Recherches sur l’écologie des champignons parasites dans le sol XVII. - Mesure du potentiel infectieux de sols et substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn, agent de fontes de semis

(1)

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Recherches sur l’écologie des champignons parasites dans le sol XVII. - Mesure du potentiel infectieux de sols et substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn,

agent de fontes de semis

Pierre Camporota

To cite this version:

Pierre Camporota. Recherches sur l’écologie des champignons parasites dans le sol XVII. - Mesure

du potentiel infectieux de sols et substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn, agent de fontes de

semis. Agronomie, EDP Sciences, 1982, 2 (5), pp.437-442. �hal-02716897�

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Recherches ^sur l’écologie ^des champignons parasites

dans le sol

XVII. - Mesure du potentiel infectieux de sols et

substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn, agent ^de

fontes de semis

Pierre CAMPOROTA

Anne-Marie POLETTI

I.N.R.A., Station de recherches sur la flore pathogène ^{dans le} sol, 17 rue Sully, ^F21034 Dijon ^Cedex.

RÉSUMÉ Une technique ^de ^mesure ^du potentiel infectieux de sols et substrats contaminés _par Rhizoctonia solani est R. solani , ^décritc. ^La ^terre ^à analyser, préalablement séchée, broyée, ^tamisée ^est amendée par ^{de la} farine de sarrasin.

Potentiel _{en 1} infectieux.

’

Êllc ^cst déposée âu ^collet ^de plantules ^de Vigna ^radiata (L.) ^Wilczek (= ^Phaseolus aureus var. ^« Mungo ») produites ên godets de matière plastique dans des conditions standard. Après âvoir ajusté l’humidité de la terre d’analyse, ^les godets ^sont ^fermés êt placés ên chambre climatisée dont les conditions de température êt

d’éclairemcnt ont été déterminées de façon ^à produire régulièrement ^des attaques ^de fonte de semis en post- levée sur le! plantules sensibles. La notation des symptômes intervient après ⁸ jours êt ôn ^détermine ûn îndice

de maladie par godet ^au moyen d’une échelle de notation des nécroses typiques. ^La technique ^est quantifiée

en faisant varier la quantité ^de ^terre analysée par dilution dans un sol de serre désinfecté. Une régression

linéaire est calculée entre les indices de maladie et les concentrations de terre correspondantes. Les résultats sont exprimés ^en ^nombre d’Unités de Potentiel Infectieux cinquante par gramme de sol (UPI 50/g).

Cette technique ^a ^été utilisée pour ^évaluer l’incidence sur le potentiel infectieux, de l’apport ^de ^doses

croissantes de l’amendement organique dans trois sols.

SUMMARY Studies on the ecology of fungal pathogens ⁱⁿ ^the ^soil

R

. solan i, ^{XVII. -} Measurement of the infectivity of substrates ^{and soils} infested with Rhizoctonia solani, the Soil infectivity. ^causal ^agent of damping-off

A technique ^has ^been developed ^for measuring ^the infectivity of soils and other substrates infested with Rhizoctonia solani. Soil is dried, crushed, sieved, amended with buckwheat meal and placed ^around ^the

collars of mungbean sccdlings (Vigna radiata = Phaseolus aureus cv « Mungo ») produced ⁱⁿ plastic

containers under standardized conditions. After adjustment ^of ^the soil moisture content, the containers are

closed and placed ⁱⁿ â growth chamber under temperature ând illumination conditions shown to be conducive to regular attacks of damping-off. Âfter ⁸ days’ incubation, â ^disease ^{index is} calculated.

To quantify ^the infectivity ôf â given soil, it is ^« diluted ^» with various quantities ôf sterilized greenhouse ^soil

and assayed. The linear regression of disease index values on log concentration of soil is calculated and, by interpolation, ^a ^{value for} ^{the soil} concentration with disease index 50 (UPI 50/g) is derived.

The Soil infectivity ^{of 3} ^soils ^amended with different amounts of buckwheat mcal has been evaluated by ^the

use of this technique.

1. INTRODUCTION

Le potentiel infectieux d’un sol infesté _par un champi-

gnon phytopathogène ^est ^la quantité d’énergie pathogène

stockée et disponible ^dans ^ce sol. Cette énergie pathogène s’exprimant ^sur ^la plante par des points d’infection, ^sa

mesure ne peut ^donc ^se ^faire qu’au moyen d’un ^test

biologiquc ; pour cela ^on confronte le sol avec une popula-

tion standard d’un hôte sensible afin d’obtenir un nombre d’infections réussies dans des conditions optimales

d’environnement (B OUHOT , 1979).

