1.1 Partie I : contexte de l’étude et généralités sur la production de biodiesel à partir de
1.1.5 Génie biologique pour la production de TAG
1.1.5.1
Évaluation de différents types de fermentation pour la production de
TAG
La majorité des essais effectués dans cette étude pour la surproduction des TAG ont été réalisés en mode batch. Durant ce processus, l’accumulation de TAG n’est effective qu’à partir d’un certain niveau de limitation de l’élément nutritionnel, ainsi la phase d’accumulation ne s’effectue pas sur la totalité du temps de culture. Parmi les autres modes de culture rapportés dans la littérature, les modes fed batch et continu en réacteur (chémostat) ont pour effet de maintenir les microorganismes dans un état métabolique actif et d’empêcher toute inhibition du substrat utilisé au cours du processus (Saenge et al., 2011a). Pour le mode continu, Papanikolaou and Aggelis (2002) ont trouvé que le maximum de la productivité lipidique était de 0,12 g L-1 h-1 dans un
système bien aéré.
Toutefois, les essais en fiole agitée ne permettent aucun contrôle des conditions expérimentales initiales, comme le rapport des flux de carbone et d’azote, l’apport en oxygène, le contrôle du pH, qui sont définis comme des paramètres clés dans le processus d’accumulation de lipides. Chez Y. lipolytica, le type de fermentation le plus utilisé est le mode continu qui permet d’atteindre des taux de conversion se rapprochant de 0,38, 0,34 et 0,16-0,33 C mol L-1 en présence de glucose,
de glycérol et de glycérol brut, respectivement (Papanikolaou et al., 2002). Chez R. glutinis, le mode fed batch est préférablement utilisé et permet d’atteindre des valeurs aux alentours de 2,9 C mol L-1 en présence de glycérol (Granger et al., 1993). En contrepartie, le mode continu est
préféré pour C. curvata et Crytococcus curvatus et permet d’atteindre un taux de production maximal (Evans & Ratledge, 1983; Hassan et al., 1993).
1.1.5.2
Paramètres importants du procédé et leurs valeurs optimales
La production de biodiesel requiert une source importante de carbone et une concentration en azote ne dépassant pas la valeur critique (10-3 mol L-1) (Cescut, 2009). Ces deux principaux
paramètres sont potentiellement impliqués dans le processus d’accumulation. La source d’azote organique et inorganique joue un rôle majeur, quant à elle, dans l’augmentation de la production de la biomasse et des huiles d’organismes unicellulaires (HOU) (Evans & Ratledge, 1983; Kalam et al., 2014).
Selon la littérature, le glycérol possède le plus faible rendement de conversion théorique, il est tout de même considéré comme le meilleur substrat pour de nombreux microorganismes. En effet, il a été démontré que les microorganismes utilisent préférentiellement le glycérol lorsque ce dernier est présent en mélange avec le glucose (Workman et al., 2013).
L’utilisation d’autres substrats ou cosubstrats peut modifier le rendement théorique de la production de TAG puisque d’autres voies anaboliques et cataboliques peuvent être empruntées. Plusieurs substrats ou déchets pourraient être convertis efficacement en lipides; les déchets ou substrats suivants on été étudiés : le jus d'artichaut (Hua et al., 2007), les boues d'épuration (Angerbauer et al., 2008), les résidus d’huile de palme (Saenge et al., 2011b), le glutamate monosodique (Xue et al., 2008), les eaux usées, le perméat de lactosérum, la mélasse et des hydrolysats de paille de riz (Li et al., 2007).
D’autre part, certains microorganismes oléagineux peuvent utiliser l'éthanol comme substrat (Fakas et al., 2009; Ratledge, 1988). Le rendement de conversion est estimé à 0,31 g de lipides par gramme d’éthanol. Pour améliorer la productivité, un mélange de substrats organiques est recommandé. Par exemple, L. starkeyi a la capacité d'accumuler plus de 70% de lipides, mais il est possible d’augmenter ce taux en utilisant un mélange de glucose et de xylose ainsi que d'autres déchets (Angerbauer et al., 2008).
