CHAPITRE 1- REVUE DE LITTÉRATURE
4. Discussion
5.2. Effet de l’ajout de biochar sur les plants de tomate inoculés avec Fusarium oxysporum
5.2.4. Effet du biochar sur le système racinaire et le développement général des plants de
Des dommages visibles ont été aussi observés au niveau du système racinaire et du développement général de la plante dans les substrats amendés avec le biochar en présence de l’agent pathogène comme le montrent les figures 4.4 et 4.3 respectivement.
60
Figure 4.3: Observation du développement général des plants de tomate cultivés dans différents substrats (avec différentes doses de biochar, avec ou sans agent de lutte biologique et en présence ou en l’absence de l'agent pathogène: -B. subtilis : sans Bacillus.
subtilis, + B. subtilis: avec Bacillus subtilis, -P. ultimum: sans Pythium ultimum, +P. ultimum: avec Pythium ultimum).
- B. subtilis +P. ultimum 15 % Biochar - B. subtilis -P. ultimum 15 % Biochar - B. subtilis -P. ultimum 30 % Biochar + B. subtilis -P. ultimum 0 % Biochar + B. subtilis -P. ultimum 15 % Biochar + B. subtilis -P.ultimum 30 % Biochar -B. subtilis +P.ultimum 0 % Biochar + B. subtilis +P. ultimum 0 % Biochar + B. subtilis +P. ultimum 15 % Biochar + B. subtilis +P. ultimum 30 % Biochar -B. subtilis -P.ultimum 0 % Biochar -B. subtilis +P.ultimum 30 % Biochar
61
Figure 4.4: Observation des racines des plants de tomate cultivés dans différents substrats (différentes doses de biochar, avec ou sans agent de lutte biologique et en présence ou en l’absence de l'agent pathogène: -B. subtilis : sans bacillus. subtilis, + B. subtilis: avec
Bacillus subtilis, -P. ultimum: sans Pythium ultimum, +P. ultimum: avec Pythium ultimum).
-B. subtilis +P.ultimum 0 % Biochar -B. subtilis +P.ultimum 15 % Biochar -B. subtilis +P.ultimum 30 % Biochar +B. subtilis +P.ultimum 0 % Biochar +B. subtilis +P.ultimum 15 % Biochar +B. subtilis +P.ultimum 30 % Biochar +B. subtilis -P.ultimum 0 % Biochar +B. subtilis -P.ultimum 15 % Biochar +B. subtilis -P.ultimum 30 % Biochar -B. subtilis -P.ultimum 0 % Biochar -B. subtilis -P.ultimum 15 % Biochar -B. subtilis -P.ultimum 30 % Biochar
62
Notons bien: Par choix, nous présentons les résultats pour un seul agent pathogène (P.
ultimum) car les résultats pour F. oxysporum corroborent ceux-ci.
6. Discussion
L’objectif principal de cette étude était de vérifier l’effet de l’ajout d’un type de biochar à trois différentes doses (0, 15 et 30 % v/v) au substrat de croissance de plants de tomate et de déterminer si des effets suppressifs étaient observés sur deux champignons pathogènes à la tomate qui sont Pythium ultimum et Fusarium oxysporum f.sp radicis-lycopersici en présence ou pas d’un agent de lutte biologique Bacillus subtilis MBI 600 dans les substrats. Plusieurs nouveaux travaux se sont intéressés à l’implication de biochar dans la lutte contre les agents pathogènes et le contrôle biologique des maladies.
Dans la présente étude, nous avons combiné l’utilisation de biochar à la présence ou pas d’un agent de lutte biologique B. subtilis.
Sur une base de poids frais et sec, la croissance de la partie aérienne des plants de tomate était significativement inférieure dans les substrats contenant du biochar. Cet impact négatif sur la croissance a été le plus grand à la concentration 30 % de biochar. Cette dose de biochar a par contre induit le plus haut taux de multiplication des champignons pathogènes en présence ou non du B. subtilis. La dose de 15 % de biochar a stimulé dans une moindre mesure la multiplication des champignons pathogènes comparativement au substrat sans ajout de biochar. Ceci corrobore les travaux de Gravel et al. (2013), où une dose de 50 % de biochar de bois ajouté à un substrat à base de tourbe pour la culture des plantes de poivron, laitue et basilic, a favorisé le développement de P. ultimum.