L’unité de potentiel infectieux (UPI) ^{d’un sol} ^est ^la

quantité d’énergie pathogène stockée dans ce sol nécessaire

et suffisante pour induire ^un point d’infection sur un hôte

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sensible. Il est difficile d’obtenir une mesure directe de cette

énergie, ^c’est pourquoi ^elle ^est remplacée par le volume de sol contenant 1 UPI.

La valeur du potentiel infectieux d’un sol est donnée en

UPI 50 qui ^est le volume de sol nécessaire et suffisant pour induire l’infection de 50 p. 100 d’une population ^de plantu-

les dans les conditions du test biologique (BouHOT, 1980).

Pour des raisons de commodité, les manipulations ^{de sol}

sont, dans la pratique courante, réalisées par pesée.

Au champ, ^la manifestation du potentiel infectieux sur une population ^de plantes, ^est ^fonction ^des composantes de l’inoculum du parasite (densité - capacité saprophy- tique - capacité infectieuse), conditionnées par ^les facteurs d’environnement qui ^{sont :} la sensibilité de l’espèce végé-

tale considérée, ^les caractéristiques microbiologiqucs ^et physicochimiques ^du ^sol, le climat (température - ^{humidité -} éclairement) ^et ^les pratiques culturales. L’apparition ^d’une

maladie provoquée par ^un champignon tellurique phyto- pathogène suppose ^non seulement la présence ^du parasite

mais aussi l’adéquation ^de ^tous ^les paramètres de l’environ- nement à son expression pathogène.

De telles conditions ne sont pas toujours ^réunies, ^aussi

est-il nécessaire, _pour ^mesurer le potentiel infectieux de sols infestés par ûn champignon phytopathogène, de détermi- ner, âu laboratoire, ^les conditions optimales permettant d’obtenir régulièrement ^des attaques ^{sur une} population ^de plantules ^sensibles âu parasite.

La reproductibilité ^de ^ces méthodes de mesure repose ^sur la standardisation d’un maximum de paramètres : produire

la plantule ^sensible toujours de la même façon, placer

l’échantillon de sol sur la partie ^la plus sensible de la

plantule, déterminer les conditions de température, ^humi- dité, éclairement pour lesquelles la sensibilité de la plantule

et l’agressivité ^du parasite ^sont maximales. La quantifica-

tion de la méthode est obtenue en diluant le sol à analyser

de façon ^à faire varier la concentration de l’inoculum qu’il

contient (BouHoT, 1979).

Cet article présente ^la description ^et l’application ^d’une technique, utilisant les principes ^énoncés ^et destinée à

mesurer le potentiel infectieux de sols et substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn. Ces travaux sont inspirés ^{de la} technique ^de ^mesure ^du potentiel infectieux de sols infestés par Pythium spp. (BouaoT, ^1975a, b, c).

II. MATÉRIEL ET MÉTHODE

L’expression pathogène ^de ^R. ^solani ^sur ^la plantule

sensible est très influencée par certaines conditions d’environnement : humidité de l’air et de la terre, éclaire- ment, amendement de la terre, substances sélectives. Une série d’expérimentations préliminaires ^a permis ^de juger ^de

l’incidence de ces paramètres ^et ^{de les} optimiser, ^afin

d’obtenir régulièrement ^une extériorisation maximale de la maladie (C AMPORO’ ra, ^non publié).

A. Production de plantules ^sensibles

Dans des godets ^en ^matière plastique ^de ^diamètre ⁷⁰ ^mm

et 11 mm de haut, ^on dépose 160 ml d’un mélange ^terreux

constitué de 50 p. 100 de sable argileux ^et ^{de 50} p. 100 de tourbe, désinfecté pendant ^{48 h à} ^{70 °C.} L’humidité de ce

mélange ^est amenée à 60 p. 100 de ^sa capacité de rétention

au moyen d’eau permutée additionnée de 100 ppm de

propamocarb ^et ^on sème, par godet, ⁵ graines ^de Vigna

radiata (L.) ^Wilczek (= ^Phaseolus aureus var ^« mungo »).

Les godets ^sont placés ^en chambre climatisée à la

température ^de 25 °C, ^une ^humidité relative de 70 à 80 p. 100, ^{sous un} éclairage de 6 000 lux avec une photopé-

riode de 15 h. Les plantules croissent dans ces conditions pendant 5 j (C AMP O ROTA , 1980).

