1. INTRODUCTION GENERALE :...1
1.1. GESTATION ET DEVELOPPEMENT FŒTAL CHEZ LA SOURIS...1
1.1.1. Système reproducteur de la souris femelle...2
1.1.2. Cycle ovarien et accouplement chez la souris...3
1.1.3. Phase pré-implantatoire du développement embryonnaire de la souris (0-4 jours)...4
1.1.4. Mécanismes moléculaires de l’implantation de l’embryon de la souris (4,5 - 6 jours) ....4
1.1.5. Réponse maternelle à l'implantation (décidualisation)...7
1.1.6. Développement embryonnaire post-implantatoire (5-20 jours) ...9
1.1.7. Formation et rôle du placenta (placentation) (8-10 jours)...11
1.1.8. La mise bas (parturition) ...14
1.2. MECANISMES IMMUNOLOGIQUES PERMETTANT L’IMPLANTATION ET LA TOLERANCE DE LA GREFFE FŒTO-PLACENTAIRE...16
1.2.1. Expression du HLA-G par le trophoblaste et inhibition de l’action des cellules NK ...16
1.2.2. Inhibition de la prolifération des lymphocytes T maternels : rôle d’indoleamine 2, 3 dioxygénase (IDO) ...17
1.2.3. Apoptose des lymphocytes T maternels cytotoxiques : Rôle des intéractions CD95/CD95L ...17
1.2.4. Immunodéviation Th2 et limitation de production des cytokines IFN-γ et TNF-α nocives à la gestation...18
1.2.5. Autres cytokines d’importance dans la gestation...21
1.2.6. Rôle de la progestérone et de la prostaglandine E dans l’immunodéviation Th2 liée à la gestation...23
1.2.7. Inhibition de la lyse complément-dépendante par les anticorps maternels reconnaissant les allo-antigènes paternels chez le fœtus...23
1.3. INFECTION MATERNELLE ET GESTATION...25
1.3.1. Limitation de la fertilité...25
1.3.2. Altération de l’état général de la mère ...25
1.3.3. Modification de l’environnement cytokinique associé à la gestation ...26
1.3.4. Perturbation du développement placentaire et des échanges materno-fœtaux...27
1.3.5. Infections congénitales...28
1.4. TRYPANOSOMA CRUZI ET MALADIE DE CHAGAS...31
1.4.1. Le parasite ...31
1.4.2. Cycle et transmission de l’infection ...32
1.4.3. Distribution géographique et prévalence...34
1.4.4. Aspects cliniques de la maladie de Chagas...35
1.4.5. Diagnostic biologique ...36
1.4.6. Traitement et prophylaxie ...37
1.4.7. Mécanismes immunologiques de contrôle de l’infection par T. cruzi...37
1.4.8. Mécanismes d’échappement et d’adaptation de T. cruzi...42
1.4.9. Pathologie de la maladie de Chagas et mécanismes de régulation ...43
1.5. RELATIONS MATERNO-FŒTALES DANS L’INFECTION À TRYPANOSOMA CRUZI...46
1.5.1. Transmission verticale de T. cruzi et maladie de Chagas congénitale humaine ...46
1.5.2. Informations obtenues dans l’infection expérimentale murine ...47
2. BUT DU TRAVAIL :...49
3. RESULTATS : ...50
3.1.L’INFECTION AIGUË A TRYPANOSOMA CRUZI CHEZ LA SOURIS INDUIT UNE INFERTILITÉ OU UNE INVASION PARASITAIRE DU PLACENTA ET UNE NÉCROSE ISCHÉMIQUE ASSOCIÉE À UNE PERTE FŒTALE ...51
3.2.LES PRODUCTIONS SYSTEMIQUES ET PLACENTAIRES DE TNF CONTRIBUENT À INDUIRE LA MORTALITÉ FŒTALE CHEZ LA SOURIS EN PHASE AIGUË D’INFECTION À TRYPANOSOMA CRUZI...52
4. DISCUSSION:...53
4.1. INFECTION AIGUË À TRYPANOSOMA CRUZI ET FERTILITÉ...53
4.2. INFECTION AIGUË À TRYPANOSOMA CRUZI ET MORTALITÉ FŒTALE PRÉCOCE CHEZ LA SOURIS (RÉSORPTIONS)...54
4.3. INFECTION AIGUË À TRYPANOSOMA CRUZI, VIABILITÉ ET CROISSANCE FOETALE...55
4.4. PRODUCTION SYSTEMIQUES ET PLACENTAIRE ET ROLE DU TNF DANS LA MORTALITE FŒTALE, ASSOCIEE A L’INFECTION AIGUË PAR TRYPANOSOMA CRUZI...57
4.5. INFECTION AIGUË À TRYPANOSOMA CRUZI ET PARASITISME INTRA-UTÉRIN...58
4.6. INFECTION AIGUË À TRYPANOSOMA CRUZI ET ABSENCE D’INFECTION CONGÉNITALE...59
5. PERSPECTIVES : ...61
6. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES : ...63
LISTE DES ABREVIATIONS
ADCC Antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity (cytotoxicité cellulaire dépendante des anticorps)
ADN Acide désoxyribonucléique
ADNk Acide désoxyribonucléique kinétoplastique ADNn Acide Désoxyribonucléique nucléaire
BM bouchon muqueux
CRRY Complement receptor regulated gene Y
Cdx2 caudal-type-homeobox-2
CMH complexe majeur d'histocompatibilité COX–2 cyclooxygénase-2
CSF-1 colony stimulating factor-1 (facteur stimulant les colonies) CTL lymphocyte T cytotoxique
DAF decay accelerating factor
E2 œstrogène
EGF epidermal growth factor
ELISA enzyme linked immunosorbent assay
Fas CD95 ; molécule appartenant à la famille du récepteur du TNF
FasL CD95-L ; Fas-ligand
Fgl2 prothrombinase
GCM-1 glial cell missing-1
GM-CSF granulocyte Macrophage colony stimulating factor GPI glycosyl-phosphatidyl-inositol
HB-EGF heparin-binding EGF like growth factor HLA-G human leukocyte antigen-G
IDO indoleamine 2,3 dioxygénase
IL interleukine
IFN interféron
KIR killing inhibitory receptor (récepteur inhibiteur de la cytotoxicité des NK) LIF leukemia inhibitor factor
LIF-R récepteur du LIF
MCI masse cellulaire interne MCP membrane cofactor protein
MMP métalloprotéinases
mPL1 lactogène placentaire-1 de souris mPL2 lactogène placentaire-2 de souris mPRL prolactine de souris
MTB more than blood
NK natural killer (cellule tueuse naturelle)
NO monoxyde d'azote
NOS2 monoxyde d'azote synthétase OMS Organisation Mondiale de la Santé OPS Organisation Panaméricaine de la Santé
P4 progestérone
PCR polymerase chain reaction (réaction en chaîne de la polymérase)
PG prostaglandine
PGE2 prostaglandine E2
PIBF progesterone induced blocking factor
PTX pentoxifylline
sHLA-G forme soluble de HLA-G
sTNF-RII récepteur soluble du TNF de type 2 T. cruzi Trypanosoma cruzi
TGF-β transforming growth factor beta (facteur de croissance transformant bêta) Th1 lymphocytes T auxiliaires de type 1
Th2 lymphocytes T auxiliaires de type 2
TNF tumor necrosis factor (facteur de nécrose tumorale) uNK cellule tueuse utérine
UUP Unité Utéro-Placentaire
RESUME
Trypanosoma cruzi est un parasite protozoaire à multiplication intracellulaire, agent de la maladie de Chagas, infectant 16 à 18 millions de personnes en Amérique latine. Il peut être transmis de la mère infectée au fœtus dans 2 à 10 % des cas, mais ses autres effets sur la gestation ont été peu étudiés. Par ailleurs, les cytokines ont des effets sur la gestation. Certaines d’entre elles, comme l’interleukine-1, l’IL-4, l’IL-5, l’IL-10, le GM-CSF et le TGF-β2, sont bénéfiques pour la gestation, tandis que d’autres, comme l’IL-2, l’IL-12, l’IFN-γ et le TNF-α ont des effets nocifs sur celle-ci. L’impact de l’infection à T. cruzi, stimulant la production de TNF-α et d’IFN-γ, sur l'implantation et la croissance fœtale n’a pas été étudié.
