La transition endothélio-mésenchymateuse des CECH en culture est de plus en plus étudiée par les chercheurs voulant utiliser ces cellules en génie tissulaire de l’endothélium cornéen. Il avait déjà été montré que le TGF-β induisait la TEnM des CECH in vitro (Okumura et al., 2013), mais d’un autre côté, le TGF-β est aussi connu pour maintenir les cellules en état de quiescence in vivo (Joyce, 2012). Le blocage des voies de signalisation du TGF-β n’est donc peut-être pas toujours souhaité en fonction du contexte cellulaire. L’objectif principal de mes travaux était ainsi d’améliorer les conditions de culture des CECH afin de contrer la TEnM et d’optimiser l’utilisation de différents additifs au milieu, comme le TGF-β1, le SB431542, l’EGF et l’AG-1478.
Plus spécifiquement, mon projet visait à déterminer si le TGF-β1 agissait différemment sur le phénotype des CECH selon leur phase de culture et s’il était possible d’améliorer le phénotype des CECH par l’utilisation du TGF-β1. Les résultats obtenus sont les premiers à montrer que l’ajout de TGF-β1 dans le milieu de culture de CECH confluentes permet d’augmenter l’expression des protéines de jonctions cellulaires ZO-1 et n-cadhérine et par le fait même, de promouvoir l’établissement de la fonction de barrière endothéliale in vitro. C’est une nouvelle découverte qui permet de mieux comprendre la physiologie in vitro des CECH et qui permettra éventuellement de déterminer les conditions de culture idéales de celles- ci.
Mes travaux avaient aussi comme but de déterminer si l’EGF avait un effet synergique sur l’induction de la TEnM des CECH, particulièrement lors de leur phase de prolifération. Contrairement à des travaux réalisés dans d’autres types de cellules épithéliales, les résultats ont montré que l’EGF a peu d’impact sur la TEnM des CECH. Cependant, nous avons découvert que bloquer le récepteur de l’EGF avec l’AG-1478 pendant la phase de maturation permettait d’augmenter les effets positifs du TGF-β1 sur l’expression des protéines de jonctions cellulaires et sur la morphologie endothéliale. À notre connaissance, c’est la première fois que cela est étudié dans les CEC.
Nous avons ainsi établi une nouvelle méthode de culture des CECH en deux phases : prolifération avec des mitogènes, puis maturation dans un milieu additionné de sérum, de TGF-β1 et d’AG-1478. Elle permet d’obtenir une monocouche de cellules avec une morphologie endothéliale typique, mais aussi formant une barrière semi-perméable fonctionnelle qui est essentielle au maintien de la vision in vivo.
Parmi les limites de cette étude, il y a d’abord le fait que pour une question d’efficacité, il n’y a pas eu de caractérisation de la fonction de pompe de l’endothélium. Dans les prochaines expériences, celle-ci devra se faire notamment par des immunofluorescences et immunobuvardages de type Western visant la pompe Na+/K+ATPase. Ensuite, il peut parfois sembler contre-intuitif d’utiliser le TGF-β1 pour améliorer le phénotype endothélial, alors que cette cytokine est connue pour induire la transition épi/endothélio-mésenchymateuse dans de nombreux types cellulaires. Nos expériences préliminaires ayant toutes été effectuées avec ce sous- type de TGF-β, il nous a semblé qu’il serait préférable de poursuivre les expériences avec la même cytokine. Le TGF-β2 est l’isoforme de TGF-β le plus abondant dans l’humeur aqueuse (Jampel et al., 1990). Les CECH sont maintenues en état de quiescence in vivo par celui-ci. Il sera donc important de vérifier, dans un futur rapproché, si le TGF-β2 favorise également la formation de la barrière endothéliale in vitro des CECH confluentes. D’un autre point de vue plus technique, les analyses de l’expression des différentes protéines par immunobuvardage de type Western ont parfois été difficiles à mettre au point. En effet, nous aurions voulu analyser ZO-1 et le collagène de type I afin d’obtenir des résultats plus quantitatifs que les immunofluorescences, mais nous n’avons pas réussi à trouver des anticorps et/ou des conditions permettant de compléter des analyses satisfaisantes. Enfin, il serait intéressant de réaliser des analyses par Q-PCR de l’expression de l’ARNm des protéines d’intérêt. Cela rendrait les résultats encore plus complets.
