La fécondation et le développement embryonnaire précoce

Lorsque l'ovocyte est retiré de son follicule, dans certains cas, il a la possibilité de reprendre la méiose spontanément. La fusion d‟un spermatozoïde et d‟un ovule entraîne l'expulsion du 2e globule polaire, ainsi que la formation du zygote qui possède le contenu génétique de ces deux cellules germinales et qui est capable de se développer en un embryon viable.

Après l‟ovulation, le complexe cumulus-ovocyte (COC) mature est capté par les cils de l‟infundibulum de l‟oviducte où il est déplacé pour la fécondation (Talbot et al., 2003). L'adhésion entre la matrice de cellules du cumulus et les cils est essentielle pour déplacer le COC sur la surface de l'infundibulum (Talbot et al., 2003 ; Kölle et al., 2009). Cependant, Kölle et al. (2009) ont observé que l‟adhésion du COC à l'épithélium de l‟oviducte est dépendante de la maturation. Ils ont démontré l‟importance des cellules du cumulus, car le COC qui est immature ou dénudé n‟est pas attaché à l‟épithélium de l‟oviducte. Cela démontre que l‟oviducte est un lieu de sélection pour les ovocytes capables d‟être fécondés (Talbot et al., 2003). Une fois que le COC entre dans l‟ampoule, il est rapidement attaché à

13 l‟épithélium de l‟oviducte qui sera le lieu de la fécondation (Talbot et al., 2003; Kölle et

al., 2009).

Les gamètes mâles sont déposés dans le tractus vaginal où ils sont aussi déplacés jusqu‟au lieu de la fécondation (Talbot et al., 2003). Des milliers de spermatozoïdes atteignent l‟utérus après l‟éjaculation, mais seulement des milliers atteignent l'isthme de l'oviducte pour la fécondation (Van Soom et de Kruif., 1998). La transformation des spermatozoïdes qui permet d‟acquérir leur pouvoir fécondant est défini comme la capacitation. Ceci est un effet combiné de plusieurs modifications moléculaires des protéines de la membrane plasmique des spermatozoïdes (glycoprotéines) et des composants lipidiques qui modifient les canaux ioniques dans la membrane plasmique des spermatozoïdes (Abou-Haila et Tulsiani, 2000).

Chez les mammifères, il y a deux barrières anatomiques de l‟utérus pour la sélection des spermatozoïdes mobiles et vigoureux. Le cervix est la première grande barrière qui sert à la sélection du sperme, car seuls les spermatozoïdes mobiles peuvent passer dans le mucus cervical fortement hydraté (Kölle et al., 2010). Chez la vache, le transport des spermatozoïdes dans l'utérus est soutenu par les vagues de contractions des muscles lisses utérins, cette activité contractile est forte pendant l'œstrus, alors que pendant la phase lutéale, les contractions sont faibles et localisées (Talbot et al., 2003).

Le deuxième obstacle anatomique est la jonction utéro-tubaire (JUT). Chez la plupart des mammifères, la lumière est particulièrement tortueuse et étroite et peut devenir encore plus petite en raison d‟un fort repli muqueux et/ou vasculaire du plexus et des ligaments qui compriment la lumière (Hawk, 1983). De plus, le passage des spermatozoïdes est empêché par le mucus qui rempli le lumen étroit ou le JUT ce qui explique pourquoi seulement quelques milliers de spermatozoïdes atteignent l'isthme (Kölle et al., 2010).

La fécondation comprend une série d'événements qui ont comme résultat la fusion des gamètes mâles et femelles. Kölle et al. (2009) ont observé que les COC ont perdu une grande part des cellules du cumulus après l‟ovulation lors de leur déplacement jusqu‟à

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l'isthme de l'oviducte. Ainsi, le spermatozoïde peut être en contact avec les cellules du cumulus restant et avec la surface de la ZP de l‟ovocyte (Talbot et al. 2003 ; Kölle et al., 2009). De cette façon, les cellules du cumulus peuvent agir comme un filtre physiologique puisque le sperme qui a déjà terminé la réaction acrosomique (RA) est piégé à son bord externe (Florman et al., 1999). Il est suggéré que le sperme subisse la RA à la marge extérieure du cumulus oophorus. En effet, des observations indiquent que les cellules du cumulus sont intégrées au sein d'un acide hyaluronique riche et extracellulaire de la matrice, présentant ainsi une barrière physique aux spermatozoïdes (Florman et al., 1999). Le sperme a ainsi une activité hyaluronidase qui est libérée à la suite de la RA (Florman et

al., 1999; Talbot et al., 2003).