Le but de notre travail était d’étudier les effets de l’infection aiguë à T. cruzi sur la capacité de reproduction de la souris. Nous avons ainsi évalué les effets de cette infection sur la fertilité, le développement et la viabilité des fœtus de souris et le rôle de l’IFN-γ et du TNF produits au cours de l’infection sur le développement de la gestation.
Nous avons montré que l’infection aiguë à T. cruzi : i) diminue la capacité de reproduction de la souris ; ii) provoque une mortalité fœtale massive précoce (résorptions), tardive et néonatale associée à un retard de croissance intra-utérin, et ce, iii) en dehors de toute transmission congénitale du parasite.
Par ailleurs nos travaux montrent que la mortalité fœtale/néonatale est associée à une invasion parasitaire massive du placenta qui présente d’importantes lésions à type d’infiltrats inflammatoires, de nécrose ischémique, de dépôts de fibrine et de thromboses vasculaires. Nous avons noté qu’il existe une relation inverse entre la charge parasitaire des unités utéro-placentaires et la viabilité du conceptus, suggérant que ces lésions placentaires contribuent à la mortalité fœtale en limitant les échanges materno-fœtaux.
Enfin, nous avons également étudié le rôle de cytokines abortogènes comme le TNF et l’IFN-γ, produites abondamment pendant l’infection aiguë de la souris par T. cruzi. Les taux sanguins maternels d’IFN-γ étaient augmentés au 9ième mais pas aux 17ième et 19ième jours de gestation, alors que les taux de TNF sanguin et la production placentaire de cette cytokine augmentaient aux 17ième et 19ième jours de gestation. Afin d’évaluer le rôle de ces deux cytokines dans la mortalité fœtale, des souris ont été traitées par la pentoxifylline, pour inhiber la transcription du gène de TNF-α et diminuer la production d’IFN-γ. Ces souris montraient une réduction de la mortalité fœtale à mi- gestation, associée à une diminution de la production du TNF placentaire, sans modifications des taux systémiques et sans effets sur l’IFN-γ, suggérant la contribution du TNF dans la mortalité fœtale associée à l’infection aiguë par T. cruzi.
En conclusion, notre travail montre que l’infection aiguë à Trypanosoma cruzi exerce un effet particulièrement néfaste sur la capacité de reproduction et le développement de la gestation chez la souris et que les lésions placentaires liées à l’infection et la production de TNF par le placenta infecté
1. INTRODUCTION GENERALE :
1.1. GESTATION ET DEVELOPPEMENT FŒTAL CHEZ LA SOURIS
Chez les animaux vivipares, tels que les mammifères, l’œuf se développe complètement à l’intérieur de l’utérus maternel. L’état d’une femelle qui porte son (ses) petit(s) depuis la nidation, ou l’implantation de l’œuf dans l’endomètre utérin, jusqu’à la parturition (accouchement, mise - bas) s’appelle la gestation. L’établissement de cette dernière résulte d’interactions complexes entre deux systèmes : l’embryon et ses enveloppes d’une part et l’environnement maternel d’autre part.
Dans une série remarquable d'événements, l’implantation et le développement du placenta relient physiquement l'embryon à sa mère. L’établissement de ce rapport est essentiel au développement de l’embryon (table 1). L’embryon de mammifère ne peut pas se développer sans placenta. Ses cellules spécialisées (trophoblaste, endoderme et mésoderme extra- embryonnaire) se forment tôt au cours du développement. Elles attachent l’embryon à l’utérus (implantation) et forment les connexions vasculaires nécessaires au transport des nutriments.
De plus, le placenta réoriente les fonctions immunes, endocrines et métaboliques de la mère à l’avantage de l’embryon. Ces activités complexes sont sensibles à des perturbations, comme le montre la fréquence élevée de mortalité embryonnaire précoce et les pathologies de la gestation chez la femme.
Jour de gestation Evénement
3,5 4,25 à 4,5 4,5 à 6 6 à 8 9 à 10 8 à 18 20 à 21
Formation du blastocyste Activation du blastocyste Implantation
Formation du sac vitellin
Développement du placenta chorioallantoïde Développement de la vascularisation fœtale Mise bas
Table 1 : Etapes majeures du développement intra-utérin chez la souris.
(d’après Cross et al., 1994)
1.1.1. Système reproducteur de la souris femelle
Le système reproducteur de la souris femelle se compose d’une paire d’ovaires et de trompes de Fallope, de l’utérus, du col utérin, du vagin, du clitoris et d’une paire de glandes clitoridiennes (fig. 1). Les ovaires sont attachés par des ligaments à la partie terminale des cornes utérines et aux reins. Les ovaires assurent, d’une part, une fonction endocrine par la production d’œstrogènes et de progestérone, et d’autre part, la production d’ovules. Les hormones sont sécrétées par les cellules interstitielles, le corps jaune, la thèque folliculaire et les cellules de la granulosa.