Par ailleurs, la croissance des plants de tomate était très stimulée dans les substrats inoculés avec B. subtilis et contenant 0 ou 15 % de biochar. L’effet dose-réponse observé avec l’ajout de biochar peut être relié ou pas soit à un effet de phytotoxicité du biochar, ou soit au développement accru de l'agent pathogène aux doses de biochar utilisées (15 et 30 %, v/v).
Les proportions du biochar utilisées dans la présente étude sont relativement élevées par rapport à ce qui est typiquement utilisé dans d'autres études comme celle d’Elmer et
63
Pignatello. (2011) dont les travaux se sont basés sur l’utilisation d’un biochar de poussière de bois à deux doses de 1,5 % et 3 % (p/p) pour voir son effet sur la pourriture des racines et de la couronne causée par Fusarium. sp chez l’asperge. Ainsi, à doses élevées, le biochar a offert un milieu favorable pour le développement des agents pathogènes.
Dans la présente étude, l’utilisation de biochar a engendré une augmentation des pH des milieux, chose qui a été déjà démontrée par d’autres chercheurs (Chan et al., 2007; Yamato et al., 2006). Toutefois, les valeurs sont d'une gamme tolérable pour la disponibilité des nutriments pour les plants (Gravel et al., 2013).
La densité racinaire des plants de tomate cultivés dans le substrat inoculé et amendé avec le biochar et en absence de B. subtilis était beaucoup plus faible que celle observée dans le substrat non inoculé, non amendé avec biochar et en présence de l’agent de contrôle (Figure 4.4). Ceci prouve que le biochar n’a pas réussi à induire une défense systémique au niveau de la plante au contraire de ce qui a été prouvé avec d’autres travaux utilisant d’autre types de biochar à des doses plus faibles (Elmer et Pignatello, 2011).
Donc, notre recherche confirme certains résultats déjà observés suite à l’utilisation du biochar et en contredit d’autres. Ceci confirme que l’efficacité de l’utilisation du biochar dans la stimulation de la lutte biologique que joue B. subtilis contre les attaques des agents pathogènes dépend fortement de la matière première et de la température utilisée pour produire le biochar, de la dose et de la période de l’application de ce produit ainsi que de la nature de la maladie (Graber et Elad, 2013).
64
Chapitre 5- Conclusion générale
L’effet bénéfique de la symbiose Rhizobium-légumineuses est bien connu, car elle comble directement les besoins de la plante en azote à partir de l’atmosphère, avec des apports annuels variant de 110 à 227 kg N/ha (Herridge et al., 2014). Les endomycorhizes arbusculaires (MA) importantes pour la croissance et la protection des plantes, forment aussi une symbiose tripartite avec l’association Rhizobium-légumineuses (Nygren et al., 2012). La production d’inocula commerciaux de rhizobiums, nécessite l’utilisation de la tourbe comme support, mais dans certains pays, elle est dispendieuse, car elle doit être importée. L’emploi du biochar pourrait donc être une alternative intéressante à la tourbe. À certaines doses, il peut jouer un rôle dans l’amélioration de la nodulation et de la fixation biologique de l’azote (Iijima et al., 2015) ainsi que dans la lutte contre les agents pathogènes (Graber et Elad, 2013).
Les objectifs principaux des travaux de recherche présentés dans cette étude étaient donc d’examiner l’effet de l’ajout de biochar sur la symbiose tripartite Ensifer meliloti-
Rhizophagus irregularis-Luzerne (Medicago sativa L.), sur la production d’inocula
bactériens commerciaux et dans la lutte contre les agents pathogènes.
