La famille UGT1A

Le locus du gène UGT1A contient un total de 18 exons. Treize de ceux-ci sont des exons 1 alternatifs dont quatre d’entre eux sont des pseudogènes (1A2p, 1A11p, 1A12p et 1A13p). Donc, neuf exons 1 alternatifs sont disponibles pour la synthèse des enzymes : 1A1, 1A3, 1A4, 1A5, 1A6, 1A7, 1A8, 1A9 et 1A10 (Ritter et al. 1992; Gong et al. 2001). Il est à noter que chacun des exons 1 possèdent son propre promoteur, ce qui garantit une diversité chez les UGT1A. Le reste du gène est quant à lui composé de quatre exons communs, exon 2-5 (Ritter et al. 1992; Gong et al. 2001). Il a aussi été démontré qu’il y a un évènement d’épissage en 3’ du gène. En effet, un exon alternatif appelé 5b a été découvert dans l’intron 4, soit entre l’exon 4 et l’exon 5 classique maintenant nommé 5a (Levesque et al. 2007). L’exon 5a est connu pour être responsable de la partie transmembranaire de l’enzyme tandis que l’exon 5b est dépourvu de ce domaine (Levesque et al. 2007). Afin de différencier chacun de ces évènements d’épissage en 3’, une nouvelle nomenclature a été suggérée. Les enzymes issues de l’exon 5 classique, c’est-à-dire 5a, se nomment isoformes 1 (i1) et ceux de l’exon 5b se nomment isoformes 2 (i2). Il est donc possible d’obtenir 27 transcrits différents qui permettent la synthèse de 18 enzymes, soit neuf enzymes classiques (i1) et neuf enzymes i2 (Girard et al. 2007; Levesque et al. 2007) (Figure 7). Par exemple, il est possible d’obtenir trois variants pour l’UGT1A1 (Girard et al. 2007). Premièrement, il y a le variant 1 (v1) qui contient l’exon 5a et qui permet la synthèse de l’isoforme 1. Il y a ensuite le variant 2 (v2), c’est-à-dire celui qui contient l’exon 5b. Puis, le variant 3 (v3) qui contient à la fois l’exon 5a et 5b. Comme l’exon 5b contient un codon stop, la protéine issue de ce dernier variant est la même que celle du v2, c’est-à-dire l’isoforme 2. Les premières études fonctionnelles des i2 ont permis de démontrer qu’elles ne possèdent pas d’activité enzymatique avec l’UDPGA même si elles

conservent la capacité de se lier aux substrats et aux co-substrats. De plus, les i2 possèdent un rôle de modulateur négatif sur l’activité de glucuronidation de la forme active (Girard et al. 2007; Levesque et al. 2007; Bellemare et al. 2010c). Des études subséquentes ont aussi démontré que l’activité inhibitrice de i2 n’est pas le fruit d’une compétition entre la forme active et inactive pour le co-substrat et le substrat, mais plutôt le résultat d’une interaction protéine-protéine et que chaque isoenzyme des UGT1A peut former un oligomère avec toutes les isoformes i1 et i2 des différents membres UGT1A (Bellemare et al. 2010a; Bellemare et al. 2010b). Toutefois, le(s) domaine(s) impliqué(s) dans cette oligomérisation n’est(ne sont) pas encore connu(s).

Figure 7. Évènements d'épissage en 3’ au locus UGT1A

L’évènement d’épissage en 3’ mène à trois transcrits différents : v1 (exon 5a), v2 (exon 5b) et v3 (exon 5a+5b). Ces différents transcrits permettent la synthèse de deux isoformes, c’est-à-dire la protéine classique ou isoforme 1 (i1) qui est issue de l’exon 5a et l’isoforme 2 (i2) qui correspond à la forme inactive provenant de l’exon 5b. Il est à noter que l’exon 5b possède un codon stop à son extrémité 3’, ce qui explique que le v2 et v3 permettent la synthèse de l’isoforme i2. Au total, 27 transcrits d’épissage sont possibles permettant la synthèse de 18 protéines. Figure adaptée de Girard et al. 2007.

