La méthylation

L’histone la plus méthylée est l’histone H3, suivie par l’histone H4. La méthylation des histones peut se faire sur les lysines (L) par mono-, di-, ou tri- méthylation ou sur les arginines par mono et diméthylation. Les conséquences biologiques de la méthylation d’une lysine sont différentes selon que le résidu modifié se trouve mono-, di-, ou tri-méthylé (Santos-Rosa et al., 2002; Wang et al., 2003). De plus, la méthylation des lysines peut être associée soit à une activation soit à une répression transcriptionnelle selon la position du résidu qui se trouve méthylé (Martin and Zhang, 2005).

La méthylation des histones est due à l’action des histones méthyltransférases (HMT). Elles sont regroupées en deux classes, celles qui méthylent les arginines (PRMT) et celles qui méthylent les lysines (HKMT). Les HKMT possèdent toutes un domaine conservé appelé domaine « SET », à l’exception de Dot1, et sont impliquées dans de nombreux processus biologiques, tels que l’activation ou la répression des gènes (Jenuwein and Allis, 2001). La spécificité de l’action des HKMT, ainsi que le nombre de groupements méthyl ajoutés dépend de la nature de chaque enzyme et de la présence de certains cofacteurs. Plus d’une vingtaine de lysine methyltransférases (Qian and Zhou, 2006) et une dizaine d’arginine methyltransférases (Krause et al., 2007) ont été identifiées.

Il a longtemps été admis que la méthylation des histones était un processus irréversible. Mais la découverte dans les années 2000 de deux familles de lysines déméthylases a modifié ce dogme (Figure 9).

En 2004, la première protéine de la classe des histones déméthylases contenant un domaine amine oxydase fut découverte. Il s’agissait de la déméthylase LSD1 qui seule, déméthyle spécifiquement H3K4me1 et H3K4me2, des marques de la chromatine transcriptionnellement

Figure 9. Dynamique de méthylation des lysines des histones

Les méthyltransférases et déméthylases des lysines de chaque histone H3 et H4 sont indiquées. La déméthylase de l’histone H4 n’est pas encore connue. (D’après Trojer and Reinberg, 2006 )

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active, agissant ainsi comme répresseur transcriptionnel (Shi et al., 2004). En revanche, lorsque LSD1 se complexe avec le récepteur aux androgènes AR, il permet la déméthylation de H3K9me1 et H3K9me2 (Metzger et al., 2005).

En 2006, une nouvelle protéine, appartenant à une deuxième classe de déméthylase possédant un domaine JmjC (jumonji), est identifiée. Il s’agit de la déméthylase JHDM1A, qui déméthyle spécifiquement H3K36me1/2 (Tsukada et al., 2006).

Cette deuxième famille de déméthylases permet la déméthylation de lysines tri–méthylées, réaction que LSD1 n'est pas capable de catalyser. La protéine JMJD2A permet notamment la déméthylation spécifique de H3K9me3 (Whetstine et al., 2006).

Enfin, la seule enzyme connue pour déméthyler les arginines est PAD4 (peptidyl arginine deiminase 4), qui convertit l’arginine méthylée en citruline (Wang et al., 2004).

2.2. L’acétylation

L’acétylation des lysines sur les parties N-terminales des histones est associée à l'activation de la transcription (Allegra et al., 1987; Tse et al., 1998). Il a été proposé que l’acétylation des histones pouvait altérer les interactions électrostatiques liant l’ADN aux histones, conduisant à une ouverture du nucléosome qui deviendrait ainsi favorable à la transcription (Freitas et al., 2004). Cette idée est soutenue par l’observation que les histones acétylés sont plus facilement dissociées de l’ADN in vivo (Reinke and Horz, 2003) et in vitro (Hassan and Zempleni, 2006). En plus de la queue N-terminale, des lysines du domaine globulaire peuvent aussi être acétylées : l'acétylation d'une lysine du domaine de coeur de H3 (K56) a été récemment identifiée (Han et al., 2007).