Rein
Trompe de Fallope Corne utérine Ovaire
Lumière utérine
Mésométrium Uretère
Vessie
Cavité de l’utérus Vagin
Col utérin
Urètre
Glandes clitoridiennes Vulve
Figure n°1 : Vue ventrale du système reproducteur femelle chez la souris.
(d’après Rugh, 1994b).
L’utérus de la souris, à la différence de celui de la femme, est en forme de « Y » et constitué de deux cornes qui s’étendent des trompes de Fallope jusqu’à la partie dorsale de la vessie. L’utérus est constitué de trois couches superposées. Ainsi, de la lumière de l’organe vers l’extérieur, on distingue l’endomètre ou couche muqueuse, contenant de nombreuses glandes utérines, le myomètre constitué de deux couches musculaires lisses (une longitudinale
1.1.2. Cycle ovarien et accouplement chez la souris
Un cycle ovarien complet est l’intervalle entre deux ovulations successives, où l’ovulation est précédée par une période de dominance œstrogénique. Comme ces œstrogènes sont issus des follicules qui sont les éléments reproductifs fondamentaux de l’ovaire, la période précédant l’ovulation est appelée phase folliculaire du cycle. De la même façon, la phase post- ovulatoire est souvent qualifiée de lutéale, car la progestérone est dérivée du corps jaune.
Celui-ci résulte du plissement de la paroi folliculaire après expulsion de l’ovocyte et joue un rôle de soutien endocrinien.
Le cycle diffère en durée selon que la femelle s’accouple ou non. Si aucun rapprochement sexuel n’a eu lieu au moment de l’ovulation, la phase lutéale ne durera que 2-3 jours. Si la femelle subit un coït infertile au moment de l’ovulation, par exemple avec un mâle vasectomisé, sa phase lutéale sera de 11-12 jours (souvent dénommée pseudo-gestation) (table 2). Si une femelle isolée des mâles est subitement exposée à un mâle, un cycle ovarien d’une durée moyenne de quatre jours sera immédiatement initié, provoquant ainsi un œstrus (Whittingham and Wood, 1983) durant lequel les ovules sont prêts pour la fécondation. La mise en évidence d’un accouplement fructueux est faite par l’observation, au niveau de l’orifice vaginal, d’un bouchon muqueux (BM) consistant en un coagulât de sécrétions provenant de la vésicule séminale et de la prostate du mâle.
Chez la souris, durant la gestation, le corps jaune contrôlé par la prolactine (mPRL) produit la progestérone (Strauss, III et al., 1996). La PRL, provenant de la glande hypophysaire, présente deux pics de production par jour. Elle est aussi induite par l’accouplement et constitue l’hormone lutéotrophique prédominante au cours des 8-9 premiers jours de gestation.
Durée du cycle
(jours) Phase folliculaire
(jours) Phase lutéale (jours)
Femme 24-32 10-14 12-15
Souris/ Rat (+male infertile) 13-14 2 11-12
Souris/ Rat (+male fertile) 4-5 2 2-3
Table 2 : Comparaison de la durée des cycles ovariens de la femme, de la souris et du rat.
1.1.3. Phase pré-implantatoire du développement embryonnaire de la souris (0-4 jours)
Résultat de la fécondation, l’œuf, commence immédiatement à se diviser par mitose. La première division a lieu dans les trente heures suivant la fécondation, aboutissant à deux cellules filles. La segmentation est une série de divisions mitotiques en succession rapide, qui mène à la formation du blastocyste au 4ième jour de gestation.
Le blastocyste final n'est composé que de deux lignées cellulaires, la masse cellulaire interne (MCI) excentrique, totalement indifférenciée (dont dérivera ultérieurement l'embryon proprement dit) et un cylindre externe de cellules trophoblastiques, le trophectoderme situé à l'opposé de la masse cellulaire interne (MCI) (fig.3A), véritable épithélium qui assurera l’interaction avec l’épithélium utérin. Il contient également une cavité appelée blastocœle, le futur sac vitellin, (fig. 2) (Aghion J and Poirier F, 2000).
h h
h h
h h h
h h
Figure n°2 : Développement pré - implantatoire de l’embryon de souris.
(d’après Aghion J and Poirier F, 2000)
1.1.4. Mécanismes moléculaires de l’implantation de l’embryon de la souris (4,5 - 6 jours)
L’implantation correspond, sur un plan anatomique, à la fixation de l’œuf (au stade de blastocyste) à la paroi de l’utérus au cours du 4ième jour de gestation. Au niveau
L’implantation se déroule en trois phases successives : l’apposition, l’adhérence ou pénétration et, enfin, l’invasion (fig. 3).
Le premier point de contact entre l'embryon et la paroi utérine est à l'opposé de la MCI chez la souris (fig. 3A). Les cellules de la MCI en contact avec le blastocœle se transforment en endoderme primitif. Vingt-quatre heures plus tard, l'implantation est terminée, c'est le stade
"œuf cylindre". L'utérus est alors refermé et une prolifération intense au site d'attachement va créer une chambre d'implantation dans laquelle l'embryon va se développer (fig. 3B et fig. 5).
La face abembryonnaire (à l’opposé de la MCI) est toujours du côté anti-mésométrial de l'utérus (côté ventral de la souris, à l’opposé de l'artère utérine).
A B
Figure n°3 : Développement précoce de l’embryon de souris :
Implantation (A) et Décidualisation (B). (d’après Aghion J and Poirier F, 2000) Légende : EU: épithélium utérin ; EP: ectoderme primitif ; PM: pôle mésométrial ; PAM: pôle antimésométrial ; EUA: épithélium utérin apoptotique ; EV: endoderme viscéral ; EP: endoderme pariétal; EEE:
ectoderme extra-embryonnaire ; EE: ectoderme embryonnaire (épi-blaste);
MR: membrane de Reichert; GP: globule polaire.
L’implantation, nécessite une profonde modification à la fois de l’épithélium utérin et des cellules du trophectoderme. La phase initiale de l’implantation est accompagnée par l’infiltration dans la décidua (cf. § 1.1.5) d’un grand nombre de macrophages, et de cellules tueuses utérines (uNK) et d’un nombre plus restreint de cellules T (cf. § 1.1.5). Elle implique
une réaction inflammatoire probablement cruciale pour l’expression de molécules d’adhésion dans le placenta et la décidua (Wood G.W., 1994).