Dans un premier temps, ce projet de recherche a permis de montrer que l’effet de l’ajout de biochar sur la nodulation ainsi que la mycorhization racinaire au niveau de la luzerne dépend énormément de la dose de biochar utilisée. En effet, plus la dose de biochar augmente, plus l’effet bénéfique de ce produit diminue. Toutefois, l’ajout de biochar, peu importe la dose, résulte plus souvent en des effets bénéfiques supérieurs à ceux observés pour les traitements témoins (Tableau 2 et 3).
Ce projet de recherche a également permis de voir l’aptitude du biochar à remplacer la tourbe ou à jouer le rôle d’un nouvel additif pour la production des inocula commerciaux. Une nouvelle approche a été utilisée. Elle consiste à suivre la survie de deux souches de rhizobiums ainsi qu'une souche de Bacillus subtilis pendant 120 jours dans des substrats formés de différentes doses de biochar conservées à deux températures différentes.
65
Nous avons pu tirer comme conclusion que la dose de biochar, la durée et la température de conservation affectent la survie des cellules de Rhizobium, ainsi que celles de Bacillus.
subtilis qui était meilleure à une faible température (4 °C) et à une faible teneur en biochar
(15 % pour les rhizobiums et 0 % pour les Bacillus subtilis) ce qui indique que les cellules exposées à une forte dose de biochar n’ont pas réussi à acquérir une bonne adaptation leur permet de fournir un bon potentiel de survie.
La capacité du biochar de jouer un rôle de lutte contre Pythium ultimum (1.31) et Fusarium
oxysporum (3.21), deux agents pathogènes qui attaquent la tomate et en présence d’un
agent de lutte biologique Bacillus subtilis a aussi été évaluée. À forte dose de biochar (30 %, v:v), le développement de l’agent pathogène a été favorisé. À la même dose de biochar, les rendements étaient plus faibles que ceux obtenus en utilisant un substrat non amendé. Nos recherches confirment encore une fois que l’efficacité de l’utilisation du biochar dépend de la dose de l’application de ce produit (Graber et Elad, 2013).
L’ensemble des résultats obtenus dans ce mémoire apporte des pistes pour les modalités d’application de biochar en agriculture. La dose de biochar gère d’une façon ou d'une autres les dialogues moléculaires qui peuvent avoir lieu entre les plantes et les microorganismes présents, résultant ainsi en un effet indirect sur le rendement des cultures. Nos études sont toutefois limitées à un seul type de biochar en trois doses. Par conséquent, il serait très important de tester d'autres types ainsi que d’autres doses de biochar. Aussi, d’autres essais au champ avec plusieurs espèces végétales seront requis afin de confirmer les résultats observés suite à l’ajout de biochar.
66
Références Bibliographiques
Agriculture et Agroalimentaire Canada. http://www.agr.gc.ca/fra/industrie-marches- et-commerce/statistiques-et-information-sur-les-marches/par-produit-
secteur/cultures/legumineuses-a-grains-et-cultures-speciales/fourrages/?id=1174594338500 (Page consultée le 25 mars 2014).
Alden, L., Demoling, E., Baath, E. 2001. Rapid method of determining factors limiting bacterial growth in soil. Applied and Environmental Microbiology, 67: 1830-1838.
American Academy of Microbiology. 2013. How Microbes Can Help Feed the World. A report on an American Academy of Microbiology Colloquium Washington, DC. 35 pages.
Antoun, H., Bordeleau, L.M., Lachance, R.A. 1979. Rendement de la luzerne (cultivar Saranac) inoculée avec une souche très efficace de Rhizobium meliloti en présence d’autres espèces de Rhizobium. Canadian journal of plant science, 59: 521–523.
Amarger, N. 1981. Competition for nodule formation between effective and ineffective strains of Rhizobium meliloti. Soil Biology and Biochemistry, 13: 475-480.
Atkinson, J.C., Fitzgerald, J.D., Hipps, N. A. 2010. Potential mechanisms for achieving agricultural benefits from biochar application to temperate soils: a review. Plant and Soil, 337: 1–18.
Bailey, V.L., Fansler, S.J., Smith, J.L., Bolton, H. 2011. Reconciling apparent variability in effects of biochar amendment on soil enzyme activities by assay optimization. Soil Biology and Biochemistry, 43: 296-301.