B. Inoculation

Après séchage pendant ^{48 h à la} température ^{du labora-} toire, ^la ^terre ^à analyser êst broyée âu ^mortier êt ^{tamisée à}

1 000 _f _-L. Un amendement organique, ^la ^{farine de} ^sarrasin, y est incorporé ^et ³⁰ ^{ml de} ^terre ^sont déposés ^au collet des

plantules ^sensibles âgées ^de 5 j, ^de façon ^{à avoir} toujours ^la

même hauteur de terre au contact du végétal. ^Comme indiqué précédemment, l’humidité de la terre est amenée à 60 p. ¹⁰⁰ de sa capacité de rétention avec de l’eau distillée

contenant 100 ppm de propamocarb. ^Les godets ^sont ^alors

recouverts par ûn âutre godet ên ^matière plastique transpa-

rente de même diamètre et de 115 mm de hauteur, puis replacés ^en chambre climatisée dans les mêmes conditions que pour la production ^des plantules.

C. Notation

Après 8 j de confrontation de la terre d’analyse ^avec ^les plantules sensibles, ^les godets ^sont découverts, ^les plantules

sont arrachées et on note les nécroses typiques qui ^se ^sont développées ^au ^collet grâce ^à ^une échelle de notation : 0

(plante saine), ¹ (nécrose plus ôu ^moins étendue), ² (plante coupée âu collet) êt ³ (plante entièrement envahie) (fig. 1).

On détermine pour chaque godet, ^un indice de maladie

en faisant le rapport ^entre ^la ^somme ^des ^notes attribuées à

chaque plantule ^et ^le produit du nombre total de plantules

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levées _par la note 3 (note maximale des symptômes). ^Ce rapport ^est multiplié par 100 de façon ^à ^ce que l’échelle de l’indice de maladie varie de 0 à 100.

D. Quantification

La technique êst quantifiée ên ^diluant ^la ^terre analysée âu

moyen de ^terre de serre (50 p. 100 de sable argileux,

50 p. 100 de tourbe) désinfectée 3 j consécutifs à 100 °C

pendant 1 h 30. Cette ^« dilution » diminuant la densité de l’inoculum présent ^{dans le} mélange (terre analysée ^{+ terre}

de serre) permet ^d’obtenir ^une baisse concomitante de l’indice de maladie.

Sachant que le pourcentage de maladie varie en fonction du logarithme ^{de la} ^densité ^de l’inoculum (FI NNEY , 1971),

on emploie ^les pourcentages suivants de la terre analysée

dans le mélange ^avec ^la ^terre désinfectée : 100-30-10 et

3 p. 100. Cinq godets ^{de 5} plantules, ^{soit 25} plantules, ^sont

utilisés pour chaque concentration de terre.

Sur un graphique ^sont portés, ên abscisses, ^le logarithme des concentrations de terre analysée êt, ên ordonnées, ^les indices de maladie correspondants. ^La ^liaison êntre ^{les deux}

variables est calculée au moyen de la régression ^{de Y} ^en ^X,

en n’utilisant que les points pour lesquels ^la réponse ^dose-

effet est effective sur au moins 3 concentrations de terre

successives ; ^la ^linéarité ^{de la} régression ^est systématique-

ment vérifiée au moyen du ^test de non-linéarité (Test ^F ^de FISCHER).

L’équation de la droite de régression ^est de la forme : Indice de Maladie (IM) ⁼ ^a ⁺ ^b log Concentration de terre.

Les résultats sont exprimés ^en Unités de Potentiel Infec-

tieux 50 (UPI 50) (BOU HOT , 1975b ). ^Dans ^notre ^cas, ^la

valeur d’UPI 50 est obtenue en résolvant l’équation ^{de la}

droite pour ^une valeur médiane de l’indice de maladie

(IM ⁼ 50) ; ^on ^tire ^C ^et ^{ainsi le} poids ^de ^terre d’analyse

nécessaire _pour obtenir la valeur 50 de l’indice de maladie

sur la population ^de plantules dans les conditions du ^test biologique ; ^ce poids ^est ^{l’UPI 50,} caractéristique ^{du sol} analysé.

Afin de pouvoir comparer différents sols entre eux, ou

différents traitements d’un même sol, ^on ^calcule ^{le nombre} d’UPI 50 pour 1 g de ^{terre :}

III. APPLICATION ET RÉSULTATS

La méthode décrite a été utilisée pour évaluer l’incidence,

sur le potentiel infectieux, ^de l’apport de doses croissantes

de farine de sarrasin dans la terre analysée.

(5)

L’expérimentation ^a porté ^sur ^{3 sols :} ^un ^{sol de} ^serre

infesté par l’inoculum ^d’une souche très agressive ^de

R. solani, ^et ² sols, P, ^et P,, ^{de la} région d’Avignon,

naturellement infestés par le parasite. L’amendement orga-

nique ^a ^été incorporé à raison de 0, 10, ²⁰ ^et ⁴⁰ g/1 ^de ^terre.