2.1.2.1. Structure et localisation

Les UDP-glucuronosyltransférases sont des enzymes transmembranaires de type 1, c’est-à-dire qu’elles sont ancrées dans la membrane via une hélice α et que leur domaine N- terminal est situé dans la lumière de l’organelle contrairement au domaine C-terminal qui se situe dans le cytoplasme. Elles se localisent principalement dans la lumière du réticulum endoplasmique, mais elles sont aussi connues pour se localiser à la membrane nucléaire (Tephly and Burchell 1990; Ouzzine et al. 1999). Leur structure primaire se divise en deux parties, une partie variable en N-terminale qui est responsable de la liaison du substrat et une partie commune en C-terminale qui permet la liaison du co-substrat (Figure 8). Lors de leur synthèse, les UGT1A sont composées de 530 acides aminés. Toutefois, dès leur entrée au réticulum endoplasmique, une courte séquence est coupée, le peptide signal (PS), permettant d’avoir une séquence finale d’environ 505 acides aminés pour une masse moléculaire de 50-60 kDa (Mackenzie and Owens 1984; Finel and Kurkela 2008). Le PS est la séquence se trouvant à l’extrémité N-terminale. Cette courte séquence d’environ 20 acides aminés est connue pour permettre la localisation d’une protéine à son compartiment. Cependant, il a été démontré que le peptide signal peut aussi être impliqué dans le repliement des UGT. En effet, Seppen et collaborateurs ont démontré qu’un polymorphisme d’un seul nucléotide (SNP) localisé dans la région responsable de la traduction du PS affecte l’activité enzymatique de l’UGT1A1 (Seppen et al. 1996). Quelques années plus tard, des chercheurs ont démontré que cette UGT1A1 mutante est bel et bien localisée au réticulum endoplasmique mais, via la face externe, ce qui amène la protéine à être dégradée (Ohnishi and Emi 2003). Un domaine de liaison au substrat issu de l’exon 1 est aussi localisé en N-terminal. De plus, un motif hydrophobe d’environ 20 acides aminés a été découvert dans cette région. Ce microdomaine appelé microrégion A (MRA) a été découvert à l’aide d’analyses in silico qui ont permis de situer une hélice alpha entre les résidus 159 et 177 de l’UGT1A1 (Ciotti et al. 1998). Des études subséquentes ont permis de démontrer que ce motif est essentiel à la glucuronidation de la bilirubine par l’UGT1A1 (Ritter et al. 1993; Ciotti et al. 1998; Ghosh et al. 2005). Il a aussi été démontré que le MRA est conservé chez d’autres UGT comme l’UGT1A3, 1A4, 1A5 et 1A6 (Ciotti et al. 1998).

On retrouve dans la région C-terminale une séquence peptidique qui est conservée chez les UGT1A, c’est-à-dire un domaine de liaison au co-substrat (Meech and Mackenzie 1997a). Ce domaine possède aussi une séquence de 50 acides aminés représentant la séquence signature. Finalement, les exons 5a ou 5b terminent la partie C-terminale de la structure des UGT1A (Girard et al. 2007; Levesque et al. 2007). L’usage de l’exon 5a ou de 5b permet l’obtention d’une séquence différente en C-terminal. L’exon 5b engendre une séquence de 10 acides aminés (RKKQQSGRQM) contrairement à l’exon 5a qui est de 99 acides aminés (Levesque et al. 2007). Cette forme tronquée de i1 ne possède pas de domaine transmembranaire. Toutefois, les UGT1A_i2 possèdent un motif dilysine (KKXX) tout comme les UGT1A_i1 (KXKXX), ce qui permet une rétention au réticulum endoplasmique (Kinosaki et al. 1993; Meech and Mackenzie 1998; Girard et al. 2007; Magdalou et al. 2010).

Figure 8. Structures primaires et tertiaires des isoformes i1 et i2

La séquence primaire des UGT1A est divisée en deux parties, une partie N-terminale qui correspond à la région variable, plus précisément le domaine de liaison aux substrats et une partie C-terminale correspondant à la région conservée, c’est-à-dire le domaine de liaison aux co-substrats. À l’extrémité de cette dernière, une séquence variable est observable selon l’isoforme i1 ou i2. Dans le cas de l’isoforme i1, une séquence de 99 acides aminés est présente contenant un domaine transmembranaire, contrairement à l’isoforme i2 qui est

seulement composé de 10 acides aminés, et ce, sans domaine transmembranaire. Figure adaptée de Girard et al. 2007.

2.1.2.2. Expression tissulaire

Les UGT se localisent dans de nombreux tissus mais, principalement dans le foie, un centre de détoxification majeur, mise à part l’UGT1A8, 1A7 et 1A10 que l’on retrouve seulement dans les tissus extrahépatiques comme le système gastro-intestinal (Strassburg et al. 1997; Strassburg et al. 1998). Les différents résultats obtenus au courant des dernières années ont démontré que les différents UGT1A possèdent un patron d’expression différentiel selon le tissu, et ce, grâce au promoteur unique de chaque exon 1 alternatif (Beaulieu et al. 1998; Strassburg et al. 1998; Strassburg et al. 1999; King et al. 2000; Nakamura et al. 2008; Ohno and Nakajin 2009; Court et al. 2012; Harbourt et al. 2012) (Figure 11). Par exemple, l’UGT1A9 est celle qui est la plus exprimée dans le rein contrairement à l’UGT1A1 qui est absente des reins, mais fortement exprimée dans le foie. Il est donc possible d’observer une expression différentielle de chaque UGT1A selon le tissu. Il en est de même pour chaque isoforme i1 et i2 des UGT1A. En effet, Girard et collaborateurs ont démontré que le patron d’expression des i1 est différent de celui de i2 (Girard et al. 2007). Par exemple, l’UGT1A6_i2 est retrouvée dans le rein tout comme l’isoforme i1. Toutefois, dans le tissu colorectal et le tissu hépatique, la forme i2 n’est pas présente. Il en est aussi de même pour l’UGT1A3 où l’isoforme i2 est absente du tissu intestinal et de l’œsophage tandis qu’elle est présente dans le foie et les reins. En somme, chaque UGT semble jouer un rôle qui lui est spécifique comme le montrent les différents patrons d’expression. Toutefois, contrairement à chaque isoenzyme qui possède une expression tissulaire différentielle grâce à son promoteur, rien n’est encore connu en ce qui a trait à l’expression ou à l’induction différentielle des formes d’épissage des UGT1A.

Figure 9. Distribution tissulaire des différents membres UGT1A et UGT2B

Les UGT1A et les UGT2B sont fortement exprimées dans le système gastro-intestinal et dans le foie, le principal centre de détoxification de l’organisme.