En perspective, des expériences et analyses supplémentaires seront nécessaires afin de mieux comprendre et perfectionner ce modèle de culture. D’abord, il faudra déterminer quelles voies de signalisation majeures et gènes sont activés dans les différentes phases de culture et par le TGF-β1, l’EGF et l’AG-1478. Comme discuté précédemment, il semblerait que la perte de l’inhibition de contact soit l’un des
facteurs influençant la réponse des CECH au TGF-β1. Parmi les voies de signalisation que l’on sait déjà modifiées par la perte des jonctions cellulaires se trouve la voie Wnt/β-caténine (H. C. Chen et al., 2012). Celle-ci est connue pour son rôle dans la prolifération et la TEnM des CECH (Ho et al., 2015; Y. T. Zhu et al., 2012). La localisation et la quantification de la β-caténine et de LEF1, une cible transcriptionnelle de la voie Wnt (Y. T. Zhu et al., 2012) seraient à étudier. Des analyses plus larges des voies activées dans les deux phases de culture, d’abord par des essais en plaques pour découvrir les protéines phosphorylées (un essai de type «phospho-kinase array»), puis par des analyses Western pour confirmer les résultats obtenus seront à effectuer. Des analyses par biopuces à ADN permettraient également d’avoir un portrait plus global de l’expression différentielle des gènes entre les conditions de culture. En connaissant mieux les différentes voies de signalisation et gènes activés, nous pourrons mieux comprendre nos résultats et surtout, par quel mécanisme le TGF-β favorise l’expression des protéines de jonctions cellulaires, ce qui est très peu documenté à ce jour. Cela aiderait également à optimiser les conditions de culture de façon à ce que les cellules n’expriment plus α-SMA suite à leur maturation. Finalement, dans un avenir un peu plus lointain, ce modèle de culture pourrait servir à reconstruire un endothélium cornéen par génie tissulaire et réaliser les premiers essais de greffes dans un modèle animal.
L’établissement de conditions de culture permettant d’éviter la TEnM des CEC est la première étape clé dans la fabrication, par génie tissulaire, d’un substitut aux greffes de cornées natives. Cela permettra éventuellement de rendre la vue et une meilleure qualité de vie à de nombreux patients atteints d’endothéliopathies. Mes travaux s’inscrivent ainsi dans cette voie et apportent de nouvelles connaissances sur la physiologie et la culture des cellules endothéliales cornéennes.
Bibliographie
. 2015 Eye banking statistical report. (2016) (pp. 98). Washingtion, DC: Eye Banking Association of America.
Alberts, B., Jonhson, A., Lewis, J., Raff, M., Roberts, K., & Walter, P. (2008). Cell Junctions, Cell Adhesion, and the Extracellular Matrix Mol Biol Cell (5 ed.). New York (NY): Garland Science, Taylor and Francis Group.
Arnold, D. R., Moshayedi, P., Schoen, T. J., Jones, B. E., Chader, G. J., & Waldbillig, R. J. (1993). Distribution of IGF-I and -II, IGF binding proteins (IGFBPs) and IGFBP mRNA in ocular fluids and tissues: potential sites of synthesis of IGFBPs in aqueous and vitreous. Exp Eye Res, 56(5), 555-565. doi: 10.1006/exer.1993.1069
Bahn, C. F., Glassman, R. M., MacCallum, D. K., Lillie, J. H., Meyer, R. F., Robinson, B. J., & Rich, N. M. (1986). Postnatal development of corneal endothelium. Invest Ophthalmol Vis Sci, 27(1), 44-51.