Les figures ^3, ⁴ ^et ⁵ fournissent la représentation graphi-

que des résultats obtenus pour les ³ sols analysés.

Il a été possible ^d’obtenir ^une relation linéaire entre les taux de maladie et les concentrations de terre d’analyse ^en

utilisant toutes les données pour le calcul dans seulement 3 cas : le mélange ^de ^serre à la dose d’amendement de 40 9 /1, ^{le sol} P 2 ^aux doses d’amendement de 10 et 40 g/l.

D’autre part, la relation n’a pas pu être calculée pour les sols P, êt P 2 ^non âmendés ên raison de l’absence d’attaques

de R. solani pour ³ des 4 concentrations de terre adoptées.

L’intensité de la liaison entre les 2 variables (taux ^de

maladie - concentration de terre d’analyse), donnée par le coefficient de corrélation _r, est maximale pour les 2 sols P I

et P, amendés par la farine de sarrasin à raison de 20 g/1 :

par ^contre, dans le mélange ^de ^serre, l’augmentation ^{de la}

dose d’amendement provoque ^une baisse régulière ^de ^ce

coefficient.

Les nombres d’UPI 50/g, ^calculés ^pour chaque ^combinai-

son constituent un moyen commode pour juger ^de

l’influence de la dose d’amendement sur l’expression patho- gène ^de ^R. solani dans les 3 sols.

Pour les sols P, ^et P,, naturellement infestés, ^{le nombre} maximum d’UPI 50/g ^est obtenu pour la dose d’amende-

ment de 20 g/1. ^Au contraire, ^ces nombres diminuent

régulièrement ^avec l’accroissement de la dose d’amende-

ment dans le sol de serres (tabl. 1).

IV. DISCUSSION

Le contrôle des conditions d’environnement ^a permis

d’atteindre le but fixé : l’obtention régulière ^sur ^V. ^radiata d’attaques ^en fontes de semis en post-levée par R. solani.

Cette technique ^est ^{à la} ^fois sélective, ^sensible ^et rapide.

(6)

La sélectivité est obtenue d’une part, ^au moyen de la

plante piège ^choisie, qui s’est révélée particulièrement

sensible à ^un maximum de souches du parasite et, d’autre part, par la détermination de conditions d’environnement

optimales. ^Tous ^ces ^éléments concourent à mettre en

présence ^le parasite ^et ^son hôte sensible dans une situation favorable à l’extériorisation maximale du pouvoir patho- gène de R. solani dans les sols naturels.

La sensibilité est surtout évidente dans le cas d’écosystè-

mes sol naturellement infestés. L’apport ^de ^{farine de}

sarrasin à la dose de 20 g/1, permet l’expression ^d’un potentiel infectieux 40 fois plus élevé, pour les exemples présentés, que dans les traitements n’ayant pas ^reçu d’amendement. A cette dose, ^{les sols} P l ^et P,, originaires

d’une même exploitation, ^ont ^un potentiel infectieux équi-

valent nettement inférieur à celui du sol de serre fortement contaminé artificiellement.

Le cas des substrats (sol ^de serre) ^est particulier : ^l’action antagoniste d’une microflore relativement pauvre, ^non décelable en sol non amendé, ^est légèrement ^stimulée par l’amendement ^ce qui ^se traduit par des nombres d’UPI 50/g

inférieurs à ceux obtenus en sol non amendé. Mais cela ^ne

justifie pas de modifier les conditions déterminées dans le

cas des sols naturellement infestés.

La méthode est rapide enfin, puisque les résultats d’une

analyse ^sont ^obtenus 13 j après ^le semis. En outre il n’est pas nécessaire d’avoir ^recours à des isolements relativement

longs pour confirmer la présence ^du parasite.

Le fait de disposer ^d’une technique ^de ^mesure ^du potentiel infectieux de sols et substrats infestés par R. solani autorise la poursuite ^de ^nos recherches dans deux direc- tions :

A. Analyse sanitaire des sols et substrats

La prévision ^d’un risque éventuel de fontes de semis par R. solani est un élément important ^à considérer dans le cas

des cultures maraîchères où on utilise des semences de plus

en plus coûteuses. Il en est de même pour la production ^de plantules forestières en pépinière ^ou pour la régénération

naturelle des peuplements ^en ^forêts où la fonte de semis

peut ^être dévastatrice.