Plusieurs paramètres abiotiques influencent le rendement du processus d’accumulation de lipides. Par exemple, la concentration initiale en ions hydrogène du milieu de culture influence la croissance microbienne et le contenu lipidique. Les premières études effectuées chez Rhodotoruia gracilis et Candida sp.107 montrent bien l’effet du pH sur la lipogenèse (Kessell, 1968). Un pH acide entre 5,5 et 6,5 s’est avéré favorable pour la surproduction de lipides chez Rhodosporidium toruloides DMKU3-TK16 avec une teneur en lipides atteignant 71,3% (Kraisintu et al., 2010). Le pH varie selon nature du substrat et des microorganismes utilisés. Par exemple, chez L. starkeyi, le pH varie entre 4 à 5,5 (Angerbauer et al., 2008; Yamauchi et al., 1983). La température peut être modulée selon le profil de TAG que l’on désire accumuler, la longueur des chaînes d’acides gras, ainsi que leur degré de saturation (Rossi et al., 2009). Par exemple, chez Mucor circinelloides, la diminution de la température de 28 à 15°C active la désaturase avec une abondance d'acide oléique de C18:1 et un niveau constant de γ-linolénique (18:3, n-6) (Michinaka et al., 2003). Ce phénomène est régulé par un contrôle transcriptionnel (Laoteng et al., 1999). Pour la concentration en oxygène dissous, plusieurs travaux ont révélé que l'oxygène, en tant qu’accepteur terminal d'électrons, joue un rôle important dans la désaturation des acides gras. Toutefois, l’activité enzymatique peut être affectée par une limitation en oxygène. Aiba et al.
(1973) ont rapporté que le rendement en biomasse peut-être grandement affecté lorsque la concentration en oxygène de la culture n’est pas suffisante. La limite inférieure de la concentration en dioxygène dissous préjudiciable aux rendements de conversion du substrat en lipides se situerait en decà de 2 mg L-1. Des études enzymatiques complémentaires ont abouti à la
conclusion qu’une limitation en oxygène pourrait affecter en premier lieu les enzymes du cycle du glyoxylate et l’isocitrate lyase qui sont fortement dépendantes de la présence de fer. Il a été montré que la disponibilité de l'oxygène influe considérablement sur l'expression des désaturases sur le plan transcriptionnel (Wu et al., 2005). La limitation en oxygène induit une forte accumulation de chaîne moyenne des acides gras saturés (C10-C14), par opposition, une culture aérobie conduit à l’accumulation de quantités substantielles de longues chaînes saturées et d'acides gras insaturés (Jeennor et al., 2006). D’autres facteurs semblent aussi affecter le processus de lipogenèse comme la concentration en macroéléments dont le magnésium (Kraisintu et al., 2010).
D’autres études ont révélé que la concentration en ions de Zn2+ et Mn2+, et en second lieu Fe3+,
Ca2+ et K+, peuvent influer sur l'accumulation de lipides (Johnson & Taconi, 2007). Le rôle des
agents tensioactifs pour améliorer la production de lipides a également été récemment étudié. Les tensioactifs et les surfactants sont connus pour avoir plusieurs rôles dont l’amélioration de la production de métabolites, la stimulation de la croissance et la modification de la perméabilité des membranes cellulaires (Laoteng et al., 1999). Les trois surfactants les plus couramment utilisés sont le Tween 20, le Tween 80 et la gomme arabique. Il a été prouvé que le Tween 20 augmente la teneur en lipides, ainsi que les caroténoïdes chez R. glutinis TISTR (Saenge et al., 2011). Un ajout de Tween 20 dans le milieu de culture a pour effet de stimuler la croissance et l’activation de plusieurs enzymes impliqués dans la biosynthèse des lipides et des caroténoïdes dans des cellules procaryotes et eucaryotes.