Barry, P. A., Petroll, W. M., Andrews, P. M., Cavanagh, H. D., & Jester, J. V. (1995). The spatial organization of corneal endothelial cytoskeletal proteins and their relationship to the apical junctional complex. Invest Ophthalmol Vis Sci, 36(6), 1115-1124.
Bednarz, J., Doubilei, V., Wollnik, P. C., & Engelmann, K. (2001). Effect of three different media on serum free culture of donor corneas and isolated human corneal endothelial cells. Br J Ophthalmol, 85(12), 1416-1420.
Bednarz, J., Rodokanaki-von Schrenck, A., & Engelmann, K. (1998). Different characteristics of endothelial cells from central and peripheral human cornea in primary culture and after subculture. In Vitro Cell Dev Biol Anim, 34(2), 149-153. doi: 10.1007/s11626-998-0097-7
Bednarz, J., Weich, H. A., Rodokanaki-von Schrenck, A., & Engelmann, K. (1995). Expression of genes coding growth factors and growth factor receptors in differentiated and dedifferentiated human corneal endothelial cells. Cornea, 14(4), 372-381.
Beebe, D. C. (2008). Maintaining transparency: a review of the developmental physiology and pathophysiology of two avascular tissues. Semin Cell Dev Biol, 19(2), 125-133. doi: 10.1016/j.semcdb.2007.08.014
Bonanno, J. A. (2012). Molecular mechanisms underlying the corneal endothelial pump. Exp Eye Res, 95(1), 2-7. doi: 10.1016/j.exer.2011.06.004
Bostan, C., Theriault, M., Forget, K. J., Doyon, C., Cameron, J. D., Proulx, S., & Brunette, I. (2016). In Vivo Functionality of a Corneal Endothelium
Transplanted by Cell-Injection Therapy in a Feline Model. Invest Ophthalmol Vis Sci, 57(4), 1620-1634. doi: 10.1167/iovs.15-17625
Bourne, W. M. (2003). Biology of the corneal endothelium in health and disease. Eye (Lond), 17(8), 912-918. doi: 10.1038/sj.eye.6700559
Bourne, W. M., Nelson, L. R., & Hodge, D. O. (1997). Central corneal endothelial cell changes over a ten-year period. Invest Ophthalmol Vis Sci, 38(3), 779-782. Carlson, K. H., Bourne, W. M., McLaren, J. W., & Brubaker, R. F. (1988). Variations in human corneal endothelial cell morphology and permeability to fluorescein with age. Exp Eye Res, 47(1), 27-41.
Chen, H. C., Zhu, Y. T., Chen, S. Y., & Tseng, S. C. (2012). Wnt signaling induces epithelial-mesenchymal transition with proliferation in ARPE-19 cells upon loss of contact inhibition. Lab Invest, 92(5), 676-687. doi:
Chen, K. H., Azar, D., & Joyce, N. C. (2001). Transplantation of adult human corneal endothelium ex vivo: a morphologic study. Cornea, 20(7), 731-737.
Chen, K. H., Harris, D. L., & Joyce, N. C. (1999). TGF-beta2 in aqueous humor suppresses S-phase entry in cultured corneal endothelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 40(11), 2513-2519.
Choi, J. S., Kim, E. Y., Kim, M. J., Giegengack, M., Khan, F. A., Khang, G., & Soker, S. (2013). In vitro evaluation of the interactions between human corneal endothelial cells and extracellular matrix proteins. Biomed Mater, 8(1), 014108. doi: 10.1088/1748-6041/8/1/014108
Choi, J. S., Kim, E. Y., Kim, M. J., Khan, F. A., Giegengack, M., D'Agostino, R., Jr., . . . Soker, S. (2014). Factors affecting successful isolation of human corneal endothelial cells for clinical use. Cell Transplant, 23(7), 845-854. doi: 10.3727/096368913x664559
Chowdhury, U. R., Madden, B. J., Charlesworth, M. C., & Fautsch, M. P. (2010). Proteome analysis of human aqueous humor. Invest Ophthalmol Vis Sci, 51(10), 4921-4931. doi: 10.1167/iovs.10-5531
Couch, J. M., Cullen, P., Casey, T. A., & Fabre, J. W. (1987). Mitotic activity of corneal endothelial cells in organ culture with recombinant human epidermal growth factor. Ophthalmology, 94(1), 1-6.
