Nous avions précèdemment fait l’hypothèse que le courant oméga entrant, en phase d’hyperpolarisation, pourrait être responsable de dysfonctionnements intracellulaires qui mèneraient à un remodelage dy myocarde caractéristique d’une cardiomyopathie dilatée. Le travail de maîtrise, présenté dans ce mémoire, a permis de mettre en évidence des dysfonctions structurelles au niveau du muscle cardiaque chez les souris porteuses de la mutation R219H. Ces dysfonctions s’accompagnent également de modifications au niveau de l’activation du canal Nav1.5 et de l’amplitude des potentiels d’action chez les souris homozygotes.
Manifestation phénotypique
La période de diastole, dans un cœur humain, est un peu plus de deux fois supérieure à la période de systole. En d’autres termes, la durée de la phase de repolarisation d’un potentiel d’action dans des cellules d’un cœur humain est plus longue que la durée pendant laquelle se produit le potentiel d’action. Cette différence de durée n’existe pas chez les souris. Le rythme cardiaque d’une souris consciente se situe entre 500 et 700 bpm (contre 60-100 pour un homme) et les potentiels d’action se caractérisent par une phase plateau extrêmement réduite et une durée de repolarisation relativement équivalente à la durée pendant laquelle se produit le potentiel d’action. Étant donné que le courant entrant de protons ne se produit que lorsque le potentiel membranaire est hyperpolarisé, ce courant est probablement plus important dans des cardiomyocytes provenant d’un cœur humain que dans un cœur de souris. Cela pourrait alors expliquer, en partie, le peu de différence entre les souris de génotype sauvage et les souris hétérozygotes, mais aussi le fait que la manifestation de la pathologie ne soit pas si importante chez les souris homozygotes.
Cependant, les résultats d’échocardiographies obtenus sur des souris adultes mâles agées de 12 mois ont confirmé la présence d’un phénotype similaire à celui de la cardiomyopathie dilatée. Les échocardiographies ont révélé une augmentation du diamètre ventriculaire gauche en diastole de près de 14 % chez les souris homozygotes comparativement aux souris de génotype sauvage et du diamètre ventriculaire gauche en fin de systole de près de 25 %. Les souris homozygotes présentaient également une diminution de la fraction d’éjection de 13 % et une diminution de la fraction de raccourcissement de près de 16 % comparativement aux souris de génotype sauvage (Figures 27 et 28, Annexe2). Les souris hétérozygotes n’ont pas présenté de différences significatives pour le diamètre ventriculaire en diastole et systole avec les souris de génotype sauvage. La diminution de la fraction d’éjection et de raccourcissement indique une altération de la
51
capacité du myocarde à pouvoir pomper et se contracter. Cela résulte très probablement de la dilatation anormale du ventricule gauche chez les souris homozygotes. Les analyses des coupes histologiques révélèrent également la présence d’une désorganisation au niveau tissulaire ainsi qu’une modification volumétrique des cœurs chez les homozygotes ce qui, probablement, corrèle avec les troubles relevés par les échocardiographies (Figures 30 et 31, Annexe 3).
Propriétés biophysiques du canal Nav1.5-R219H
L’étude des propriétés biophysiques du canal Nav1.5/R219H dans un système d’expression hétérologue n’avait révélé aucune modification au niveau du pore alpha de la protéine (Gosselin- Badaroudine P, 2012). Une caractérisation biophysique, par la technique de patch-clamp, également menée sur des cellules hiPsc issues de la reprogrammation de fibroblastes ou de cellules sanguines provenant du patient ayant la mutation R219H ainsi que de son père (non porteur) n’avait indiqué aucun changement dans les propriétés du pore alpha du canal Nav1.5 (Moreau, 2015). La présente étude, menée sur des cardiomyocytes isolées de souris transgéniques, montre que les canaux mutés provenant de cardiomyocytes des souris hétérozygotes et homozygotes ont des propriétés biophysiques différentes des canaux non mutés provenant de cardiomyocytes de souris de génotype sauvage. L’activation du canal sodique Nav1.5, chez les souris hétérozygotes et homozygotes, s’effectue à un potentiel plus hyperpolarisé que chez les souris de génotype sauvage. De plus, l’amplitude des potentiels d’action est diminué chez les souris homozygotes. Si la mutation R219H est effectivement à l’origine de ces modifications, le mécanisme qui expliquerait la manière dont celle-ci influencerait la biophysique du pore alpha n’est pas connu.