La RA implique une série d‟événements cellulaires : fusion entre la membrane plasmatique et la membrane acrosomique externe, dispersion de la matrice acrosomale et exposition de la membrane externe laquelle est une membrane de surface (Hyttel et al., 1989). Un certain nombre d'inducteurs physiologiques et non physiologiques peuvent réguler la RA. Il s'agit notamment de la progestérone, du liquide folliculaire et des sécrétions des cellules du cumulus contenant des prostaglandines, des sulfates de stérol, des glycosaminoglycanes et des néoglycoprotéines (Abou-Haila et Tulsiani, 2000).

Toutefois, l‟interaction avec la ZP (la couche extracellulaire de l'ovule) est aussi vitale pour déclencher la RA (Abou-Haila et Tulsiani, 2000, Sinowatz et al., 2001). L'interaction entre les gamètes lors de la fécondation est au moins en partie régulée par des groupements glucidiques de la ZP et par des glycoprotéines de liaison de la surface des spermatozoïdes (Sinowatz et al., 2001). La plupart des mammifères ont une ZP composée de trois à quatre glycoprotéines, appelées ZP1, ZP2, ZP3 et ZP4 (Sinowatz et al., 2001). Florman et al. (1999) et Abou-Haila et Tulsani (2000) ont suggéré que ZP3 est le composant critique pour l‟interaction des gamètes et participe à la capacitation des spermatozoïdes. Abou-Haila et Tulsani (2000) ont décrit que ZP3 peut fusionner la membrane plasmique des spermatozoïdes et la membrane externe de l‟acrosome dans plusieurs sites de la région antérieure de la tête du spermatozoïde. Florman et al. (1999) ont décrit aussi que ZP3

15 présente plusieurs caractéristiques d'adhésion avec le spermatozoïde. L‟ovocyte peut ainsi se lier aux spermatozoïdes de façon intégrale et inhiber l'adhérence des autres gamètes compétitifs. Un autre changement important que déclenche la RA est une augmentation du pH intracellulaire du spermatozoïde. Cette hausse est régulée entre autres par les canaux ioniques de Ca2+ sur la membrane plasmique des spermatozoïdes et de la membrane externe acrosome (Abou-Haila et Tulsiani, 2000).

La recherche scientifique a bien documenté les événements de la fécondation en conditions de culture in vitro chez les bovins. Saeki et al. (1991) ont observé que la première évidence de pénétration des spermatozoïdes dans les ovocytes a été observée à 3 hpf mais le taux de pénétration s‟accroît jusqu'à 5 hpf avec un taux maximum (92 %). En plus, ils ont aussi déterminé que la formation pronucléaire a été observée à 9 hpf (Saeki et al., 1991). Dans une autre étude, Van Soom et al. (1992) ont déterminé que la formation d'embryons au stade pronucléaire se produit entre 18 à 20 hpf. Cette différence de temps dans la formation pronucléaire observée dans les deux études précédentes peut être expliquée parce que les embryons bovins produits in vitro peuvent varier considérablement leur rythme de développement à cause des différentes conditions de culture (Van Soom et al., 1992).

Le premier cycle cellulaire inclue quatre phases, soit les phases G1, S, G2 et M. Il s‟agit du stade de formation des pronoyaux jusqu‟à la première division de segmentation séparant le zygote en deux blastomères (Barnes etEyestone, 1990; Van Soom et al., 1992). Le premier clivage du zygote bovin peut se produire entre 23 à 31 hpi en conditions in vivo (Barnes etEyestone, 1990) tandis qu‟en conditions in vitro entre 29 à 32 hpf (Holm et al., 1998; Lequarre et al., 2005). Au cours de son séjour dans l‟oviducte (24 à 48 hpi), les embryons précoces modifient leur vascularisation de l‟oviducte et induisent la formation de cellules sécrétrices, assurant un microenvironnement optimal et la nutrition pendant les premiers jours de vie (Kölle et al., 2009). Le deuxième et troisième cycle cellulaire sont considérablement plus courts que le premier avec une durée globale de 9 heures et de 11 heures respectivement (Holm et al., 1998). Les embryons de 2 à 4 cellules ont été observés entre 36 et 50 hpi en conditions in vivo et entre 36 et 45 hpf en conditions in vitro (Barnes

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etEyestone, 1990; Van Soom et al., 1992 ; Holm et al., 1998). La transcription du génome embryonnaire commence lors du troisième cycle cellulaire lorsque les premiers ARN ont été transcrits et la formation moléculaire de nucléoles fonctionnelle est établie au cours du quatrième cycle cellulaire (Barnes Eyestone, 1990; Viuff et al., 1998).

