal Ampli Fi Cation, and Fluorescence Detection. 2013, 6–12.

(23) Wong, K. H. K.; Chan, J. M.; Kamm, R. D.; Tien, J. Microfluidic Models of Vascular Functions. Annual Review of Biomedical Engineering 2012, 14, 205–230.

(25) Li, L.; Du, W.; Ismagilov, R. User-Loaded SlipChip for Equipment-Free Multiplexed Nanoliter-Scale Experiments. Journal of the American Chemical Society 2010, 132, 106–111.

(26) Hartman, M. R.; Ruiz, R. C. H.; Hamada, S.; Xu, C.; Yancey, K. G.; Yu, Y.; Han, W.; Luo, D. Point-of-Care Nucleic Acid Detection Using Nanotechnology. Nanoscale 2013, 5, 10141–10154.

(27) Watson, J. D.; Crick, F. H. The Structure of DNA. Cold Spring Harbor symposia on quantitative biology 1953, 18, 123–131.

(28) Kwok, S.; Higuchi, R. Avoiding False Positives with PCR. Nature 1989.

(29) Doi, H.; Takahara, T.; Minamoto, T.; Matsuhashi, S.; Uchii, K.; Yamanaka, H. Droplet Digital Polymerase Chain Reaction (PCR) Outperforms Real-Time PCR in the Detection of

Environmental DNA from an Invasive Fish Species. Environmental Science & Technology 2015, 150420141853003.

(30) Tan, S. C.; Yiap, B. C. DNA, RNA, and Protein Extraction: The Past and the Present. Journal of Biomedicine and Biotechnology 2009, 2009.

(31) Saiki, R.; Scharf, S.; Faloona, F.; Mullis, K.; Horn, G.; Erlich, H.; Arnheim, N. Enzymatic

Amplification of Beta-Globin Genomic Sequences and Restriction Site Analysis for Diagnosis of Sickle Cell Anemia. Science, 1985, 230, 1350–1354.

(32) Mullis, K.; Faloona, F.; Scharf, S.; Saiki, R.; Horn, G.; Erlich, H. Specific Enzymatic Amplification of DNA in Vitro: The Polymerase Chain Reaction. Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology, 1986, 51, 263–273.

(33) Saiki, R.; Scharf, S.; Faloona, F.; Mullis, K.; Horn, G.; Erlich, H.; Arnheim, N. Enzymatic

Amplification of Beta-Globin Genomic Sequences and Restriction Site Analysis for Diagnosis of Sickle Cell Anemia. Science, 1985, 230, 1350–1354.

(34) Saiki, R. K.; Gelfand, D. H.; Stoffel, S.; Scharf, S. J.; Higuchi, R.; Horn, G. T.; Mullis, K. B.; Erlich, H. a. Primer-Directed Enzymatic Amplification of DNA with a Thermostable DNA Polymerase. Science (New York, N.Y.) 1988, 239, 487–491.

(35) Mao, X.; Xu, H.; Zeng, Q.; Liu, G. Molecular Beacon-Functionalized Gold Nanoparticles as Probes in Dry-Reagent Strip Biosensor for DNA Analysisw. 2009, 81, 3065–3067.

(36) Ohashi, T.; Mawatari, K.; Sato, K.; Tokeshi, M.; Kitamori, T. A Micro-ELISA System for the Rapid and Sensitive Measurement of Total and Specific Immunoglobulin E and Clinical Application to Allergy Diagnosis. Lab on a chip 2009, 9, 991–995.

(37) Cesaro-Tadic, S.; Dernick, G.; Juncker, D.; Buurman, G.; Kropshofer, H.; Michel, B.; Fattinger, C.; Delamarche, E. High-Sensitivity Miniaturized Immunoassays for Tumor Necrosis Factor ? Using Microfluidic Systems. Lab on a Chip 2004, 4, 563.

(38) Bernard, a.; Michel, B.; Delamarche, E. Micromosaic Immunoassays. Analytical Chemistry 2001, 73, 8–12.

(39) Mairal, T.; Frese, I.; Llaudet, E.; Redondo, C. B.; Katakis, I.; von Germar, F.; Drese, K.; O’ Sullivan, C. K. Microfluorimeter with Disposable Polymer Chip for Detection of Coeliac Disease Toxic Gliadin. Lab on a chip 2009, 9, 3535–3542.

(40) Tamanaha, C. R.; Mulvaney, S. P.; Rife, J. C.; Whitman, L. J. Magnetic Labeling, Detection, and System Integration. Biosensors and Bioelectronics 2008, 24, 1–13.

(41) Konry, T.; Bale, S. S.; Bhushan, A.; Shen, K.; Seker, E.; Polyak, B.; Yarmush, M. Particles and Microfluidics Merged: Perspectives of Highly Sensitive Diagnostic Detection. Microchimica Acta 2012, 176, 251–269.

(42) Bruls, D. M.; Evers, T. H.; Kahlman, J. a H.; van Lankvelt, P. J. W.; Ovsyanko, M.; Pelssers, E. G. M.; Schleipen, J. J. H. B.; de Theije, F. K.; Verschuren, C. a; van der Wijk, T.; et al. Rapid Integrated Biosensor for Multiplexed Immunoassays Based on Actuated Magnetic Nanoparticles. Lab on a chip 2009, 9, 3504–3510.

(43) Cooper, M. a. Optical Biosensors in Drug Discovery. Nature reviews. Drug discovery 2002, 1, 515–528.

(44) Parriaux, O.; Sixt, P. Sensitivity Optimization of a Grating Coupled Evanescent Wave Immunosensor. Sensors and Actuators B: Chemical 1995, 29, 289–292.

(45) Lu, J.; Wang, W.; Wang, S.; Shan, X.; Li, J.; Tao, N. Plasmonic-Based Electrochemical Impedance Spectroscopy: Application to Molecular Binding. Analytical Chemistry 2012, 84, 327–333.

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