Baudet, A.M. 2002. Fiche 4: Symbioses racinaires. Dans L'amélioration des plantes, base de l'agriculture. http://meridianaweb.free.fr/ABDOL/idda/01017-MP24pagesDEF.pdf. (Page consultée le 05 octobre 2015).
67
Benhamou, N., Lafontaine, P.J., Nicole, M. 1994. Induction of systemic resistance to Fusarium crown and root rot in tomato plants by seed treatment with chitosan. Phytopathology, 84: 1432-1444.
Ben Rebah, F., Tyagi, R.D., Prévost, D. 2002. Wastewater sludge as a substrate for growth and carrier for rhizobia: the effect of storage conditions on survival of
Sinorhizobium meliloti. Bioresource technology, 83: 145-151.
Bissonette, N., Lalande, R., Bordeleau, L.M. 1986. Large-scale production of Rhizobium meliloti on whey. Applied and Environmental Microbiology, 52: 838-841.
Bissonette, N., Lalande, R. 1988. High survivability of cheese whey- grown Rhizobium meliloti cells upon exposure to physical stress. Applied and Environmental Microbiology, 54:183–187.
Bonfante, P et Anca, I.A. 2009. Plants, mycorrhizal fungi, and bacteria: a network of interactions. Annual Review of Microbiology, 63:363-383.
Bordeleau, L.M., Antoun, H., Lachance, R.A. 1977. Effets des souches de
Rhizobium meliloti et des coupes successives de la luzerne (Medicago sativa) sur la fixation
symbiotique d'azote. Canadian Journal of Plant Science, 57: 433-439.
Centre de référence en agriculture et agroalimentaire du Québec (CRAAQ). http://www.agrireseau.qc.ca/Plantes-
Fourrageres/documents/culture_recomm_fourrages_PLF2013.pdf (page consultée le 12 avril 2013).
Chalk, P.M., Souza, R.de F., Urquiaga, S., Alves, B.J.R., Boddey, R.M. 2006. The role of arbuscular mycorrhiza in legume symbiotic performance. Soil Biology and Biochemistry, 38: 2944-2951.
68
Chan, K. Y., Van Zwieten, L., Meszaros, I., Downie, A., Joseph, S. 2007. Agronomic values of greenwaste biochar as a soil amendment. Soil Research, 45: 629- 634.
Dalpé, Y., Hamel, C. 2008. Arbuscular Mycorrhizae. Dans Soil sampling and methods of analysis, Carter, M.R., Gregorich, E.G (editors), CRC Press p. 355-378.
Demoling, F., Figueroa, D., Bååth, E. 2007. Comparison of factors limiting bacterial growth in different soils. Soil Biology and Biochemistry, 39: 2485-2495.
Eisenstadt, E., Carlton, B.C., Brown, B.J. 1994. Gene mutation. Dans Methods for General and Molecular Bacteriology, Gerhardt, P., Murray, R.G.E., Wood, W.A., Krieg, N.R (editors), Washington, DC: ASM Press p. 299-316.
Elad, Y., David, D.R., Harel, Y.M., Borenshtein, M., Ben Kalifa, H., Silber, A., Graber, E.R. 2010. Induction of systemic resistance in plants by biochar, a soil-applied carbon sequestering agent. Phytopathology, 100: 913-921.
Elmer, W.H et Pignatello, J.J. 2011. Effect of biochar amendments on mycorrhizal associations and Fusarium crown and root rot of asparagus in replant soils. Plant Disease, 95: 960-966.
Evelin, H., Kapoor, R., Giri, B. 2009. Arbuscular mycorrhizal fungi in alleviation of salt stress: a review. Annals of Botany, 104: 1263-1280.
Fitter, A.H., et Nichols, R. 1988. The use of benomyl to control infection by vesicular–arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 110: 201-206
Fortin, J.A., Plenchette, C., Piché, Y. 2008. Les mycorhizes : la nouvelle révolution verte. Edition Multimondes: 180 pages.