Cousins, S. W., McCabe, M. M., Danielpour, D., & Streilein, J. W. (1991).
Identification of transforming growth factor-beta as an immunosuppressive factor in aqueous humor. Invest Ophthalmol Vis Sci, 32(8), 2201-2211. D'Souza-Schorey, C. (2005). Disassembling adherens junctions: breaking up is hard
to do. Trends Cell Biol, 15(1), 19-26. doi: 10.1016/j.tcb.2004.11.002
Darby, I. A., & Hewitson, T. D. (2007). Fibroblast differentiation in wound healing and fibrosis. Int Rev Cytol, 257, 143-179. doi: 10.1016/s0074-7696(07)57004-x Dawson, D. G., Ubels, J. L., & Edelhauser, H. F. (2004). Cornea and sclera. In L. A.
Levin, S. F. E. Nilsson, J. Ver Hoeve, & S. M. Wu (Eds.), Adler's Physiology of the eye (11th ed., pp. 71-130): Elsevier.
Dawson, D. G., Watsky, M. A., Geroski, D. H., & F., E. H. (2013). Cornea and Sclera. In W. Tasman & E. A. Jaeger (Eds.), Duane's Ophthalmology, 12th Edition (12th edition ed.). Philadelphia: Lippincott Williams & Wilkins.
Dikstein, S., & Maurice, D. M. (1972). The metabolic basis to the fluid pump in the cornea. J Physiol, 221(1), 29-41.
Edelhauser, H. F. (2006). The balance between corneal transparency and edema: the Proctor Lecture. Invest Ophthalmol Vis Sci, 47(5), 1754-1767. doi: 10.1167/iovs.05-1139
Engelmann, K., Bohnke, M., & Friedl, P. (1988). Isolation and long-term cultivation of human corneal endothelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 29(11), 1656- 1662.
Engelmann, K., & Friedl, P. (1989). Optimization of culture conditions for human corneal endothelial cells. In Vitro Cell Dev Biol, 25(11), 1065-1072.
Engler, C., Kelliher, C., Speck, C. L., & Jun, A. S. (2009). Assessment of attachment factors for primary cultured human corneal endothelial cells. Cornea, 28(9), 1050-1054. doi: 10.1097/ICO.0b013e3181a165a3
Fan, L., Sebe, A., Peterfi, Z., Masszi, A., Thirone, A. C., Rotstein, O. D., . . . Kapus, A. (2007). Cell contact-dependent regulation of epithelial-myofibroblast transition via the rho-rho kinase-phospho-myosin pathway. Mol Biol Cell, 18(3), 1083-1097. doi: 10.1091/mbc.E06-07-0602
Fischbarg, J. (2010). Fluid transport across leaky epithelia: central role of the tight junction and supporting role of aquaporins. Physiol Rev, 90(4), 1271-1290. doi: 10.1152/physrev.00025.2009
Fischbarg, J., Diecke, F. P., Iserovich, P., & Rubashkin, A. (2006). The Role of the Tight Junction in Paracellular Fluid Transport across Corneal Endothelium. Electro-osmosis as a Driving Force. J Membr Biol, 210(2), 117-130. doi: 10.1007/s00232-005-0850-8
Funaki, T., Nakao, A., Ebihara, N., Setoguchi, Y., Fukuchi, Y., Okumura, K., . . . Kanai, A. (2003). Smad7 suppresses the inhibitory effect of TGF-beta2 on corneal endothelial cell proliferation and accelerates corneal endothelial wound closure in vitro. Cornea, 22(2), 153-159.