Le début du quatrième cycle cellulaire a été observé de 38 à 39 hpf, mais la plupart des embryons à 8 cellules étaient présents de 58 à 86 hpf (Holm et al. 1998). La durée du quatrième cycle cellulaire était de 38,6 à 48,6 heures, avec une moyenne de 43 heures, ce qui est particulièrement long comparativement aux cycles précédents (Holm et al., 2002; Lequarre et al., 2003). C‟est durant le quatrième cycle cellulaire, c‟est-à-dire lors du passage de 8 à 16 cellules, que l‟embryon bovin acquiert la capacité de transcrire son propre génome. Cette étape se nomme l‟«activation du génome embryonnaire» ou Embryonic Genome Activation (EGA) et constitue l‟œuvre centrale d‟un phénomène plus général appelé « transition maternelle embryonnaire » ou Maternal to Embryonic Transition (MET) (Holm et al., 1998; Memili et al. 1998). Durant cette transition, les premiers blastomères subissent des modifications substantielles dans le but de favoriser la transcription. Cependant, plus de 60 % des embryons produits in vitro ne passent pas le stade de la MET (Blondin et al., 1997). Cela est confirmé par Holm et al. (1998) qui ont observé que les blastomères de l'embryon à 8 cellules ont subi un arrêt prononcé du développement ou «lag-phase».

Les embryons complètent le cinquième cycle cellulaire à environ 102 à 106 hpi (Van Soom et al., 1992; Holm et al. 1998). Le nombre d‟embryons augmente très lentement à partir de ce moment en raison des cycles cellulaires longs qui se produisent lorsqu‟il y a entre 8 et 16 cellules (Van Soom et al., 1992).

Au cours du stade de 16 à 32 cellules chez les bovins, l‟embryon est appelé morula. L‟émergence des premières morulas est observée à 116,4 hpi (Holm et al. 1998). Cependant, l'apparition de morulas bien compactées a été observée entre 126 et 162 hpi avec un nombre moyen de cellules variant entre 30,9 et 45,8 cellules (Van Soom et al.,

17 1992). La formation d‟un jeune blastocyste est caractérisée par l‟apparition d‟une cavité remplie de liquide appelée blastocèle. Il montre aussi une différenciation interne visible entre le trophoblaste et la masse cellulaire interne (Linder et Wright, 1983 ; Holm et al. 1998). Le diamètre des blastocystes précoces est d‟environ 160 µm cerné d‟une ZP avec une épaisseur moyenne de 12 µm, laquelle donne un diamètre extérieur total entre 160 et 180 µm. Le jeune blastocyste est constitué d‟environ 100 cellules (Betteridge et Fléchon, 1998).

Les premières cavités du blastocèle sont observées entre 120 à 122 hpi, mais l‟intervalle correspondant entre l‟insémination et la formation du blastocèle est en moyenne de 145 heures (Holm et al. 1998). La différenciation marquée de la couche de trophoblaste externe et la masse cellulaire plus foncée et compacte est évidente chez les blastocystes. Le diamètre global de l'embryon augmente considérablement entre 200 à 220 µm (Holm et al., 2002), avec un amincissement simultané de la ZP à environ 1/3 de son épaisseur initiale au stade de blastocyste expansé (Linder et Wright, 1981). Le nombre de cellules en moyenne est de 160 au cours de cette étape (Betteridge et Fléchon, 1998). La durée moyenne entre la formation du blastocèle et l'expansion permanente de la ZP est de 21,6 heures (Holm et al., 1998). Les blastocystes en éclosion présentent un contenu embryonnaire qui se déverse complètement ou en partie à l‟extérieur de la ZP et présente une forme sphérique et un blastocèle bien défini ou effondré (Linder et Wright, 1983). L‟éclosion du blastocyste a été observée à partir de 174 hpi ou 7 jours post-insémination (Holm et al., 1998).

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