Giovannetti, M., Mosse, B. 1980. An evaluation of techniques for measuring vesicular arbuscular mycorrhizal infection in roots. New Phytologist, 84: 489-500.
69
Goicoechea, N., Antolín, M.C., Sánchez-Díaz, M. 1997. Gas exchange is related to the hormone balance in mycorrhizal or nitrogen-fixing alfalfa subjected to drought. Physiologia Plantarum, 100: 989-997.
Graber, E.R., et Elad, Y. 2013. Biochar impact on plant resistance to disease. Dans Biochar and Soil Biota, Ladygina, N & Rineau F (editors) CRC Press, 41-50.
Gravel, V. 2007. Lutte contre Pythium ultimum chez la tomate de serre: une approche microbienne. Thèse de doctorat, Université Laval, 138 pages.
Gravel, V., Dorais, M., Ménard, C. 2013. Organic potted plants amended with biochar: its effect on growth and Pythium colonization. Canadian Journal of Plant Science, 93: 1217-1227.
Haag, A.F., Arnold, M.F.F., Myka, K.K., Kerscher, B., Dall'Angelo, S., Zanda, M., Mergaert, P., Ferguson, G.P. 2013. Molecular insights into bacteroid development during Rhizobium–legume symbiosis. FEMS Microbiology Reviews, 37: 364-383.
Hale, L., Luth, M., Kenney, R., Crowley, D. 2014. Evaluation of pinewood biochar as a carrier of bacterial strain Enterobacter cloacae UW5 for soil inoculation. Applied Soil Ecology, 84, 192-199.
Herridge, D.F., Hartley, E., Gemell, L.G .2014. Rhizobial counts in peat inoculants vary amongst legume inoculant groups at manufacture and with storage: implications for quality standards. Plant and Soil, 380: 327-336.
Hirsch, A.M., Lum, M.R., Downie, J.A. 2001. What makes the rhizobia-legume symbiosis so special? Plant Physiology, 127: 1484-1492.
Iijima, M., Yamane, K., Izumi, Y., Daimon, H., Motonaga, T. 2015. Continuous application of biochar inoculated with root nodule bacteria to subsoil contributes yield
70
enhancement of soybean by the nodulation control of crack fertilization technique. Plant Production Science, 18:197-208.
Jaiswal, A.K., Elad, Y., Graber, E.R., Frenkel, O. 2014. Rhizoctonia solani suppression and plant growth promotion in cucumber as affected by biochar pyrolysis temperature, feedstock and concentration. Soil Biology and Biochemistry, 69: 110-118.
Jones, D.L., Murphy, D.V., Khalid, M., Ahmad, W., Edwards-Jones, G., DeLuca, T.H. 2011. Short-term biochar-induced increase in soil CO2 release is both biotically and
abiotically mediated. Soil Biology and Biochemistry, 43: 1723-1731.
Khabbaz, S.E et Abbasi, P.A. 2013. Isolation, characterization, and formulation of antagonistic bacteria for the management of seedlings damping-off and root rot disease of cucumber. Canadian Journal of Microbiology, 60: 25-33.
Kim, J.S., Sparovek, G., Longo, R.M., De Melo, W.J., Crowley, D. 2007. Bacterial diversity of terra preta and pristine forest soil from the Western Amazon. Soil Biology and Biochemistry, 39: 684-690.
Kistner, C et Parniske, M. 2002. Evolution of signal transduction in intracellular symbiosis. Trends in Plant Science, 7: 511-518.
Kondorosi, E., Mergaert, P., Kereszt, A. 2013. A paradigm for endosymbiotic life: cell differentiation of Rhizobium bacteria provoked by host plant factors. Annual Review of Microbiology, 67: 611-628.
Laird, D.A., Fleming, P., Davis, D.D., Horton, R., Wang, B., Karlen, D.L. 2010. Impact of biochar amendments on the quality of a typical Midwestern agricultural soil. Geoderma, 158: 443-449.
71
Lehmann, J., Rillig, M.C., Thies, J., Masiello, C.A., Hockaday, W.C., Crowley, D. 2011. Biochar effects on soil biota–a review. Soil Biology and Biochemistry, 43: 1812-1836.