(7)

B. Etude de la réceptivité ^{des sols} ^et ^substrats

Ce type ^d’étude ^aura pour but de déterminer les particu-

larités biologiques de différents écosystèmes telluriques qui

leur confèrent une forte ou une faible réceptivité ^au parasite. ^R. ^solani ^sera employé ^ici ^comme marqueur

biologique ^rendant compte des variations d’état de la microflore auquel îl êst adjoint. Exploratoire âu ^début,

cette étude devrait permettre de déceler des sources de

réceptivité ^faible ^ou ^nulle ^au parasite, ^{dont le} déterminisme,

recherché par d’autres voies, pourrait ^mettre ^en ^évidence

des processus naturels de résistance à ^R. solani exploitables

dans une lutte biologique.

Reçu le 29 octobre 1980.

Aceepté le ⁴ janvier ^1982.

RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES Bouhot D., 1975a. Recherches sur l’écologie ^des champignons

parasites dans le sol. V. Une technique sélective d’estimation du

potentiel infectieux des sols, terreaux et substrats infestés _par

Pythium spp. Etudes qualitatives. ^Ann. Phytopathol., ⁷ (1), ^9-18.

Bouhot D., 1975b. Recherches sur l’écologic ^des champignons parasites dans le sol. VII. Quantification de la technique ^d’estima-

tion du potentiel infectieux des sols, terreaux et substrats, ^infestés par Pythium spp. Ann. Phytopathol., ⁷ (2), ^147-154.

Bouhot D., 1975c. Note technique. Tcchnique ^sélective ^et quantita-

tive d’estimation du potentiel infectieux des sols, terreaux et substrats infestés _par Pythium spp. Description ^et ^mode d’emploi.

Ann. Phytopathol., ⁷ (2), ^155-158.

Bouhot D., 1979. Estimation of ^inoculum density and inoculum

potential: Techniques ^and their value for ^disease prediction. ⁱⁿ ^B.

Schippcrs. ^W. Gams, Soil-borne plant pathogens, ^Academic Press, London, _{686 p.}

Bouhot D., 1980. Le potentiel infectieux ^des ^sols. ^{Thèse de} ^Doctorat

ès sciences. Université de Nancy. ³⁷⁰ p.

Camporota P., 1980. Recherches sur l’écologie ^des champignons parasites ^dans ^le ^{sol. XV.} ^Choix ^d’une plante piège ^et caractérisa- tion des souches de Rhizoctonia solani _pour la mesure du potentiel

infectieux des sols et substrats. Ann. Phytopathol., ¹² (1), ^31-44.

Finney ^D. J., 1971. Statistical method in biological assay. Charles

Griffin & Cie, London, 668 p.

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L’archive ouverte pluridisciplinaire HAL, est destinée au dépôt et à la diffusion de documents scientifiques de niveau recherche, publiés ou non, émanant des établissements d’enseignement et de recherche français ou étrangers, des laboratoires publics ou privés.

Recherches sur l’écologie des champignons parasites dans le sol XVII. - Mesure du potentiel infectieux de sols et substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn,

agent de fontes de semis

Pierre Camporota

To cite this version:

Pierre Camporota. Recherches sur l’écologie des champignons parasites dans le sol XVII. - Mesure

du potentiel infectieux de sols et substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn, agent de fontes de

semis. Agronomie, EDP Sciences, 1982, 2 (5), pp.437-442. �hal-02716897�

Recherches sur l’écologie des champignons parasites

dans le sol

XVII. - Mesure du potentiel infectieux de sols et

substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn, agent de

fontes de semis

Pierre CAMPOROTA

Anne-Marie POLETTI

I.N.R.A., Station de recherches sur la flore pathogène dans le sol, 17 rue Sully, F21034 Dijon Cedex.

RÉSUMÉ Une technique de mesure du potentiel infectieux de sols et substrats contaminés par Rhizoctonia solani est R. solani , décritc. La terre à analyser, préalablement séchée, broyée, tamisée est amendée par de la farine de sarrasin.

Potentiel en 1 infectieux.

d’éclairemcnt ont été déterminées de façon à produire régulièrement des attaques de fonte de semis en post- levée sur le! plantules sensibles. La notation des symptômes intervient après 8 jours et on détermine un indice

de maladie par godet au moyen d’une échelle de notation des nécroses typiques. La technique est quantifiée

en faisant varier la quantité de terre analysée par dilution dans un sol de serre désinfecté. Une régression

linéaire est calculée entre les indices de maladie et les concentrations de terre correspondantes. Les résultats sont exprimés en nombre d’Unités de Potentiel Infectieux cinquante par gramme de sol (UPI 50/g).

Cette technique a été utilisée pour évaluer l’incidence sur le potentiel infectieux, de l’apport de doses

croissantes de l’amendement organique dans trois sols.