Giasson, C., & Bonanno, J. A. (1994). Facilitated transport of lactate by rabbit corneal endothelium. Exp Eye Res, 59(1), 73-81. doi:
10.1006/exer.1994.1082
Gomes, P., Srinivas, S. P., Van Driessche, W., Vereecke, J., & Himpens, B. (2005). ATP release through connexin hemichannels in corneal endothelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 46(4), 1208-1218. doi: 10.1167/iovs.04-1181 Gomes, P., Srinivas, S. P., Vereecke, J., & Himpens, B. (2006). Gap junctional
intercellular communication in bovine corneal endothelial cells. Exp Eye Res, 83(5), 1225-1237. doi: 10.1016/j.exer.2006.06.012
Grande, M., Franzen, A., Karlsson, J. O., Ericson, L. E., Heldin, N. E., & Nilsson, M. (2002). Transforming growth factor-beta and epidermal growth factor
synergistically stimulate epithelial to mesenchymal transition (EMT) through a MEK-dependent mechanism in primary cultured pig thyrocytes. J Cell Sci, 115(Pt 22), 4227-4236.
Grant, M. B., Khaw, P. T., Schultz, G. S., Adams, J. L., & Shimizu, R. W. (1992). Effects of epidermal growth factor, fibroblast growth factor, and transforming growth factor-beta on corneal cell chemotaxis. Invest Ophthalmol Vis Sci, 33(12), 3292-3301.
Haagdorens, M., Van Acker, S. I., Van Gerwen, V., Ni Dhubhghaill, S., Koppen, C., Tassignon, M. J., & Zakaria, N. (2016). Limbal Stem Cell Deficiency: Current Treatment Options and Emerging Therapies. Stem Cells Int, 2016, 9798374. doi: 10.1155/2016/9798374
Hara, S., Hayashi, R., Soma, T., Kageyama, T., Duncan, T., Tsujikawa, M., & Nishida, K. (2014). Identification and Potential Application of Human Corneal Endothelial Progenitor Cells. Stem Cells Dev. doi: 10.1089/scd.2013.0387 Harris, D. L., & Joyce, N. C. (1999). Transforming growth factor-beta suppresses
proliferation of rabbit corneal endothelial cells in vitro. J Interferon Cytokine Res, 19(4), 327-334. doi: 10.1089/107999099314027
Heldin, C. H., Landstrom, M., & Moustakas, A. (2009). Mechanism of TGF-beta signaling to growth arrest, apoptosis, and epithelial-mesenchymal transition. Curr Opin Cell Biol, 21(2), 166-176. doi: 10.1016/j.ceb.2009.01.021
Herve, J. C., & Derangeon, M. (2013). Gap-junction-mediated cell-to-cell
communication. Cell Tissue Res, 352(1), 21-31. doi: 10.1007/s00441-012- 1485-6
Hirata-Tominaga, K., Nakamura, T., Okumura, N., Kawasaki, S., Kay, E. P., Barrandon, Y., . . . Kinoshita, S. (2013). Corneal endothelial cell fate is maintained by LGR5 through the regulation of hedgehog and Wnt pathway. Stem Cells, 31(7), 1396-1407. doi: 10.1002/stem.1390
Ho, W. T., Chang, J. S., Su, C. C., Chang, S. W., Hu, F. R., Jou, T. S., & Wang, I. J. (2015). Inhibition of Matrix Metalloproteinase Activity Reverses Corneal
Endothelial-Mesenchymal Transition. Am J Pathol, 185(8), 2158-2167. doi: 10.1016/j.ajpath.2015.04.005
Honda, H., Ogita, Y., Higuchi, S., & Kani, K. (1982). Cell movements in a living mammalian tissue: long-term observation of individual cells in wounded corneal endothelia of cats. J Morphol, 174(1), 25-39. doi:
10.1002/jmor.1051740104
Hoppenreijs, V. P., Pels, E., Vrensen, G. F., Felten, P. C., & Treffers, W. F. (1993). Platelet-derived growth factor: receptor expression in corneas and effects on corneal cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 34(3), 637-649.