Lindström, K., Murwira, M., Willems, A., Altier, N. 2010. The biodiversity of beneficial microbe-host mutualism: the case of rhizobia. Research in Microbiology, 161: 453-463.
Lupwayi, N.Z., Olsen, P.E., Sande, E.S., Keyser, H.H., Collins, M.M., Singleton, P.W., Rice, W.A. 2000. Inoculant quality and its evaluation. Field Crops Research, 65: 259-270.
Masiello, C. A., Chen, Y., Gao, X., Liu, S., Cheng, H. Y., Bennett et al. 2013. Biochar and microbial signaling: production conditions determine effects on microbial communication. Environmental Science & Technology, 47: 11496-11503.
Matsubara, Y., Hasegawa, N., Fukui, H. 2002. Incidence of Fusarium root rot in asparagus seedlings infected with arbuscular mycorrhizal fungus as affected by several soil amendments. Journal of the Japanese Society for Horticultural Science, 71: 370-374.
Meade, J., Higgins, P., O'Gara, F. 1985. Production and storage of Rhizobium legominosorum cell concentrates for use as inoculants. Journal of Applied Bacteriology, 58: 517-524.
Mendes, R., Garbeva, P., Raaijmakers, J.M. 2013. The rhizosphere microbiome: significance of plant beneficial, plant pathogenic, and human pathogenic microorganisms. FEMS Microbiology Reviews, 37: 634-663.
Myresiotis, C.K., Karaoglanidis, G.S., Vryzas, Z., Papadopoulou‐mourkidou, E .2012. Evaluation of plant‐growth‐promoting rhizobacteria, acibenzolar‐ S ‐methyl and
72
hymexazol for integrated control of Fusarium crown and root rot on tomato. Pest Management Science, 68: 404-411.
Nerome, M., Toyota, K., Islam, T.M., Nishijima, T., Matsuoka, T., Sato, K., Yamaguchi, Y. 2005. Suppression of bacterial wilt of tomato by incorporation of municipal biowaste charcoal into soil. Soil Microorganisms, 59: 9-14.
Nygren, P., P.Fernãndez, M., Harmand , J.M ., Leblanc, H. 2012. Symbiotic dinitrogen fixation by trees: an underestimated resource in agroforestry systems. Nutrient Cycling in Agroecosystems, 94: 123-160.
Quilliam, R.S., DeLuca, T.H., Jones, D.L. 2013. Biochar application reduces nodulation but increases nitrogenase activity in clover. Plant and Soil, 366: 83-92.
Revell, K.T., Maguire, R.O., Agblevor, F.A. 2012. Influence of poultry litter biochar on soil properties and plant growth. Soil Science, 177: 402-408.
Richard, C., et Boivin, G. 1994. Maladies et ravageurs des cultures légumières au Canada. La Société canadienne de phytopathologie & la Société d’entomologie du Canada Ottawa. 590 pages.
Rousk, J., et Bååth, E. 2007. Fungal and bacterial growth in soil with plant materials of different C/N ratios. FEMS Microbiology Ecology, 62: 258-267.
Selosse, M.A., et Le Tacon, F. 1998. The land flora: a phototroph-fungus partnership?. Trends in Ecology & Evolution, 13: 15-20.
Singh, R., Babu, J.N., Kumar, R., Srivastava, P., Singh, P., Raghubanshi, A.S. 2015. Multifaceted application of crop residue biochar as a tool for sustainable agriculture: An ecological perspective. Ecological Engineering, 77: 324-347.
73
Smith, J.L., Collins, H.P., Bailey, V.L. 2010. The effect of young biochar on soil respiration. Soil Biology and Biochemistry, 42: 2345-2347.
Smith, SE., et Read, DJ. 2008. Mycorrhizal symbiosis. Third edition Academic Press, Amsterdam. 787 pages.
