Imagerie cellulaire

Dans le contexte de l’imagerie cellulaire, nous avons travaillé avec l’équipe du Laboratoire des Milieux Désordonnés et Hétérogènes (CNRS UMR 7603, Boucicaut) et du Laboratoire de Recherche en Imagerie (Inserm U 494, Faculté de Médecine Necker) (P. Smirnov), en collaboration avec le Laboratoire d’Immunologie Cellulaire et Tissulaire (Inserm U 543, CHU Pitié – Salpêtrière) (E. Lavergne). Le but de l’étude était de suivre in vivo, à 1.5 T avec l’antenne SHTC, le recrutement de lymphocytes T au sein d’une tumeur implantée. Le modèle tumoral utilisé était celui d’une tumeur exprimant l’antigène ovalbumine en surface (tumeurs EG-7), les lymphocytes utilisés ayant le T-cell receptor anti-ovalbumine en surface (lymphocytes OT-1). Ce modèle s’inscrit dans une approche de suivi de thérapie cellulaire anticancéreuse, où après une sensibilisation des lymphocytes à des antigènes tumoraux, les cellules sont capables d’avoir une réponse immune ciblée contre ces antigènes [88, 89].

L’idée était donc de marquer préalablement les lymphocytes OT-1 à l’aide de nanoparticules superparamagnétiques anioniques (développées au Laboratoire des Liquides Ioniques et Interfaces Chargées, CNRS UMR 7612), puis de les injecter par voie intraveineuse dans une souris porteuse d’une tumeur. Ces nanoparticules présentent une haute affinité pour les membranes cellulaires, essentiellement par des interactions électrostatiques

Dans cette étude plusieurs points délicats sont à noter. Nous avons déjà abordé celui de la sensibilité très faible de la variation de signal à détecter.

L’autre problème vient du fait que les lymphocytes, une fois injectés, se divisent. La quantité de nanoparticules contenues dans chaque lymphocyte (initialement 1,5 g de Fer par cellule) diminue au fur et à mesure de ces multiplications. Les effets des nanoparticules s’en trouvent alors diminués.

Pour finir, les lymphocytes sont également recrutés par d’autres organes tels que la rate. Tous les lymphocytes injectés lors du protocole ne se dirigeront pas vers la tumeur, diminuant encore la quantité de cellules à détecter.

IV.4.3.1. Matériels et méthodes

Nous avons utilisé la séquence suivante : Axiale 3D, SPGR, FOV = 30x30x3.7 mm³, matrice = 512x512x62, TE/TR = 14/53 ms α = 15. Finalement les images de la tumeur sont pondérées en T₂^*, en 29 minutes avec une taille de voxel de 59x59x59 µm³.

Une première série d’images a été réalisée sur un tube de gel d’agarose dans lequel des lymphocytes T (10³cellules dans 300 µl), marqués (0,8mmolaire Fe/cellule) ou non, ont été injectés.

A partir des images en module nous avons déterminé si la résolution spatiale est suffisante pour détecter les pertes de signal ponctuelles dues à la présence des nanoparticules.

Une seconde série d’acquisitions a été réalisée suivant le même protocole, sur des souris in vivo auxquelles des tumeurs ont été inoculées.

IV.4.3.2. Résultats

Les Figure IV-22 a et b représentent les images en module des tubes de gel d’agarose acquises avec la séquence 3D SPGR ci-dessus, (a) la concentration de lymphocytes est de 10³cellules dans 300 µl, ils ne sont pas marqués et (b) la concentration en lymphocytes est la même, cette fois les lymphocytes sont marqués avec 0,8mmolaire Fe/cellule

a. _b.

Figure IV-22 : images de module de tubes de gel d’agarose, taille de voxel = (59x59x59µm³), (a) lymphocytes non marqués (10³cellules dans 300 µl) et (b). lymphocytes marqués (103

cellules dans 300 µl avec 0,8mmolaire Fe/cellule)

La présence de lymphocytes marqués par les nanoparticules est nettement visible sur la Figure IV-22b. Elle se caractérise par la présence d’hyposignal ponctuel, témoignant de l’inhomogénéité ponctuelle du champ, due à la présence des nanoparticules de fer. Sur la Figure IV-22a nous ne remarquons pas cette inhomogénéité du signal.

Les résolutions effectives atteintes sont donc de l’ordre des dimensions des lymphocytes (de l’ordre de la dizaine de micromètres). Dans ces conditions, nous pouvons parler d’imagerie cellulaire.

Nous présentons dans un second temps les images de tumeur acquises in vivo. La Figure IV-23a correspond à l’image de la tumeur sous-cutanée de la souris qui a reçu l’injection des lymphocytes marqués. La Figure IV-23b représente la tumeur témoin, les lymphocytes injectés ne sont pas marqués.

a. b.

Figure IV-23 : acquisitions 3D en module d’une tumeur sous-cutanée, taille de voxel = 59x59x59 µm³, (a) lymphocytes marqués (10³cellules dans 300 µl avec 1,5 g de Fe/cellule), (b) lymphocytes non marqués.

Sur la Figure IV-23a, nous avons observé les mêmes hyposignaux que ceux observés dans le tube de gel d’agarose contenant les lymphocytes marqués (cf Figure IV-22b).

Nous avons vérifié que la diminution ponctuelle du signal est bien due à la présence des lymphocytes et non à un artefact quelconque durant l’acquisition. Pour cela nous avons observé ces hyposignaux dans les trois dimensions afin de vérifier qu’il ne s’agit pas d’un micro vaisseau. La Figure IV-24 est une représentation de la Figure IV-23a suivant 2 dimensions.

a.

Figure IV-24 : observation suivant deux directions a. coupe coronale, b. coupe axiale de la tumeur présentée Figure IV-23a.

L’hypo signal ponctuel dans un plan de l’image se retrouve bien dans les autres dimensions, cf Figure IV-24 a et b, cette variation de signal est a priori liée à la présence d’un lymphocyte marqué.

Ceci prouve d’une part que la résolution spatiale atteinte in vivo est suffisante pour observer ce phénomène. D’autre part les lymphocytes marqués par les nanoparticules migrent bien dans la tumeur.

Ce résultat avait déjà été observé in vivo à 7T. A priori, l’effet des nanoparticules paramagnétiques sature à partir de 0,6T [11] ; la montée en champ, jusqu’à 7T, ne devrait qu’améliorer la sensibilité de détection.

La suite de cette étude consistera à regarder les images de phase, afin d’observer la propagation du déphasage local dû aux inhomogénéités de champ. Le modèle ‘nanoparticules plongées dans un champ statique’ peut se modéliser par un dipôle électromagnétique dans un champ. Nous pourrons modéliser la propagation du déphasage en fonction de la charge du dipôle. A partir de cette modélisation, et en comparant les propagations de déphasages réellement observées, nous devrions pouvoir connaître la quantité de nanoparticules contenues dans les lymphocytes recrutés dans la tumeur.

Il serait également envisageable de vectoriser ces nanoparticules en plaçant un aimant sur la tumeur au moment de l’injection.