Hoppenreijs, V. P., Pels, E., Vrensen, G. F., Oosting, J., & Treffers, W. F. (1992). Effects of human epidermal growth factor on endothelial wound healing of human corneas. Invest Ophthalmol Vis Sci, 33(6), 1946-1957.
Hsueh, Y. J., Chen, H. C., Wu, S. E., Wang, T. K., Chen, J. K., & Ma, D. H. (2015). Lysophosphatidic acid induces YAP-promoted proliferation of human corneal endothelial cells via PI3K and ROCK pathways. Mol Ther Methods Clin Dev, 2, 15014. doi: 10.1038/mtm.2015.14
Ikenouchi, J., Furuse, M., Furuse, K., Sasaki, H., Tsukita, S., & Tsukita, S. (2005). Tricellulin constitutes a novel barrier at tricellular contacts of epithelial cells. J Cell Biol, 171(6), 939-945. doi: 10.1083/jcb.200510043
Inagaki, E., Hatou, S., Yoshida, S., Miyashita, H., Tsubota, K., & Shimmura, S. (2013). Expression and distribution of claudin subtypes in human corneal endothelium. Invest Ophthalmol Vis Sci, 54(12), 7258-7265. doi:
10.1167/iovs.13-12022
Ishino, Y., Sano, Y., Nakamura, T., Connon, C. J., Rigby, H., Fullwood, N. J., & Kinoshita, S. (2004). Amniotic membrane as a carrier for cultivated human corneal endothelial cell transplantation. Invest Ophthalmol Vis Sci, 45(3), 800-806.
Ittner, L. M., Wurdak, H., Schwerdtfeger, K., Kunz, T., Ille, F., Leveen, P., . . . Sommer, L. (2005). Compound developmental eye disorders following inactivation of TGFbeta signaling in neural-crest stem cells. J Biol, 4(3), 11. doi: 10.1186/jbiol29
Jackel, T., Knels, L., Valtink, M., Funk, R. H., & Engelmann, K. (2011). Serum-free corneal organ culture medium (SFM) but not conventional minimal essential organ culture medium (MEM) protects human corneal endothelial cells from apoptotic and necrotic cell death. Br J Ophthalmol, 95(1), 123-130. doi: 10.1136/bjo.2010.183418
Jampel, H. D., Roche, N., Stark, W. J., & Roberts, A. B. (1990). Transforming growth factor-beta in human aqueous humor. Curr Eye Res, 9(10), 963-969.
Jester, J. V. (2008). Corneal crystallins and the development of cellular transparency. Semin Cell Dev Biol, 19(2), 82-93. doi:
10.1016/j.semcdb.2007.09.015
Joko, T., Shiraishi, A., Akune, Y., Tokumaru, S., Kobayashi, T., Miyata, K., & Ohashi, Y. (2013). Involvement of P38MAPK in human corneal endothelial cell
migration induced by TGF-beta(2). Exp Eye Res, 108, 23-32. doi: 10.1016/j.exer.2012.11.018
Joyce, N. C. (2003). Proliferative capacity of the corneal endothelium. Prog Retin Eye Res, 22(3), 359-389.
Joyce, N. C. (2012). Proliferative capacity of corneal endothelial cells. Exp Eye Res, 95(1), 16-23. doi: 10.1016/j.exer.2011.08.014
Joyce, N. C., & Harris, D. L. (2010). Decreasing expression of the G1-phase inhibitors, p21Cip1 and p16INK4a, promotes division of corneal endothelial cells from older donors. Mol Vis, 16, 897-906.
Joyce, N. C., Harris, D. L., & Mello, D. M. (2002). Mechanisms of mitotic inhibition in corneal endothelium: contact inhibition and TGF-beta2. Invest Ophthalmol Vis Sci, 43(7), 2152-2159.