Les cytokines pro-inflammatoires IL-1, IL-6, TNF et les métalloprotéinases (MMP) secrétées par les cellules endométriales de la matrice et les leucocytes, sont trouvées au niveau de la décidua. La production maximale d’IL-1 par l’utérus correspond à l’implantation (jours 4-5 de la gestation). L'importance d’IL-11 dans ce processus a également été clairement démontrée. En effet, quand le récepteur de l’IL-11 est bloqué, aucun œuf ne s’implante (Sharkey et al., 1999; Robb et al., 1998). L’IL-11 appartient à la famille des cytokines incluant l’IL-6 et l’activité de cette famille de cytokines resulte de sa liaison forte affinité au récepteur composé de la sous-unité ligand spécifique alpha (α) et la sous-unité gp130 de signalisation commune (Hilton et al., 1994).
Certains gènes, par des techniques d’inactivation génique, ont été démontrés essentiels à l’implantation chez la souris, comme les gènes du LIF, de l’homeobox Hoxa-10 (famille des gènes de facteurs de transcription), de la cyclooxygénase-2 (Cox-2) (Stewart et al., 1992;
Dinchuk et al., 1995; Benson et al., 1996; Robertson et al., 1994 ; Aplin, 2000), de la famille des EGF (Epidermal growth factor) et du ligand héparinique HB-EGF (heparin-binding EGF like growth factor) (Das et al., 1994). Cependant, il n'est pas encore clair si chacun des produits de ces gènes agit indépendamment ou s’il fonctionne en concert.
Sous le contrôle de la progestérone (P4) et d’œstrogène (E2), le LIF est essentiel à la préparation de l’utérus requise pour l’activation du blastocyste en présence de catecholestrogènes (4 hydroxy-estradiol-17β, un dérivé métabolique d’œstrogène), l’inhibition de son expression empêche l’implantation. De même, l’expression utérine du ligand héparinique HB-EGF, reconnu par des protéoglycanes sulfatés hépariniques (HSPG) et/ou des récepteurs de la famille des facteurs de croissance EGF (ErbBs) du blastocyste, est nécessaire à la réaction d’attachement du blastocyste et à l’expression de COX-2 (Paria et al., 2000). De plus, lorsque l’HB-EGF se lie aux récepteurs de l’EGF du blastocyste, il induit leur phosphorylation et l’activation intracellulaire d’une cascade de messagers secondaires.
La production de cyclooxygénase-2 induit la synthèse des prostaglandines, dans l’utérus au niveau du site d’apposition pour initier le processus d’implantation (Paria et al., 2000;
peuvent exercer leurs effets directement au niveau nucléaire par interaction avec les récepteurs hormonaux nucléaires ’’peroxisome proliferation-activated receptors / retinoide X receptor’’ (PPARs/RXR) afin d’activer des gènes, comme, par exemple, ceux codant pour des facteurs de croissance ou ceux codant pour des molécules d’adhésion nécessaires à l’implantation. En effet, les PPARs modifient la transcription en se liant sur la séquence spécifique ’’PPAR élément réponse’’ (PPRE) au niveau du promoteur des gènes cibles (Lim et al., 1999).
Blastocyste
Implantation E2 E2 Catecholestrogène
P4 état Pré-réceptif état Réceptif
COX-2 PGs HB-EGF Hoxa-10
PPAR/RXR Récepteurs de
surface cellulaire LIF
Activation
↑PGs
↑ErbBs
Ovaire Utérus
Figure n°4 : Représentation schématique descriptive de la cascade moléculaire possible des événements dans le processus de l’implantation chez la souris. (d’après Paria et al., 2000).
1.1.5. Réponse maternelle à l'implantation (décidualisation)
La prolifération et la différenciation des cellules stromales utérines ainsi que les migrations, différenciations et activations d’un certain nombre de cellules d’origine lymphocytaire constituent l’essentiel de la réponse maternelle à l’implantation. Elles aboutissent à la formation de la décidua, qui entoure le conceptus (Tarachand, 1986). Celle-ci joue un rôle dans le transfert des nutriments et limite l’invasion par le trophoblaste (fig. 5).
Zone mésométriale
Mésométrium Muscle circulaire
Décidua Cavité utérine Cône
ectoplacentaire
Embryon Muscle
longitudinal
Zone anti-mésométriale
Figure n°5: Représentation schématique d’un embryon de souris dans son utérus au 7,5ième jour de gestation. (Rugh, 1994a) A: section sagittale de l’embryon et transversale de l’utérus.
B: section transversale de l’embryon et horizontale de l’utérus.
C: section frontale de l’embryon et sagittale de l’utérus.
La décidualisation se traduit par une apoptose de l’épithélium utérin (Joswig et al., 2003), un recrutement sélectif de certaines sous-populations de cellules immunocompétentes et une revascularisation de la zone (Cross et al., 1994; Parr et al., 1987; Carson et al., 2000). Chez la souris elle débute par le pôle anti-mésométrial de la chambre utérine implantatoire, correspondant à l’endroit où le blastocyste s’implante. Une couche dense et non vascularisée
vascularisée (zone déciduale secondaire) qui se met en place au 6ième jour post-coïtum (G6).
Deux jours après la formation de la zone déciduale primaire anti-mésométriale, la décidua mésométriale se forme du côté opposé. L’embryon croît rapidement dans la partie anti- mésométriale, où les cellules de la décidua commencent à mourir. Les cellules trophoblastiques géantes primaires envahissent les capillaires maternels dans cette même zone. Une partie de la décidua mésométriale (décidua basalis) va contribuer à la formation du placenta (cf. § 1.1.7).
1.1.6. Développement embryonnaire post-implantatoire (5-20 jours) Au 5-6ième jour, le trophectoderme prolifère rapidement, donnant naissance au cône ectoplacentaire et à l’ectoderme extra-embryonnaire. Les cellules dérivées des embryoblastes, à savoir l’ectoderme embryonnaire et l’endoderme primitif, prolifèrent également, formant un cylindre qui fait saillie dans la cavité du blastocyste (sac vitellin) (fig. 6B)
Au 6ième jour, se forme la membrane de Reichert (matériel acellulaire secrété par les cellules pariétales) qui forme une barrière continue entre la cavité embryonnaire du sac vitellin et le sang maternel dans le sinus subjacent. Elle sépare l’endoderme pariétal du trophectoderme mural. Les cellules trophoblastiques s’étant transformées en cellules géantes, continuent d’envahir le tissu maternel. Une cavité se creuse dans la masse embryonnaire et ensuite dans la masse extra-embryonnaire (la cavité amniotique) (fig. 6B).