52
Chapitre VI Conclusion
Cette étude a montré que la présence de la mutation R219H sur le canal sodique Nav1.5 de cardiomyocytes de souris transgéniques était corrélée à une modification structurelle du myocarde chez les individus porteurs de la mutation et à une modification de propriétés biophysiques au niveau du pore alpha de ce canal. Un modèle de souris transgénique, avec une mutation sur le canal sodique cardiaque voltage-dépendant Nav1.5, a été généré et caractérisé pour la première fois. La mutation R219H, située sur le segment S4 du domaine DI, crée une voie alternative de perméabilité en condition d’hyperpolarisation. Il a été montré qu’il s’agissait, plus spécifiquement, d’une perméabilité aux protons (Gosselin-Badaroudine P, 2012). L’acidification du milieu intracellulaire provoqué par ce courant induirait un remodelage structurel de l’ensemble du myocarde et expliquerait le développement d’un phénotype cardiaque, chez la souris, similaire à celui d’une cardiomyopathie dilatée. La mutation semble aussi provoquer une modification des cinétiques du pore alpha, et plus particulièrement, au niveau de son activation. Les potentiels d’action sont également affectés chez les individus homozygotes avec une diminution de leur amplitude. Ces modifications biophysiques pourraient être à l’origine d’arythmies. Cependant, étant donné les résultats obtenus par (Gosselin-Badaroudine P, 2012) et (Moreau, 2015) , une caractérisation des propriétés biophysiques sur un plus grand nombre de cellules serait souhaitable. Il est à noter, également, que la mutation R219H est situé sur l’exon 6 adulte du gène SCN5A et non sur le variant d’épissage néonatal. Une étude préliminaire menée dans notre laboratoire indiquait que le variant d’épissage adulte était déjà exprimé à la naissance des souriceaux. Etant donné que la cardiomyopathie dilatée est une pathologie progressive et que des souris âgées de 7 mois ne présentaient pas de modifications physiologiques importantes du myocarde, il y a peu de chance d’en trouver chez des cellules cardiaques isolées de souriceaux. Cependant, une caractérisation biophysique pourrait être effectuée à ce stade. Une quantification de l’expression de l’ARNm de ce variant pourrait également être effectuée au moyen d’un RT-PCR. Enfin, une caractérisation cellulaire de cardiomyocytes isolés, au moyen d’immunohistochimie, permettrait également de déterminer de possibles modifications structurelles au niveau du cytosquelette caractéristiques dans le cas d’une cardiomyopathie dilatée.
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Bibliographie
Arbustini E, N. N. (2013). The MOGE(S) classification for a phenotype-genotype nomenclature of cardiomyopathie. Endorsed by the World Heart Federation. Global Heart, 8(4).
Banderali U, J. P. (2010). Impaired stretch modulation in potentially lethal cardiac sodium channel mutants. Channels (Austin), 4(1):12-21.
Benson DW, W. D. (2003). Congenital sick sinus syndrome caused by recessive mutations in the cardiac sodium channel gene (SCN5A). J. Clin. Invest., 112:1019-1028.
Bezzina CR, R. M. (2003). Compoundheterozygosity for mutations (W156X and R225W) in SCN5A associated with severe cardiac conduction disturbances and degenerative changes in the conduction system. Circulation Research, 92(2):159-168.
Brugada P, B. J. (1992). Right bundle branch block, persistent ST segment elevation and sudden cardiac death: A distinct clinical and electrocardiographic syndrome. Journal of American
college of Cardiology, 20(6):1391-1395.
Bunting M, B. K. (1999). Targeting genes for self-excision in the germ line. Genes Dev., 13:1524- 1528.