Joyce, N. C., Harris, D. L., & Zieske, J. D. (1998). Mitotic inhibition of corneal
endothelium in neonatal rats. Invest Ophthalmol Vis Sci, 39(13), 2572-2583. Joyce, N. C., Meklir, B., Joyce, S. J., & Zieske, J. D. (1996). Cell cycle protein
expression and proliferative status in human corneal cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 37(4), 645-655.
Joyce, N. C., Meklir, B., & Neufeld, A. H. (1990). In vitro pharmacologic separation of corneal endothelial migration and spreading responses. Invest Ophthalmol Vis Sci, 31(9), 1816-1826.
Joyce, N. C., & Zhu, C. C. (2004). Human corneal endothelial cell proliferation: potential for use in regenerative medicine. Cornea, 23(8 Suppl), S8-S19. Joyce, N. C., & Zieske, J. D. (1997). Transforming growth factor-beta receptor
expression in human cornea. Invest Ophthalmol Vis Sci, 38(10), 1922-1928. Kabosova, A., Azar, D. T., Bannikov, G. A., Campbell, K. P., Durbeej, M.,
Ghohestani, R. F., . . . Ljubimov, A. V. (2007). Compositional differences between infant and adult human corneal basement membranes. Invest Ophthalmol Vis Sci, 48(11), 4989-4999. doi: 10.1167/iovs.07-0654 Kalluri, R., & Weinberg, R. A. (2009). The basics of epithelial-mesenchymal
transition. J Clin Invest, 119(6), 1420-1428. doi: 10.1172/jci39104 Kardon, R. (2011). Regulation of light through the pupil. In L. A. Levin, S. F. E.
Nilsson, J. Ver Hoeve, & S. M. Wu (Eds.), Adler's Physiology of the Eye (11th ed., pp. xii, 795 p): Elsevier.
Katsuno, Y., Lamouille, S., & Derynck, R. (2013). TGF-beta signaling and epithelial- mesenchymal transition in cancer progression. Curr Opin Oncol, 25(1), 76- 84. doi: 10.1097/CCO.0b013e32835b6371
Kaufman, P. L., Alm, A., & Levin, L. A. (2011). Physiology of Optical Media Adler's physiology of the eye (11th ed., pp. xii, 795 p.). Edinburgh ; Toronto: Saunders/Elsevier.
Kay, E. P., Gu, X., & Smith, R. E. (1994). Corneal endothelial modulation: bFGF as direct mediator and corneal endothelium modulation factor as inducer. Invest Ophthalmol Vis Sci, 35(5), 2427-2435.
Kay, E. P., Nimni, M. E., & Smith, R. E. (1984a). Modulation of endothelial cell morphology and collagen synthesis by polymorphonuclear leukocytes. Invest Ophthalmol Vis Sci, 25(5), 502-512.
Kay, E. P., Nimni, M. E., & Smith, R. E. (1984b). Stability of collagen phenotype in morphologically modulated rabbit corneal endothelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 25(5), 495-501.
Kikuchi, M., Harris, D. L., Obara, Y., Senoo, T., & Joyce, N. C. (2004). p27kip1 Antisense-induced proliferative activity of rat corneal endothelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 45(6), 1763-1770.
Kikuchi, M., Zhu, C., Senoo, T., Obara, Y., & Joyce, N. C. (2006). p27kip1 siRNA induces proliferation in corneal endothelial cells from young but not older donors. Invest Ophthalmol Vis Sci, 47(11), 4803-4809. doi: 10.1167/iovs.06- 0521
Kim, E., Kim, J. J., Hyon, J. Y., Chung, E. S., Chung, T. Y., Yi, K., . . . Shin, Y. J. (2014). The effects of different culture media on human corneal endothelial
cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 55(8), 5099-5108. doi: 10.1167/iovs.14- 14564
Kim, T. Y., Kim, W. I., Smith, R. E., & Kay, E. D. (2001). Role of p27(Kip1) in cAMP- and TGF-beta2-mediated antiproliferation in rabbit corneal endothelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 42(13), 3142-3149.