Le 7ième jour, correspondant à la formation de l’amnios, du mésoderme et du sac vitellin ; le repli amniotique postérieur se forme et fait saillie dans la cavité amniotique. L’ectoderme extra-embryonnaire qui le borde prend la forme d’un croissant qui enfle dans la cavité amniotique. Le mésoderme apparaît entre cet ectoderme extra-embryonnaire et l’endoderme viscéral. L’exocœlome se creuse alors dans le mésoderme et s’élargit continuellement jusqu’à obstruer complètement le canal qui sépare la cavité amniotique de la cavité ectoplacentaire (soit la partie de la cavité amniotique située au niveau extra-embryonnaire du blastocyste) (fig. 6C).
Au 8-8,5ième jour, une protubérance du mésoderme, l’allantoïde, croît dans l’exocœlome en direction du cône ectoplacentaire (fig. 6C). Par ailleurs, l’ectoderme se creuse dorsalement en
gouttière neurale. Les premiers somites apparaissent au 8ième jour. Il s’agit de segments mésodermiques du corps de l’embryon qui contribuent à la formation des muscles squelettiques, des vertèbres et du derme de la peau. Le repli amniotique postérieur continue de s’invaginer formant ainsi la poche postérieure où se différencieront les cellules du système urogénital.
Au 8,5ième jour, l’embryon commence à se replier sur lui-même longitudinalement et latéralement au stade 8 somites, et termine au stade 14-15 somites. On observe à ce moment l’apparition des ébauches du foie et de la thyroïde.
Au 9ième jour, à mesure que la gouttière neurale s’approfondit, la partie supérieure des replis se rapproche et fusionne, pour constituer le tube neural. La fermeture du tube neural au niveau du cerveau de la souris n’est complète qu’au stade 15-19 somites et celle du neuropore postérieur au stade 28-34 somites. Pendant ce temps, les ébauches des membres inférieurs et supérieurs apparaissent. Le cœur commence à battre. Les bourgeons olfactifs, déjà visibles au stade 4-5 somites, se transforment à présent en des conduits ouverts et profonds. Jusqu’à la naissance, qui a lieu aux alentours du 20ième jour, les différents systèmes continuent à se développer : rudiment du poumon au 9ième jour, mésonéphros, crêtes génitales au 11ième jour, thymus, parathyroïde au 12ième jour, etc.
Récemment, un nouveau gène le ’’more than blood’’ (MTB) requis pour le développement post-implantatoire des mammifères a été identifié (Smith et al., 2004). Il est largement exprimé chez l’embryon de la souris avant et jusqu'à la gastrulation. Le MTB est essentiel pour la viabilité de la masse cellulaire interne (MCI) du blastocyste après implantation. Il rejoint une liste en expansion de gènes dont l’activité est requise pour les phases précoces du développement des mammifères. Parmi ces gènes, on cite le facteur de croissance fibroblastique-4 (FGF-4) qui est exprimé par la MCI au stade blastocyste et dans l’épiblaste (ectoderme embryonnaire) subséquent alors que son récepteur FGFR-2 est exprimé par les cellules trophoblastiques adjacentes à l’épiblaste (chorion ou ectoderme extra-embryonnaire) (Rossant and Cross, 2001). D’autres facteurs comme Cdx2 et Eomes, régulés par le FGF, sont aussi impliqués dans le maintien des cellules trophoblastiques. Tous ces gènes sont essentiels à la croissance normale de l’embryon chez la souris (table 3).
Gènes Produit Rôle Références Eomes Eomesodermine produit de
gène T-box
le développement du
trophectoderme en trophoblaste
(Russ et al., 2000) Cdx2 Caudal-type-homeobox-2;
facteur de transcription Homeobox
le développement de la lignée
des trophoblastes (Chawengsaksophak et al., 1997)
FGF4 Facteur de croissance des
fibrobastes-4 le développement de la lignée
des trophoblastes (Feldman et al., 1995)
FGFR2 Récepteur de facteur de croissance des fibrobastes-2
le développement de la lignée des trophoblastes
(Arman et al., 1998) Hand1 Facteur de transcription
bHLH (basic helix-loop- helix)
la différenciation des cellules
géantes trophoblastiques (Riley et al., 1998) Map3K3
(Mekk3)
Mitogene activated protein kinase: molécule de
transduction dans la cascade P38α MAPkinase
l’angiogenèse du placenta (développement du labyrinthe)
(Yang et al., 2000)
GCM1 Glial cells missing-1; facteur de transcription
l’initiation et le maintien des gènes spécifiques à la
Syncitialisation
(Anson-Cartwright et al., 2000)
Mash2 Mammalian achaete-scute homologues ; facteur de
transcription
la différenciation du trophoblaste en spongiotrophoblaste
(Guillemot et al., 1994)
RXR Récepteur X rétinoïde nucléaire
la vascularisation (Wendling et al., 1999)
PPARγ Récepteur nucléaire la différenciation du trophoblaste et la vascularisation
(Barak et al., 1999) MTB More than blood le développement de l’embryon (Smith et al., 2004)
Table 3 : Gènes impliqués dans le développement embryonnaire et/ou placentaire (d’après Rossant and Cross, 2001; Han and Carter, 2001)
1.1.7. Formation et rôle du placenta (placentation) (8-10 jours)
Chez les rongeurs et les primates, la destruction de l'endomètre et des vaisseaux maternels par le trophoblaste entraîne la formation du placenta hémochorial où le trophoblaste établit un contact direct avec le sang maternel (chez la souris, il est de type hémo-trichorial) (fig. 7).
Trophoblaste
Sang
maternel Conjonctif
fœtal
Sang fœtal Endothélium
fœtal
Figure n°7 : Structure d’un placenta de type hémo-trichorial (chez la souris).
(d’après Kaufmann, 1995).
L’allantoïde croît en direction du chorion avec lequel il entre en contact. A la base du cône ectoplacentaire, la cavité ectoplacentaire est presque virtuelle et réduite à une impasse dont les parois, appelées laminae, fusionnent pour former la plaque ectoplacentaire. A ce stade, un pont appelé tige allantoïde, se développe entre l’embryon et le placenta (fig. 6C). La plaque ectoplacentaire est traversée par des vaisseaux en pleine croissance, si bien qu’elle se transforme en un véritable réseau de lacunes remplies de sang maternel, le labyrinthe (fig. 9).
Une fois achevé, le labyrinthe est constitué de toute une série de vaisseaux fœtaux et d’espaces remplis de sang maternel imbriqués les uns dans les autres (fig. 9b).