SUMMARY Studies on the ecology of fungal pathogens in the soil

R

. solan i, XVII. - Measurement of the infectivity of substrates and soils infested with Rhizoctonia solani, the Soil infectivity. causal agent of damping-off

A technique has been developed for measuring the infectivity of soils and other substrates infested with Rhizoctonia solani. Soil is dried, crushed, sieved, amended with buckwheat meal and placed around the

collars of mungbean sccdlings (Vigna radiata = Phaseolus aureus cv « Mungo ») produced in plastic

containers under standardized conditions. After adjustment of the soil moisture content, the containers are

closed and placed in a growth chamber under temperature and illumination conditions shown to be conducive to regular attacks of damping-off. After 8 days’ incubation, a disease index is calculated.

To quantify the infectivity of a given soil, it is « diluted » with various quantities of sterilized greenhouse soil

and assayed. The linear regression of disease index values on log concentration of soil is calculated and, by interpolation, a value for the soil concentration with disease index 50 (UPI 50/g) is derived.

The Soil infectivity of 3 soils amended with different amounts of buckwheat mcal has been evaluated by the

use of this technique.

1. INTRODUCTION

Le potentiel infectieux d’un sol infesté par un champi-

gnon phytopathogène est la quantité d’énergie pathogène

stockée et disponible dans ce sol. Cette énergie pathogène s’exprimant sur la plante par des points d’infection, sa

mesure ne peut donc se faire qu’au moyen d’un test

biologiquc ; pour cela on confronte le sol avec une popula-

tion standard d’un hôte sensible afin d’obtenir un nombre d’infections réussies dans des conditions optimales

d’environnement (B OUHOT , 1979).

L’unité de potentiel infectieux (UPI) d’un sol est la

quantité d’énergie pathogène stockée dans ce sol nécessaire

et suffisante pour induire un point d’infection sur un hôte

sensible. Il est difficile d’obtenir une mesure directe de cette

énergie, c’est pourquoi elle est remplacée par le volume de sol contenant 1 UPI.

La valeur du potentiel infectieux d’un sol est donnée en

UPI 50 qui est le volume de sol nécessaire et suffisant pour induire l’infection de 50 p. 100 d’une population de plantu-

les dans les conditions du test biologique (BouHOT, 1980).

Pour des raisons de commodité, les manipulations de sol

sont, dans la pratique courante, réalisées par pesée.

tale considérée, les caractéristiques microbiologiqucs et physicochimiques du sol, le climat (température - humidité - éclairement) et les pratiques culturales. L’apparition d’une

maladie provoquée par un champignon tellurique phyto- pathogène suppose non seulement la présence du parasite

mais aussi l’adéquation de tous les paramètres de l’environ- nement à son expression pathogène.

De telles conditions ne sont pas toujours réunies, aussi

est-il nécessaire, pour mesurer le potentiel infectieux de sols infestés par un champignon phytopathogène, de détermi- ner, au laboratoire, les conditions optimales permettant d’obtenir régulièrement des attaques sur une population de plantules sensibles au parasite.

La reproductibilité de ces méthodes de mesure repose sur la standardisation d’un maximum de paramètres : produire

la plantule sensible toujours de la même façon, placer

l’échantillon de sol sur la partie la plus sensible de la

plantule, déterminer les conditions de température, humi- dité, éclairement pour lesquelles la sensibilité de la plantule

et l’agressivité du parasite sont maximales. La quantifica-

tion de la méthode est obtenue en diluant le sol à analyser

de façon à faire varier la concentration de l’inoculum qu’il

contient (BouHoT, 1979).

Cet article présente la description et l’application d’une technique, utilisant les principes énoncés et destinée à

mesurer le potentiel infectieux de sols et substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn. Ces travaux sont inspirés de la technique de mesure du potentiel infectieux de sols infestés par Pythium spp. (BouaoT, 1975a, b, c).

II. MATÉRIEL ET MÉTHODE

L’expression pathogène de R. solani sur la plantule

sensible est très influencée par certaines conditions d’environnement : humidité de l’air et de la terre, éclaire- ment, amendement de la terre, substances sélectives. Une série d’expérimentations préliminaires a permis de juger de

l’incidence de ces paramètres et de les optimiser, afin

d’obtenir régulièrement une extériorisation maximale de la maladie (C AMPORO’ ra, non publié).

A. Production de plantules sensibles

Dans des godets en matière plastique de diamètre 70 mm

Recherches ^sur l’écologie ^des champignons parasites

substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn, agent ^de

I.N.R.A., Station de recherches sur la flore pathogène ^{dans le} sol, 17 rue Sully, ^F21034 Dijon ^Cedex.