Ko, M. K., & Kay, E. P. (2005). Regulatory role of FGF-2 on type I collagen expression during endothelial mesenchymal transformation. Invest Ophthalmol Vis Sci, 46(12), 4495-4503. doi: 10.1167/iovs.05-0818 Kumagai, A. K., Glasgow, B. J., & Pardridge, W. M. (1994). GLUT1 glucose
transporter expression in the diabetic and nondiabetic human eye. Invest Ophthalmol Vis Sci, 35(6), 2887-2894.
LaGier, A. J., Gordon, G. M., Katzman, L. R., Vasiliou, V., & Fini, M. E. (2013). Mechanisms for PDGF, a serum cytokine, stimulating loss of corneal keratocyte crystallins. Cornea, 32(9), 1269-1275. doi:
10.1097/ICO.0b013e318296e0b9
Lamouille, S., Xu, J., & Derynck, R. (2014). Molecular mechanisms of epithelial- mesenchymal transition. Nat Rev Mol Cell Biol, 15(3), 178-196. doi: 10.1038/nrm3758
Laukoetter, M. G., Nava, P., Lee, W. Y., Severson, E. A., Capaldo, C. T., Babbin, B. A., . . . Parkos, C. A. (2007). JAM-A regulates permeability and inflammation in the intestine in vivo. J Exp Med, 204(13), 3067-3076. doi:
10.1084/jem.20071416
Lee, J. G., & Heur, M. (2015). WNT10B Enhances Proliferation Through beta-catenin and RAC1 GTPase in Human Corneal Endothelial Cells. J Biol Chem. doi: 10.1074/jbc.M115.677245
Lee, J. G., & Kay, E. P. (2012). NF-kappaB is the transcription factor for FGF-2 that causes endothelial mesenchymal transformation in cornea. Invest
Ophthalmol Vis Sci, 53(3), 1530-1538. doi: 10.1167/iovs.11-9102
Lee, J. G., Ko, M. K., & Kay, E. P. (2012). Endothelial mesenchymal transformation mediated by IL-1beta-induced FGF-2 in corneal endothelial cells. Exp Eye Res, 95(1), 35-39. doi: 10.1016/j.exer.2011.08.003
Lee, J. G., Song, J. S., Smith, R. E., & Kay, E. P. (2011). Human corneal endothelial cells employ phosphorylation of p27(Kip1) at both Ser10 and Thr187 sites for FGF-2-mediated cell proliferation via PI 3-kinase. Invest Ophthalmol Vis Sci, 52(11), 8216-8223. doi: 10.1167/iovs.11-8213
Leung, E. W., Rife, L., Smith, R. E., & Kay, E. P. (2000). Extracellular matrix components in retrocorneal fibrous membrane in comparison to corneal endothelium and Descemet's membrane. Mol Vis, 6, 15-23.
Li, W., Sabater, A. L., Chen, Y. T., Hayashida, Y., Chen, S. Y., He, H., & Tseng, S. C. (2007). A novel method of isolation, preservation, and expansion of human corneal endothelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci, 48(2), 614-620. doi: 10.1167/iovs.06-1126
Ma, L., Kuang, K., Smith, R. W., Rittenband, D., Iserovich, P., Diecke, F. P., & Fischbarg, J. (2007). Modulation of tight junction properties relevant to fluid transport across rabbit corneal endothelium. Exp Eye Res, 84(4), 790-798. doi: 10.1016/j.exer.2006.12.018
Mandell, K. J., Berglin, L., Severson, E. A., Edelhauser, H. F., & Parkos, C. A. (2007). Expression of JAM-A in the human corneal endothelium and retinal pigment epithelium: localization and evidence for role in barrier function. Invest Ophthalmol Vis Sci, 48(9), 3928-3936. doi: 10.1167/iovs.06-1536
Mandell, K. J., Holley, G. P., Parkos, C. A., & Edelhauser, H. F. (2006). Antibody blockade of junctional adhesion molecule-A in rabbit corneal endothelial tight