Le développement du trophectoderme (fig. 6A) produit le tissu embryonnaire responsable qui sera à l’origine du contact entre l'embryon et sa mère. Le trophoblaste (fig.6, couleur bleu) en particulier est capable de produire une variété d'hormones et de cytokines qui jouent un rôle très important dans la physiologie et la réponse immunologique de la mère (Petraglia et al., 1998). De plus, le trophoblaste exprime un certain nombre de récepteurs pour la matrice extracellulaire et possède des activités enzymatiques capables de dégrader celle-ci. En effet, le
afin de pénétrer la membrane basale (Huppertz et al., 1998 ; Isaka et al., 2003) ; ainsi qui favorise l'invasion du myométrium (Cross et al., 1994; Alexander et al., 1996).
Il existe trois sous-populations principales de trophoblastes (Billington and Bell, 1983; Cross, 2000; Georgiades et al., 2001; Georgiades et al., 2002): (fig. 8 et fig. 9)
- Les cellules géantes trophoblastiques se différencient en marge du cône ectoplacentaire et sont situées à la limite maternelle du spongiotrophoblaste. Elles forment une barrière cellulaire en début de gestation, et ne sont ensuite que des cellules isolées en périphérie.
- Le spongiotrophoblaste est en association étroite avec le tissu maternel décidual et contient aussi dans quelques régions des petits îlots de cellules déciduales.
- Les trophoblastes du labyrinthe (fig. 9b), qui est une structure complexe, composée de trois couches : une couche cellulaire (à l’interface entre la mère et le fœtus) et deux couches syncytiales. Il est parcouru par les vaisseaux sanguins maternels.
La formation du placenta requiert l’activation d’une série de gènes comme le Map3K3, Mash-2, GCM-1 (table 3).
Le placenta est un organe transitoire propre aux mammifères. Il assure la nutrition et la respiration du fœtus. Tous les matériaux nécessaires au développement du fœtus (nutriments, ions, oxygène), ainsi que les déchets de son métabolisme (urée, dioxyde de carbone), transitent par le placenta.
Ce dernier joue également un rôle protecteur de l’allogreffe fœtale (cf. § 1.2) et remplit aussi un rôle endocrinien fondamental. Le lactogène placentaire-1 de souris (mPL1), détecté dans la circulation maternelle, est produit par les cellules géantes trophoblastiques. La concentration de cette hormone (50ng/ml – 10µg/ml) présente un pic au 10ième jour de gestation, décline après le 11ième jour et ensuite reste basse (Ogren et al., 1989; Galosy and Talamantes, 1995). Le niveau du lactogène placentaire-2 de souris (mPL2) croit rapidement jusqu’au 14ième jour (comparable à celle du mPL1) (Ogren et al., 1989) et reste élevé par la suite jusqu’à la fin de la gestation. Ces lactogènes placentaires sont des hormones
lutéotrophiques qui régulent et maintiennent la production de la progestérone au cours de la mi-gestation des rongeurs. Ils exercent leurs effets physiologiques au niveau de l’ovaire par la liaison au récepteur membranaire des cellules de la granulosa du corps jaune. Celui-ci produit ainsi la progestérone (Galosy and Talamantes, 1995).
La production des lactogènes placentaires prend le relais de la production de la prolactine hypophysaire (cf. § 1.1.2) et l’hypophysectomie après le 11ième jour de gestation ne provoque pas la fin de la gestation chez la souris (Strauss, III et al., 1996).
1.1.8. La mise bas (parturition)
Chez la souris, la mise bas ou parturition désigne l'ensemble des événements mécaniques et physiologiques qui ont pour conséquence l'expulsion du (ou des) fœtus et des annexes embryonnaires hors des voies génitales femelles au terme de la gestation.
Avant le début de la parturition, le fœtus est enveloppé dans ses membranes au sein de l’utérus et retenu par l’occlusion du col utérin. L’expulsion du fœtus requiert deux modifications physiologiques : i) des contractions coordonnées du myomètre, et ii) un ramollissement et une compliance du col utérin afin de réduire la résistance à la sortie du nouveau-né. Des hormones, les prostaglandines (PG) et l’ocytocine, sont directement impliquées dans la régulation de la contractibilité du myomètre. Les PG agissent surtout en stimulant la libération du calcium (Ca2+) à partir des réserves intracellulaires de celui-ci. Les variations de la concentration de Ca2+ intracellulaire interviennent dans l’initiation des phénomènes électriques et mécaniques (dépolarisation, contraction des muscles lisses ou striés, sécrétion hormonale et activation d’enzymes comme la phospholipase A2). L’ocytocine abaisse le seuil d’excitation cellulaire au-dessus duquel se déclenche la décharge dépolarisante, ce qui entraîne la contraction musculaire utérine.
Ces PG sont les activateurs des événements mécaniques de la parturition, à savoir les contractions utérines et le mûrissement du col utérin. Une élévation du rapport œstrogène/progestérone favorise la production d’acide arachidonique et donc la synthèse des prostaglandines dans l’utérus. Les PG agissent directement sur l’activité de contraction utérine par un double mécanisme : augmentation des jonctions (gap) entre les cellules
myométriales et du nombre de récepteurs de l’ocytocine au niveau du myométrium (Boquet et al., 1998).
Le signal pour l’initiation de la parturition proviendrait du fœtus (Lopez et al., 1988;
Mitchell, 1984) bien que la nature et la source de ce signal demeurent inconnues. D’après une étude récente, chez la souris ce signal proviendrait du poumon fœtal mature (Condon et al., 2004). La sécrétion de la protéine principale du surfactant du poumon (protéine surfactant A) a été initialement détectée dans le liquide amniotique au 17ième jour de gestation et augmente progressivement jusqu’au terme (19ième jour de gestation). Ce surfactant fournirait le signal pour la migration des macrophages et la réponse inflammatoire menant à la parturition.