L’acétylation des histones est catalysée par les HAT (histones acétyltransferases) qui utilisent le co-enzyme A comme substrat pour acétyler des résidus lysines spécifiques sur les histones. Il existe deux différents types de HAT. Les HAT de type A, nucléaires, sont responsables de l’acétylation des histones et sont directement impliquées dans la régulation de l’assemblage de la chromatine et la transcription des gènes (Carrozza et al., 2003). Les HAT de type B, cytoplasmiques, catalysent l’acétylation des histones dans le cytoplasme, particulièrement au niveau des lysines 5 et 12 de H4, avant leur dépôt sur la chromatine (Parthun et al., 1996) (Verreault et al., 1998).

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Basée sur leur similarité de séquence, les HAT sont organisées en 3 familles majeures: GNAT, P300 et MYST, avec chacune des spécificités de substrat (Figure 10 A).

La déacétylation des histones est catalysée par des protéines possédant une activité de déacétylation des histones. On peut distinguer la famille des HDAC (histones déacétylases) requérant l’ion Zn2+ pour fonctionner et regroupée en trois classes (classe I, II et IV) (Figure 10 B) ainsi que la famille des SIR2, dépendant du cofacteur NAD+et formant la classe III (de Ruijter et al., 2003; Khochbin et al., 2001).

Les membres de la classe I sont exclusivement localisés dans le noyau (à l’exception de HDAC3 (Takami and Nakayama, 2000)) alors que ceux de la classe II transitent entre le cytoplasme et le noyau.

HDAC11 est le seul membre de la classe IV : bien qu’il possède une activité de déacétylation des histones in vitro, sa faible homologie de séquence avec les autres HDAC le rend inclassable dans les classes I et II (Gao et al., 2002).

Les HDAC sont impliquées dans de nombreuses voies de signalisation et sont présentes dans de nombreux complexes, tels que Sin3/HDAC et NuRD/Mi2/NRD pour HDAC1 et HDAC2 (Knoepfler and Eisenman, 1999).

2.3. L’ubiquitination

La mono-ubiquitination consiste en l’accrochage sur une lysine d’un peptide très conservé de 76 résidus appelé ubiquitine (Moore et al., 2002). Contrairement à la poly-ubiquitination, la mono-ubiquitination des histones ne semble pas conduire à la dégradation de la protéine modifiée. L’ubiquitination des histones touche principalement H2A et H2B bien que H3 soit également ubiquitinée dans les spermatides allongées (Moore et al., 2002). L'ubiquitination constitue une modification post-transcriptionnelle essentielle pour la transition histone- protamine (Sassone-Corsi, 2002). En effet, l’invalidation de HR6 chez la souris, un gène codant une enzyme catalysant l’ubiquitination de H2B, entraîne une stérilité mâle avec des défauts de spermiogenèse suggérant un problème de condensation de la chromatine (Roest et al., 1996).

Figure 10. Dynamique d’acétylation des histones

A

B

A. Les trois familles majeurs d’histones acétyltransférases. Pour chacune des trois familles, il est indiqué son nom, sa spécificité de substrat ainsi que les complexes connues auquels chaque protéine s’associe. GNAT= Gcn5-related N-acetyltransferase; MYST= MOZ, Ybf2/Sas3, Sas2, Tip60. (D’après Berndsen and Denu, 2008)

B. Les histones déacétylases. Les histones déacétylases sont regroupées en 4 classes, selon leur homologie de séquence avec les protéines de

la levure. Les domaine catalytiques sont représentés en couleur. (D’après Bolden et al, 2006)