RÉSUMÉ Une technique ^de ^mesure ^du potentiel infectieux de sols et substrats contaminés _par Rhizoctonia solani est R. solani , ^décritc. ^La ^terre ^à analyser, préalablement séchée, broyée, ^tamisée ^est amendée par ^{de la} farine de sarrasin.

Potentiel _{en 1} infectieux.

d’éclairemcnt ont été déterminées de façon ^à produire régulièrement ^des attaques ^de fonte de semis en post- levée sur le! plantules sensibles. La notation des symptômes intervient après ⁸ jours êt ôn ^détermine ûn îndice

de maladie par godet ^au moyen d’une échelle de notation des nécroses typiques. ^La technique ^est quantifiée

en faisant varier la quantité ^de ^terre analysée par dilution dans un sol de serre désinfecté. Une régression

linéaire est calculée entre les indices de maladie et les concentrations de terre correspondantes. Les résultats sont exprimés ^en ^nombre d’Unités de Potentiel Infectieux cinquante par gramme de sol (UPI 50/g).

Cette technique ^a ^été utilisée pour ^évaluer l’incidence sur le potentiel infectieux, de l’apport ^de ^doses

SUMMARY Studies on the ecology of fungal pathogens ⁱⁿ ^the ^soil

. solan i, ^{XVII. -} Measurement of the infectivity of substrates ^{and soils} infested with Rhizoctonia solani, the Soil infectivity. ^causal ^agent of damping-off

A technique ^has ^been developed ^for measuring ^the infectivity of soils and other substrates infested with Rhizoctonia solani. Soil is dried, crushed, sieved, amended with buckwheat meal and placed ^around ^the

collars of mungbean sccdlings (Vigna radiata = Phaseolus aureus cv « Mungo ») produced ⁱⁿ plastic

containers under standardized conditions. After adjustment ^of ^the soil moisture content, the containers are

closed and placed ⁱⁿ â growth chamber under temperature ând illumination conditions shown to be conducive to regular attacks of damping-off. Âfter ⁸ days’ incubation, â ^disease ^{index is} calculated.

To quantify ^the infectivity ôf â given soil, it is ^« diluted ^» with various quantities ôf sterilized greenhouse ^soil

and assayed. The linear regression of disease index values on log concentration of soil is calculated and, by interpolation, ^a ^{value for} ^{the soil} concentration with disease index 50 (UPI 50/g) is derived.

The Soil infectivity ^{of 3} ^soils ^amended with different amounts of buckwheat mcal has been evaluated by ^the

Le potentiel infectieux d’un sol infesté _par un champi-

gnon phytopathogène ^est ^la quantité d’énergie pathogène

stockée et disponible ^dans ^ce sol. Cette énergie pathogène s’exprimant ^sur ^la plante par des points d’infection, ^sa

mesure ne peut ^donc ^se ^faire qu’au moyen d’un ^test

biologiquc ; pour cela ^on confronte le sol avec une popula-

L’unité de potentiel infectieux (UPI) ^{d’un sol} ^est ^la

et suffisante pour induire ^un point d’infection sur un hôte

énergie, ^c’est pourquoi ^elle ^est remplacée par le volume de sol contenant 1 UPI.

UPI 50 qui ^est le volume de sol nécessaire et suffisant pour induire l’infection de 50 p. 100 d’une population ^de plantu-

Pour des raisons de commodité, les manipulations ^{de sol}

tale considérée, ^les caractéristiques microbiologiqucs ^et physicochimiques ^du ^sol, le climat (température - ^{humidité -} éclairement) ^et ^les pratiques culturales. L’apparition ^d’une

maladie provoquée par ^un champignon tellurique phyto- pathogène suppose ^non seulement la présence ^du parasite

mais aussi l’adéquation ^de ^tous ^les paramètres de l’environ- nement à son expression pathogène.

De telles conditions ne sont pas toujours ^réunies, ^aussi

est-il nécessaire, _pour ^mesurer le potentiel infectieux de sols infestés par ûn champignon phytopathogène, de détermi- ner, âu laboratoire, ^les conditions optimales permettant d’obtenir régulièrement ^des attaques ^{sur une} population ^de plantules ^sensibles âu parasite.

La reproductibilité ^de ^ces méthodes de mesure repose ^sur la standardisation d’un maximum de paramètres : produire

la plantule ^sensible toujours de la même façon, placer

l’échantillon de sol sur la partie ^la plus sensible de la

plantule, déterminer les conditions de température, ^humi- dité, éclairement pour lesquelles la sensibilité de la plantule

et l’agressivité ^du parasite ^sont maximales. La quantifica-

de façon ^à faire varier la concentration de l’inoculum qu’il

Cet article présente ^la description ^et l’application ^d’une technique, utilisant les principes ^énoncés ^et destinée à

mesurer le potentiel infectieux de sols et substrats infestés par Rhizoctonia solani Kühn. Ces travaux sont inspirés ^{de la} technique ^de ^mesure ^du potentiel infectieux de sols infestés par Pythium spp. (BouaoT, ^1975a, b, c).