Plusieurs cytokines régulent la préparation, l’initiation et la progression de la parturition chez les mammifères. Les cytokines pro-inflammatoires telles que l’IL-1 et le TNF-α agissent sur les enzymes principales, comme la cyclooxygénase (COX), impliquées dans la biosynthèse des prostaglandines (fig. 10). Ces cytokines peuvent également affecter la bioactivité des PG en régulant l’expression de leurs récepteurs intra-utérins (Hansen et al., 1999 ; Keelan et al., 2003). Les récepteurs lymphocytaires à la progestérone et les taux circulants de PIBF (Progestérone Induced Blocking Factor), un facteur progestérone- dépendant, qui inhibent la production de TNF-α, chutent brutalement au début de la mise bas suite à la diminution de la progestérone (Chaouat, 1994; Yellon et al., 2003) et, parallèlement, les taux d’IL-1 et de TNF-α circulants augmentent. Il a été montré que l’injection de TNF-α près du terme, peut induire un travail précoce, avec mise bas d’embryons vivants (Szekeres- Bartho et al., 1989; Szekeres-Bartho et al., 1991), alors qu’au milieu de la gestation elle provoque des avortements (cf. § 1.2.4.1). Des résultats similaires ont été obtenus avec l’IL-1, l’IL-6 et l’IL-8 chez la souris et de nombreuses autres espèces (Chwalisz et al., 1994; Romero et al., 1991; Chaouat and Martal, 1996).
1.2. MECANISMES IMMUNOLOGIQUES PERMETTANT L’IMPLANTATION ET LA TOLERANCE DE LA GREFFE FŒTO-PLACENTAIRE
Le fœtus est porteur de caractères hérités de son père et étrangers à l’organisme maternel.
L’expression au cours du développement fœtal des allo-antigènes du complexe majeur d’histocompatibilité (CMH) paternels devrait entraîner un rejet immunitaire du fœtus, selon les lois classiques de la transplantation. Or, une tolérance à l’allogreffe fœtale se manifeste lors du contact entre les cellules maternelles et fœtales (Raghupathy, 1997; Wegmann et al., 1993). Plusieurs mécanismes ont été proposés pour expliquer ce phénomène de tolérance de l’allogreffe fœtale (pour revue voir (Thellin et al., 2000; Thellin and Heinen, 2003) :
1.2.1. Expression du HLA-G par le trophoblaste et inhibition de l’action des cellules NK
Les cellules trophoblastiques pénètrent dans le tissu maternel en envahissant la décidua (cf. § 1.1.5) et les cellules tueuses naturelles (NK : natural killer) sont activées pour limiter cette invasion trophoblastique. En effet, le fœtus est entouré d'un tissu, le trophoblaste, qui n’exprime pratiquement pas d’antigènes d'histocompatibilité classiques, normalement reconnus par les lymphocytes T maternels cytotoxiques. Les cellules trophoblastiques, n'exprimant à leur surface aucun antigène de classe I classique (Le Bouteiller et al., 1996; Le Bouteiller et al., 2003) inhibant l’activation des cellules NK, devraient être des cibles potentielles pour les cellules NK infiltrant l'endomètre maternel. En fait, ce tissu trophoblastique exprime dès les premiers jours suivant la fécondation, au moment où l'œuf s'implante dans la paroi utérine, un autre type d’antigène de classe I non classique, appelé HLA-G. Les cellules trophoblastiques deviennent résistantes à l'attaque de cellules NK maternelles car les antigènes HLA-G sont reconnus par des récepteurs inhibiteurs de la cytotoxicité des NK, appelés KIR (pour killing inhibitory receptor), exprimés à la surface des cellules NK (Rouas-Freiss et al., 1997; Loke and King, 2000).
La protéine sHLA-G soluble est aussi présente au niveau de l’interface materno-fœtale.
Cette molécule semble jouer un rôle dans l’élimination des lymphocytes T CD8 activés au niveau du site d’implantation en induisant leur apoptose (Bouteiller, 2002). Elle peut aussi interagir avec les récepteurs des cellules NK ou des lymphocytes T CD4 pour contrôler la
sécrétion locale des cytokines ou pour contrôler l’invasion du trophoblaste, notamment dans les vaisseaux utérins maternels.
1.2.2. Inhibition de la prolifération des lymphocytes T maternels : rôle d’indoleamine 2, 3 dioxygénase (IDO)
Les antigènes paternels mineurs qui restent exprimés par le trophoblaste pourraient provoquer un conflit avec le système immunitaire maternel, en activant et mobilisant les lymphocytes T cytotoxiques maternels. Pour parer cette menace, le trophoblaste produit l’enzyme indoleamine 2, 3 dioxygénase (IDO) qui dégrade le tryptophane. L’augmentation du catabolisme du tryptophane, au niveau des cellules trophoblastiques et des macrophages du placenta, entraîne une inhibition de l’activation et de la prolifération des lymphocytes T maternels. Des souris gravides exposées au 1-méthyl-tryptophane, un inhibiteur pharmacologique de l’enzyme IDO, présentent des avortements (Baban et al., 2004). Les cellules de la décidua et du placenta humain expriment également l’IDO (Mellor and Munn, 1999 ; Sedlmayr et al., 2002).
1.2.3. Apoptose des lymphocytes T maternels cytotoxiques : Rôle des intéractions CD95/CD95L
L’apoptose, reconnue comme un mécanisme clé de la régulation de la réponse immune (Ashkenazi and Dixit, 1998; Steller, 1995), joue un rôle dans le développement placentaire (Smith et al., 1997; Runic et al., 1998; Chan et al., 1999). Le Fas-ligand (CD95L), une protéine trimérique transmembranaire de type II, appartenant à la famille des récepteurs de TNF (Suda et al., 1993; Orlinick et al., 1999), induit l’apoptose des cellules exprimant Fas (CD95) (Ashkenazi and Dixit, 1998). Fas est une molécule monomérique, qui, trimérisée quand elle se lie à son ligand, envoie un signal à travers son ’’domaine de mort ’’ induisant une cascade d’évènements aboutissant au suicide cellulaire (Nagata and Golstein, 1995). Chez la souris, le FasL est exprimé au niveau des cellules de l’utérus gravide, des cellules déciduales et trophoblastiques placentaires (Hunt et al., 1997), et sous forme soluble (Suda and Nagata, 1994 ; Mariani et al., 1995). Le FasL joue donc un rôle dans la protection fœtale contre une infiltration des leucocytes maternels activés qui expriment à leur surface la molécule Fas. Son interaction avec le FasL placentaire et décidual entraînerait leurs morts par apoptose (fig. 11).
Mésenchyme
Syncytiotrophoblaste FasL
Fas
apoptose
Cellule T activée
Forme soluble de FasL
Partie fœtale du placenta Partie maternelle du placenta
Pas d’apoptose
Figure n°11 : Fas/FasL. Le FasL du syncytiotrophoblaste (forme membranaire ou soluble) peut induire l’apoptose des cellules immunes maternelles exprimant Fas.
(d’après Thellin and Heinen, 2003).