Teng, Y., Yongming, L., Xianghui, S., Chen, T., Li, X., Wuxing, L., Zhengao, L., Peter, C. 2010. Influence of arbuscular mycorrhiza and Rhizobium on phytoremediation by alfalfa of an agricultural soil contaminated with weathered PCBs: A Field Study. International Journal of Phytoremediation, 12: 516-533.
Vincent, J. M. 1970. A manual for the practical study of root-nodule bacteria. Dans: International Biological Programme Handbook. Blackwell Scientific Publications, Ltd., Oxford, p. 73-97.
Vitousek, P.M., Aber, J.D., Howarth, R.W., Likens, G.E., Matson, P.A., Schindler, D.W., Schlesing, W.H., Tilman, D.G. 1997. Human alteration of the global nitrogen cycle: sources and consequences. Ecological Applications, 7: 737-750.
Warnock, D.D., Lehmann, J., Kuyper, T.W., Rillig, M.C. 2007. Mycorrhizal responses to biochar in soil–concepts and mechanisms. Plant and Soil, 300:9-20.
Xu, S.J., et Kim, B.S. 2014. Biocontrol of fusarium crown and root rot and promotion of growth of tomato by Paenibacillus strains isolated from soil. Mycobiology, 42: 158–166.
Yamato, M., Okimori, Y., Wibowo, I.F., Anshori, S., Ogawa, M. 2006. Effects of the application of charred bark of Acacia mangium on the yield of maize, cowpea and peanut, and soil chemical properties in South Sumatra, Indonesia. Soil Science and Plant Nutrition, 52:489-495.
74
Zhang, L., Khabbaz, S.E., Wang, A., Li, H., Abbasi, P.A. 2015. Detection and characterization of broad-spectrum antipathogen activity of novel rhizobacterial isolates and suppression of Fusarium crown and root rot disease of tomato. Journal of Applied Microbiology, 118: 685-703.
Zhang, X., Harper, R., Karsisto, M., Lindström, K. 1991. Diversity of Rhizobium bacteria isolated from the root nodules of leguminous trees. International Journal of Systematic Bacteriology, 41: 104-113.
75
LISTE DES ANNEXES
Annexe A :
Milieux de culture et solution coloranteComposition des milieux YMB et YMA
- YMB: Milieu de culture pour cultiver les souches A2 et S14 d’Ensifer meliloti dont la
composition est la suivante:
Composition du milieu liquide YMB (Vincent. 1970)
pH 6,8-7*
* Au besoin, le pH est ajusté en utilisant une solution HCl 1M. - YMA: YMB+ gélose 15g/L
Solution stock de Rouge Congo:
Dissoudre 0,25 g dans 100 ml d’eau et chauffer au besoin.
La majorité des Ensifer meliloti absorbe peu le Rouge Congo du coup, les colonies sont blanches, rosâtres ou légèrement orangeâtres.
Produits Quantité requise pour un volume de 1 litre Mannitol 10 g K2HPO4 0,5 g MgSO4.7H2O 0,2 g NaCl 0,1 g Extrait de levure (Difco) 0,5 g Eau 1 litre
76
Annexe B :
Protocole de désinfection des graines de luzerneLes graines de luzerne ont été stérilisées en surface en les trempant successivement dans de l’éthanol à 70 % (v/v) pendant 30 secondes et dans l’hypochlorite de sodium NaOCI 0,5 % (v/v) pendant 10 minutes. Après cinq rinçages consécutifs avec de l’eau distillée stérile, les semences sont séchées sur du papier filtre stérile puis mises sur de l’eau gélosée stérile à 1,5 % (p/v) durant une nuit à l'obscurité et à température ambiante.
77
Annexe C:
Solution d’oligoéléments de Hoagland et ArnonSolution Produits solution de base
g litre-1 d'eau
distillée
volume de
solution de base par
L de de base par litre de
solution nutritive Éléments en trace de Hoagland Acide borique (H3 BO3) 2,86 1 ml Mn Cl2. 4H2O 1,81 Zn SO4. 7H2O 0,22 Cu SO4. 5H2O 0,08 H2 MoO4. H2O 0,09 Ca Cl2. 6 H2O 0,004
78