L’expression pathogène ^de ^R. ^solani ^sur ^la plantule

sensible est très influencée par certaines conditions d’environnement : humidité de l’air et de la terre, éclaire- ment, amendement de la terre, substances sélectives. Une série d’expérimentations préliminaires ^a permis ^de juger ^de

l’incidence de ces paramètres ^et ^{de les} optimiser, ^afin

d’obtenir régulièrement ^une extériorisation maximale de la maladie (C AMPORO’ ra, ^non publié).

A. Production de plantules ^sensibles

Dans des godets ^en ^matière plastique ^de ^diamètre ⁷⁰ ^mm

et 11 mm de haut, ^on dépose 160 ml d’un mélange ^terreux

constitué de 50 p. 100 de sable argileux ^et ^{de 50} p. 100 de tourbe, désinfecté pendant ^{48 h à} ^{70 °C.} L’humidité de ce

mélange ^est amenée à 60 p. 100 de ^sa capacité de rétention

propamocarb ^et ^on sème, par godet, ⁵ graines ^de Vigna

radiata (L.) ^Wilczek (= ^Phaseolus aureus var ^« mungo »).

Les godets ^sont placés ^en chambre climatisée à la

température ^de 25 °C, ^une ^humidité relative de 70 à 80 p. 100, ^{sous un} éclairage de 6 000 lux avec une photopé-

Après séchage pendant ^{48 h à la} température ^{du labora-} toire, ^la ^terre ^à analyser êst broyée âu ^mortier êt ^{tamisée à}

1 000 _f _-L. Un amendement organique, ^la ^{farine de} ^sarrasin, y est incorporé ^et ³⁰ ^{ml de} ^terre ^sont déposés ^au collet des

plantules ^sensibles âgées ^de 5 j, ^de façon ^{à avoir} toujours ^la

même hauteur de terre au contact du végétal. ^Comme indiqué précédemment, l’humidité de la terre est amenée à 60 p. ¹⁰⁰ de sa capacité de rétention avec de l’eau distillée

contenant 100 ppm de propamocarb. ^Les godets ^sont ^alors

recouverts par ûn âutre godet ên ^matière plastique transpa-

rente de même diamètre et de 115 mm de hauteur, puis replacés ^en chambre climatisée dans les mêmes conditions que pour la production ^des plantules.

Après 8 j de confrontation de la terre d’analyse ^avec ^les plantules sensibles, ^les godets ^sont découverts, ^les plantules

sont arrachées et on note les nécroses typiques qui ^se ^sont développées ^au ^collet grâce ^à ^une échelle de notation : 0

(plante saine), ¹ (nécrose plus ôu ^moins étendue), ² (plante coupée âu collet) êt ³ (plante entièrement envahie) (fig. 1).

On détermine pour chaque godet, ^un indice de maladie

en faisant le rapport ^entre ^la ^somme ^des ^notes attribuées à

chaque plantule ^et ^le produit du nombre total de plantules

levées _par la note 3 (note maximale des symptômes). ^Ce rapport ^est multiplié par 100 de façon ^à ^ce que l’échelle de l’indice de maladie varie de 0 à 100.

La technique êst quantifiée ên ^diluant ^la ^terre analysée âu

moyen de ^terre de serre (50 p. 100 de sable argileux,

pendant 1 h 30. Cette ^« dilution » diminuant la densité de l’inoculum présent ^{dans le} mélange (terre analysée ^{+ terre}

de serre) permet ^d’obtenir ^une baisse concomitante de l’indice de maladie.

Sachant que le pourcentage de maladie varie en fonction du logarithme ^{de la} ^densité ^de l’inoculum (FI NNEY , 1971),

on emploie ^les pourcentages suivants de la terre analysée

dans le mélange ^avec ^la ^terre désinfectée : 100-30-10 et

3 p. 100. Cinq godets ^{de 5} plantules, ^{soit 25} plantules, ^sont

Sur un graphique ^sont portés, ên abscisses, ^le logarithme des concentrations de terre analysée êt, ên ordonnées, ^les indices de maladie correspondants. ^La ^liaison êntre ^{les deux}

variables est calculée au moyen de la régression ^{de Y} ^en ^X,

en n’utilisant que les points pour lesquels ^la réponse ^dose-