Burke MA, C. S. (2016). Clinical and mechanistics insights into the genetics of cardiomyopathy. J.
Am. Coll. Cardiol., 68(25).
Campbell MJ, C. R. (2015). Exon 3 deletion of ryanodine receptor causes left ventricular noncompaction, worsening catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia, and sudden cardiac arrest. Am. J. Med. Genet., 16(7A):2197-2200.
Catterall WA. (1986). Molecular properties of voltage-sensitive sodium channels. Annu. Rev.
Biochem., 55:953-985.
Catterall WA, W. G. (2017). The chemical basis for electrical signaling. Nature chemical biology,
13:455-463.
Cheng J, M. A.-Q. (2010). SCN5A rare variants in familial dilated cardiomyopathy decrease peak sodium current depending on the common polymorphism H558R and common splice variant Q1077del. Clin. Transl. Sci., 3(6):287-294.
Cole KS. (1949). Dynamic electrical characteristics of the squid axon membrane. Arch. Sci.
Physiol., 3(25):3-25.
Curtis HJ, C. K. (1940). Membrane action potentials from the squid giant axon. J. Cell Comp.
Physiol., 15:147-157.
Detta N, F. G. (2015). The multi-faceted aspects of the complex cardiac Nav1.5 protein in membrane function and pathophysiology. Biochimica et Biophysica Acta-Proteins and
proteomics, 1854(10A):1502-1509.
Du, X.-J. (2004). Gender modulates cardiac phenotype development in genetically modified mice.
Cardiovascular Research, 63(3):510-519.
Dumaine R, W. Q. (1996). Multiple mechanisms of Na+ channel--linked long-QT syndrome.
Circulation research, 78(5), 916-924.
Fan D, T. A. (2012). Cardiac fibroblasts, fibrosis, and extracellular matrix remodeling in heart disease. Fibrogenesis and Tissue Repair, 5:15.
Frigo G, R. A. (2007). Homozygous SCN5A mutation in Brugada syndrome with monomorphic ventricular tachycardia and structural heart abnormalities. Europace, 9(6):391-397.
Gamal El-Din TM, S. T. (2014). Tracking S4 movement by gating pore currents in the bacterial sodium channel NaChBac. J. Gen. Physiol., 144(2):147-157.
Gosselin-Badaroudine P, K. D. (2012). A proton leak current through the cardiac sodium channel is linked to mixed arrhythmia and the dilated cardiomyopathy phenotype. PLoSOne, 7(5):1- 11.
54
Guy HR, S. P. (1986). Molecular model of the action potential sodium channel. Proc. Natl. Acad.
Sci. USA, 83:508-512.
Hamill OP, M. A. (1981). Improved patch-clamp techniques for high resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pfluggers Arch., 391:85-100.
Hershberger RE, M. A. (2010, Nov). Clinical and genetic issues in dilated cardiomyopathy: a review for genetics professionals. Genet Med, 12(11):655-667.
Hodgkin AL, H. A. (1939). Action potentials recorded from inside a nerve fibre. Nature, 144:710- 711.
Kaczorowski GJ, G. M. (2011). The importance of being profiled: improving drug candidate safety and efficacy using ion channel profiling. Frontiers in Pharmacology, 2(78):1-11.
Laurent G, S. S.-R. (2012). Multifocal ectopic Purkinje-related premature contractions: a new SCN5A-related cardiac channelopathy. Journal of the American College of Cardiology,
60(2):144-156.
Lyford GL, F. G. (2003). Ion channels in gastroinstestinal smooth muscle and interstitial cells of Cajal. Curr Opin Pharmacol, 6:583-587.
Maier SKG, W. R. (2004). Distict subcellular localization of different sodium channel alpha and bêta subunits in single ventricular myocytes from mouse hearts. Circulation, 109:1421- 1427.
Makita N, S. N. (1998). A de novo missense mutation of human cardiac Na+ channel exhibiting novel molecular mechanism of long QT syndrome. FEBS Lett., 423:5-9.