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2.4. La phosphorylation

La majorité des travaux effectués sur cette modification ont été réalisés sur la sérine 10 de l’histone H3. Chez la levure Saccharomyces cerevisiae, la phosphorylation se produit lors de l’activation transcriptionnelle et durant la condensation des chromosomes mitotiques (Berger, 2002). La phosphorylation des histones joue également un rôle dans la réparation de l’ADN ayant subi des cassures doubles brins. Chez la levure, Mec1 phosphoryle la sérine 129 de l’histone H2A en réponse à certains dommages de l’ADN (Downs et al., 2000). Le résidu 139 de l’histone variant H2A.X est ciblé par une kinase ATM/ATR dans des conditions similaires chez les mammifères (Redon et al., 2002). D’autres résidus des histones peuvent être phosphorylés, notamment la sérine 28 de H3, la sérine 14 de H2B, ainsi que les sérines 1 de H4 et de H2A.

2.5. L’ADP-ribosylation

La mono-ADP-ribosylation est une modification post-traductionnelle mal connue dont les conséquences biologiques ne sont pas bien comprises. Les histones peuvent être mono- (par les mono-ADP-ribosyltransférases (MARTS)) ou poly-ADP ribosylés (par les poly-ADP- ribose polymérases (PARPs)).

La famille des PARP compte 17 membres qui catalysent le transfert séquentiel d’ADP-ribose sur des acides glutamiques ou acides asparagiques, en utilisant le NAD+ comme cofacteur (Schreiber et al., 2006).

PARP1, une poly-ADP-ribose polymérase, est l’enzyme la plus étudiée. PARP1 est un senseur des dommages à l’ADN, et joue un rôle dans l’organisation spatiale et temporelle de la réparation (de Murcia et al., 1997; Wang et al., 1997). Les souris déficientes en PARP1sont plus sensibles aux agents causant des dommages à l’ADN tels que les rayons ionisants.

2.6. La biotinylation

Cette modification post-traductionnelles des histones a été découverte au début de la décennie (Stanley et coll, 2001). La réaction de biotinylation permet de fixer un résidu biotine sur une lysine par l’intermédiaire de biotinidase ou de holocarboxylase synthetase (HCS)

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(Narang et al., 2004). Les biotinidases utilisent la biocytine comme substrat tandis que les HCS utilisent la biotine et l’ATP.

Les lysines K4, K9 et K18 de l’histone H3 ainsi que les lysines K8 et K12 de l’histone H4 ont été identifiées comme des sites de biotinylation (Camporeale et al., 2004).

2.7. La sumolyation

Les protéines SUMO (Small ubiquitin-related modifier) sont très proches de par leur taille et leur structure à l’ubiquitine.

Shiio et Eisenman ont montré que l’histone H4 est sumoylée in vivo et in vitro. De plus, ils montrent que cette sumoylation entraîne une répression transcriptionnelle par recrutement de HDAC et de la protéine HP1(Shiio and Eisenman, 2003).

2.8. Le code histone

Chez l’homme, on compte plus de cinquante résidus modifiables au sein des histones, certains de ces acides aminés pouvant l’être de plusieurs manières, donnant au total une estimation de plus d’un milliard de milliard de combinaisons possibles !

Mais certaines de ces combinaisons semblent préférentiellement se produire. En effet, ces modifications ont une influence les unes sur les autres lorsqu’elles sont présentes sur une même queue d’histone. Par exemple, l’acétylation de H3K4, une marque de la chromatine transcriptionellement active, inhibe la méthylation de H3K9, une marque de l’hétérochromatine.

De plus, elles auraient également des influences sur d’autres modifications en trans, c'est-à- dire positionnées sur d’autres histones. En effet, l’ubiquitinylation de la lysine 123 de H2B stimulerait la méthylation des lysines 4 et 79 de H3 (Briggs et al., 2002).

La combinaison spécifique de ces marques crée ainsi le « code des histones ».

L’hypothèse du code histone propose que ces combinaisons spécifiques de modifications d’histones définissent un signal. Elles servent ainsi de langage intermédiaire entre les histones et les activités du génome, afin d’assigner une fonction à une structure ou une région particulière de la chromatine (Strahl and Allis, 2000).

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