Mann SA, C. M. (2012). R222Q SCN5A mutation is associated with reversible ventricular ectopy and dilated cardiomyopathy. Journal of the American College of Cardiology, 60(16):1566- 1573.
Marionneau C, A. H. (2015). Regulation of the cardiac Na+ channel Nav1.5 by post-translational modifications. Journal of Molecular and Cellular Cardiology, 82:36-47.
Marmont G. (1949). Studies on the axon membrane. I. A new method. J. Cell. Comp. Physiol.,
34(3):351-382.
Maron BJ, T. J. (2006). Epidemiology and Prevention. Contemporary definitions and classification of the cardiomyopathies. Circulation, 113:1807-1816.
McNair WP, K. L. (2004). SCN5A mutation associated with dilated cardiomyopathy conduction disorder and arrhythmia. Circulation, 110(15):2163-2167.
McNair WP, S. G. (2011). SCN5A mutations associate with arrhythmic dilated cardiomyopathy and commonly localize to the voltage-sensing mechanism. J. Am. Coll. Cardiol., 57(21):2160- 2168.
Millat G, C. P.-M.-L. (2006). Spectrum of pathogenic mutations and associated polymorphisms in a cohort of 44 unrelated patients with long QT syndrome. Clin. Genet., 70(3):214-227. Moreau, A. (2015). Le pore oméga, un défaut biophysique commun aux mutations des canaux
Nav1.5 causant le développement des arythmies associées à la cardiomyopathie dilatée.
Thèse de doctorat en médecine expérimentale, Québec, Université Laval.
Müller P, R. D. (1962). Reconstitution of cell membrane structure in vitro and its transformation into an excitable system. Natrue, 194:979-980.
Müller P, R. D. (1963). Induced excitability in reconstituted cell membrane structure. J. Theor.
Biol., 4:268-280.
Nair K, P. R. (2012). Escape capture bigeminy: phenotypic marker of cardiac sodium channel voltage sensor mutation R222Q. Feart Rhythm, 9(10):1681-1688.
Nakashima K, K. I. (2013). Left ventricular noncompaction in a patient with long QT syndrome caused by a KCNQ1 mutation: a case report. Heart Vessels, 28:126-129.
Neher E, L. H. (1969). Voltage clamp on Helix pomatia neuronal membrane; current measurement over a limited area of the soma surface. Pflugers Arch., 311:272-277.
55
Nerbonne JM, K. R. (2005). Molecular physiology of cardiac repolarization. Physiological Reviews,
85(4):1205-1253.
Nguyen TP, W. D. (2008). Divergent biophysical defects caused by mutant sodium channels in dilated cardiomyopathy with arrythmia. Circulation research, 102(3):364-371.
Ohno S, O. M. (2014). Exon 3 deletion of RYR2 encoding cardiac ryanodine receptor is associated with left ventricular non-compaction. Europace, 16(11):1646-1654.
Olson TM, M. V. (2005). Sodium channel mutations and susceptibility to heart failure and atrial fibrillation. JAMA, 293(4):447-454.
Payandeh J, S. T. (2011). The crystal structure of a voltage-gated sodium channel. Nature, 475:353- 358.
Pinz I, Z. M. (2011). An improved isolation procedure for adult mouse cardiomyocytes. Cell.
Biochem. Biophys., 61(1):93-101.
Radu RI, B. A. (2012). Histological and Immunohistochemical changes of the myocardium in dilated cardiomyopathy. Rom. J. Morphol. Embryol., 53(2):269-275.
Remme CA. (2013). Cardiac sodium channelopathy associated with SCN5A mutations: electrophysiological, molecular and genetic aspects. J. Physiol., 591(17):4099-4116.
Remme CA, V. A. (2009). The cardiac sodium channel displays differential distribution in the conduction system and transmural heterogeneity in the murine ventricular myocardium.
Basic Res. Cardiol., 104(5):511-522.
Remme CA, W. A. (2008). Cardiac sodium channel overlap syndromes: different faces of SCN5A mutations. Trends Cardiovasc. Med., 18(3):78-87.
Rook MB, E. M. (2012). Biology of cardiac sodium channel Nav1.5 expression. Cardiovascular
Research, 93:12-23.
Roston TM, C. T. (2017). Beyond the electrocardiogram: mutations in cardiac ion channel genes underlie nonarrhythmic phenotypes. Clin. Med. Insights Cardiol., 11:1-7.
Roston TM, G. W. (2017). A novel RYR2 loss-of-function mutation (I4855M) is associated with left ventricular non-compaction and atypical catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. J. Electrocardiol., 50(2):227-233.
Ruan Y, L. N. (2007). Gating properties of SCN5A mutations and the response to mexiletine in long-QT syndrome type 3 patients. Circulation, 116:1137-1144.
Sackmann B, N. E. (1984). Patch clamp techniques for studying ionic channel in excitable membranes. Annu. Rev. Physio., 46:455-472.
Savio-Galimberti E, D. D. (2014). Atrial fibrillation and SCN5A variants. Card. Electrophysiol.
Clin., 6(4):741-748.
Shen H, Z. Q. (2017). Structure of a eukaryotic voltage-gated sodium channel at near-atomic resolution. Science, 355(3):1-14.
Song W, S. W. (2012). Cardiac sodium channel Nav1.5 mutations and cardiac arrhythmia. Pediatr.
Cardiol., 33(6):943-949.
Starace DM, B. F. (2004). A proton pore in a potassium channel voltage sensor reveals a focused electric field. Nature, 427:548-553.
Stühmer W, C. F. (1989). Structural parts involved in activation and inactivation of the sodium channel. Nature, 339(6226):597-603.
Tiso N, S. D. (2001). Identification of mutations in the cardiac ryanodine receptor gene in families affected with arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy type 2 (ARVD2). Hum.
Mol. Genet., 10(3):189-194.
Tombola F, P. M. (2005). Voltage-sensing arginines in a potassium channel permeate and occlude cation-selective pores. Neuron., 45:379-388.
Vilin YY, R. P. (2001). Slow inactivation in voltage-gated sodium channels. Cell Bioch. and
56
Wagner S, D. N. (2006). Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase II regulates cardiac Na+ channels. J. Clin. Invest., 116(12):3127-3138.
Wei JY, S. H. (1984). Excitation-contraction in rat myocardium: alterations with adult aging. Am. J.
of Physiol., 246(6):784-791.
West JW, P. D. (1992). A cluster of hydrophobic amino acid residues required for fast Na+-channel inactivation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89:10910-10914.
Wu L, N. K. (2002). Localization of Nav1.5 sodium channel protein in the mouse brain.
Neuroreport, 2547-2551.
Xiong Q, C. Q. (2015). Arrhythmogenic cardiomyopathy in a patient with a rare loss-of-function KCNQ1 mutation. J. Am. Heart Assoc., 23(4).
Yamagishi H, F. M. (1998). A de novo missense mutation (R1623Q) of the SCN5A gene in a Japanese girl with sporadic long QT syndrome. Mutations in brief No. 140. Human
Mutations(11), 481.
Yang N, G. A. (1996). Molecular basis of charge movement in voltage-gated sodium channels.
Neuron, 16(1):113-122.
Yin FC, S. H. (1982). Use of tibial length to quantify cardiac hypertrophy: application in the aging rat. Am. J. of Physiol., 243(2):941-947.
Zhao Y, I. S. (2008). Patch clamp technique: review of the current state of the art and potential contributions from nanoengineering. J. Nanoengineering and Nanosystems, 222(1):1-11. Zimmerman ANE, D. W. (1967). Morphological changes of heart muscle caused by successive
perfusion with calcium-free and calcium-containing solutions (calcium paradox).
57
Annexe 1
Figure 24 Vecteur pACNTV/SCN5A-R219H inséré dans les cellules souches embryonnaires (ES) de souris. Le vecteur contient l’exon 6 du gène SCN5A (pb 9424 à 9515) avec la mutation
R219H (pb 9467 à 9469) sur le LAH.
Figure 25 Représentation schématique de la construction utilisée (ii) et de la structure des exons WT (i) et muté (iii) du gène SCN5A.
58
Annexe 2
Évaluation de la structure et du fonctionnement du myocarde par mesure de masse et échocardiographie
Les valeurs des masses cardiques normalisées sur la longueur du tibia, par géntoype et âge, n’indiquent aucune différence significative (Figure 26).
Figure 26 Masse cardiaque totale normalisée de souris âgées de 7 mois (gauche) et de 12 mois (droit). Les valeurs des masses cardiaques ont été normalisées sur la longueur de tibia de l’animal
correspondant. Une moyenne a ensuite été faite par âge et génotype (12 mois : WT n=17, HE n=19, HO n=23 et 7 mois : WT n=21, HE n=17, HO n=17).
Les valeurs normalisées, chez les souris âgées de 12 mois, ont été de 11,06 mg (±0,62) chez les WT, de 10,90 mg (±0,44) chez les HE et de 12,35 mg (±0,66) chez les HO. Les valeurs normalisées ont été de 10,33 mg (±0,39) chez les WT, de 9,65 mg (±0,31) chez les HE et de 11,03 mg (±0,3) chez les HO.
59
Figure 27 Masse ventriculaire gauche normalisée de souris âgées de 12 mois estimée à partir des échocardiographies. Les souris homozygotes (rouge) présentent une masse ventriculaire
gauche significativement plus importante que les souris de génotype sauvage (bleu) avec une valeur P de 0,007 (WT n=9, HE n=6, HO n=11).
Les valeurs normalisées sur la longueur du tibia étaient de 4,87 mg (±0,29) chez les WT, 5,23 mg (±0,73) chez les HE et de 6,46 mg (±0,41) chez les HO.
Figure 28 Modification du diamètre ventriculaire gauche en diastole et systole et de l’efficacité de contraction des ventricules chez des souris homozygotes (rouge) R219H. Les souris
homozygotes présentent un diamètre ventriculaire gauche moyen plus important que les souris de génotype sauvage (bleu). Elles présentent également une fraction d’éjection moyenne et une fraction de raccourcissement moyenne significativement inférieures à celles des souris au génotype sauvage (bleu) (WT n=9, HE n=6, HO n=11).
La moyenne du diamètre en fin de diastole du ventricule gauche était de 0,463 mm (±0,008) chez les souris HO contre 0,425 mm (±0,01) chez les HE et 0,407 mm (±0,006) chez les souris WT. La
60
valeur moyenne du diamètre en fin de systole était de 0,321 mm (±0,01) chez les souris HO contre 0,281 mm (±0,02) chez les HE et 0,258 mm (±0,007) chez les souris WT. Les HE présentent des valeurs intermédiaires, mais aucune différence significative avec les souris WT. La différence de diamètre ventriculaire en systole et diastole était également visible sur les enregistrements de l’échocardiographie. La moyenne des valeurs obtenues pour la fraction d’éjection a été de 59,6 % (±1,35) pour les souris WT, de 56,1 % (±4,56) pour les souris HE et de 51,8 % (±2,79) chez les HO. La moyenne pour la fraction de raccourcissement a été de 36,5 % (±1,06) chez les WT, 34,1 % (±3,31) chez les HE et 30,9 % (±2,03) chez les HO.
Il n’y a pas eu de différences significatives
entre les HO, HE et WT s’agissant de l’épaisseur du septum en diastole et en systole, de la
paroi postérieure en diastole et en systole, du temps d’éjection, de la vitesse de
raccourcissement des fibres, de l’épaisseur relative des parois, de la fréquence cardiaque,
du volume d’éjection systolique, des ondes E et A.
Figure 29 Exemples d’images d’échocardiographie obtenues en mode TM (temps-mouvement) permettant le calcul du diamètre ventriculaire gauche en fin de diastole et systole chez des souris de génotype sauvage (gauche), hétérozygote (centre) et homozygote (droite) âgées de 12 mois. L’axe TM est perpendiculaire à l’axe du sternum. Sur l’image centrale sont indiqués le
diamètre ventriculaire en fin de systole (LVESD) et le diamètre ventriculaire en fin de diastole (LVEDD).
61
Annexe 3
Évaluation phénotypique par histologie
Les coupes histologiques, effectuées sur des cœurs de souris âgées de 12 mois, ont mis en évidence une modification morphologique du myocarde chez les HE et les HO. Le cœur des souris HE et HO présente une forme beaucoup plus arrondie. La taille du cœur des HO est aussi plus importante (Figure 30). Malgré la modification évidente de l’aspect général du cœur chez les HE et les HO, la présence d’une dilatation du ventricule gauche n’est pas claire.
Figure 30 Coupes frontales (haut) et transversales (bas) de cœurs de souris âgées de 12 mois de génotype sauvage (gauche), hétérozygote (centre) et homozygote (droite) (0.8X).
Les grossissements de régions au niveau de l’apex et de la paroi du ventricule gauche indiquent une désorganisation de l’alignement des cardiomyocytes chez les HE et les HO. La région du ventricule gauche semble, cependant, la plus endommagée, notamment chez les HO, avec un espacement
62
important des cardiomyocytes très probablement causé par une dégradation de la matrice extracellulaire. Les fibres semblent également plus allongées et ondulées chez les HE alors qu’elles ne présentent plus aucune structure claire chez les HO dans la région du ventricule gauche (Figure
26).
Figure 31 Grossissement 40X dans la région de l’apex (haut) et de la paroi du ventricule gauche (bas) des coupes frontales de souris âgées de 12 mois de génotype sauvage (gauche), hétérozygote (centre) et homozygote (droite).
La dégradation de la matrice extracellulaire expliquerait la perte d’alignement des cardiomyocytes et la désorganisation constatée. La matrice extracellulaire est composée majoritairement de fibres de collagène de types I et III, mais aussi de fibres de collagène de types IV, V et VI. Elle est composée également de fibronectine, laminine, élastine, fibrilline, de protéoglycanes et de glycoprotéines. Il a déjà été montré que cette matrice est remodelée dans le cas de la cardiomyopathie dilatée (Fan D, 2012). De plus, l’espacement créé entre les cardiomyocytes pourrait être propice à une infiltration de collagène. Il a déjà été observé, dans des cas de DCM résultant de l’alcoolisme, une surproduction périvasculaire de collagène (Radu RI, 2012).
63
Annexe 4
Tableau 4 Propriétés biophysiques du canal sodique Nav1.5 et Nav1.5-R219H chez des souris âgées de 12 mois (haut) et 7 mois (bas) de génotype WT, HE et HO.
WT HE HO Steady-state Activation V½ (mV) -48,19±0,2296 (n=4) -52,4±0,2541* (n=8) -52,07±0,1844** (n=9) kv 3,959±0,1993 (n=4) 3,919±0,2203 (n=8) 4,453±0,16 (n=9) Steady-state Inactivation V½ (mV) -83,63±0,5747 (n=3) -86,42±0,2383 (n=3) -87,13±0,1848 (n=4) kv 5,075±0,5102 (n=3) 5,313±0,2124 (n=3) 5,122±0,164 (n=4)
Recovery from inactivation
(-100 mV) τrec (ms) 3,969±0,4955 (n=2) 2,902±0,3743 (n=3) 2,609±0,4017 (n=2) WT HE HO Steady-state Activation V½ (mV) -45,12±0,1934 (n=8) -49,57±0,205** (n=8) -52,35±0,1556*** (n=5) kv 4,427±0,168 (n=8) 4,192±0,178 (n=8) 4,661±0,1349 (n=5) Steady-state Inactivation V½ (mV) -77,68±0,2372 (n=3) -80,47±0,4134 (n=4) -84,91±0,3561 (n=3) kv 5,676±0,2116 (n=3) -5,343±0,3667 (n=4) -5,173±0,3147 (n=3)
Recovery from inactivation