1.2.4. Immunodéviation Th2 et limitation de production des cytokines IFN-γ et TNF-α nocives à la gestation
Chez la souris, une gestation réussie s’accompagne d’un profil de sécrétion de cytokines locales (placenta) et systémiques de type 2 (Wegmann et al., 1993) (fig. 12). Cette affirmation se base sur les observations suivantes : i) les réponses Th1 et l’activité NK sont diminuées au cours de la gestation, alors qu’à contrario, les réponses humorales sont amplifiées, suggérant une prédominance de sécrétion de cytokines de type 2 ; ii) une sécrétion placentaire et surtout systémique de cytokines de type2 (IL-4 et IL-10) est détectée au cours de la gestation chez la souris (Lin et al., 1993) ; iii) les résorptions fœtales apparaissent liées à un profil cytokinique de type 1, avec sécrétion d’IFN-γ et de cytokine inflammatoire comme le TNF-α ; iv) L’injection d’IL-10, cytokine pro-Th2, normalise la proportion d’avortement dans les modèles murins à fort taux de résorptions fœtales (Chaouat et al., 1995).
1.2.4.1. Facteur de Nécrose Tumorale (TNF-α) et gestation :
La superfamille du TNF est constituée de 19 protéines transmembranaires qui signalent à travers 29 récepteurs (Aggarwal, 2003). Le TNF proprement dit agit via deux récepteurs le TNFRI et le TNFRII. D’autres élèments de la superfamille du TNF, comme par exemple le CD95L et le TWEAK (TNF-like weak inducer of apoptosis) peuvent déclencher, via leurs récepteurs apparentés, l’augmentation de l’expression du TNF endogène (Grell et al., 1999).
Après leur liaison aux récepteurs, les membres de la superfamille de TNF peuvent médier une varieté d’activités, aussi bien dans les réponses immunes, que l’apoptose (par exemple le TNF, le CD95L), la différenciation (par exemple le TNF) ou la prolifération cellulaire (Aggarwal, 2003). Cependant, leur expression inappropriée peut s’avérer nocive (Aggarwal, 2003).
Bien que le TNF-α soit impliqué dans la croissance du blastocyste et son implantation (Argiles et al., 1997), aussi bien que dans la croissance et la fonction placentaire (Tartakovsky and Ben Yair, 1991; Monzon-Bordonaba et al., 2002; Bowen et al., 2002a), un excès de sa production peut être néfaste à la survie du trophoblaste et de l’embryon (Yui et al., 1994; Lea et al., 1998; Hunt et al., 1996; Savion et al., 2002).
En début de gestation, cet excès induit un échec d’implantation, et plus tardivement un retard de croissance fœtale, la rupture des membranes et la naissance prématurée (Marzi et al., 1996; Fortunato et al., 2002). Il a été observé que l’augmentation de production de TNF-α induite par l’injection de LPS chez la souris (Gendron et al., 1990) induit des thromboses et la contraction du muscle lisse utérin. D’autres études ont montré que le TNF-α augmente les taux d’avortements spontanés chez la souris (Chaouat et al., 1999).
Le TNF a une importante fonction dans la régulation du développement embryonnaire.
Celle-ci a été découverte lors du clonage des gènes causant le syndrome de la dysplasie ectodermale. C’est une maladie génétique, observée chez l’homme et la souris, caractérisée par la perte de cheveux et de dents, due à une mutation de l’EDA (ectodermal dysplasin) membre de la famille de TNF. En effet, l’interaction EDA-EDAR dans l’ectoderme régule l’initiation de la formation des cheveux et des dents (Thesleff and Mikkola, 2002). Par ailleurs, le TNF-α a aussi été impliqué dans la pathologie embryonnaire en activant l’apoptose (Beyaert and Fiers, 1998 ; Toder et al., 2003). Les grosses anomalies structurales sont souvent précédées par une apoptose excessive dans la structure de l’embryon (Knudsen, 1997; Mirkes
et al., 2001). Il a été avancé qu’une fonction possible du TNF-α serait d’empêcher la naissance des nouveau-nés avec des anomalies structurales (Pampfer, 2001; Clark et al., 2002). En d’autres mots, le TNF-α pourrait augmenter les signaux de mort pour tuer l’embryon si les dommages qu’il présente sont trop importants.
1.2.4.2. Interféron-gamma (IFN-γ) et gestation :
Comme le TNF, l’IFN-γ est produit au niveau du placenta (Delassus et al., 1994; Bowen et al., 2002b) pendant la gestation normale. A des doses physiologiques il est nécessaire pour obtenir une vascularisation locale optimale de l’interface fœto-maternelle (Ashkar and Croy, 1999). A trop haute concentration, il peut être aussi néfaste pour la gestation. L’administration exogène d’IFN-γ induit des résorptions au cours de la gestation et provoque une diminution du poids des fœtus (retard de croissance). Par ailleurs, l’IFN-γ induit l’expression des molécules CMH I et II au niveau des cellules T de l’utérus et de la décidua amplifiant les fonctions effectrices de celles-ci vis à vis des allo-antigènes fœtaux. L’IFN-γ est également produit par les cellules NK activées, notamment celles qui sont résidentes dans le compartiment mésométrial de l’utérus (Ain et al., 2003). Ainsi la déplétion des cellules NK réduit le taux de résorptions de 50% obtenus lors de l’accouplement CBA x DBA/2 (Clark et al., 1998).
1.2.4.3. Mode d’action du TNF-α et de l’IFN-γ :
Le TNF-α et l’IFN-γ peuvent agir : i) par effet toxique direct en provoquant l’apoptose du trophoblaste (Yui et al., 1994) ; ii) en activant des cellules potentiellement cytotoxiques pour le trophoblaste, comme les macrophages, les cellules NK ou les cellules T cytotoxiques agissant via d’autres molécules effectrices (Baines et al., 1997; Clark et al., 1998), et/ou iii) en réduisant la production d’OX-2 (CD200) par les cellules trophoblastiques, et iv) en activant la prothrombinase fgl2, exprimée par les cellules endothéliales maternelles. La formation de la thrombine stimule la production d’IL-8 par les cellules endothéliales, provoquant un afflux des neutrophiles qui à leur tour tuent les cellules endothéliales (Clark et al., 1998; Clark, 1999; Clark et al., 1999). Cette thrombose aboutit à une ischémie locale, limitant les échanges gazeux et de nutriments au niveau du placenta, responsable des résorptions (fig.13).
PMN Activation Complément Dépôt de fibrine TNF-α↑ + IFN-γ↑
OX-2 fgl2↑
Pro-thrombine
Thrombine↑
IL-8 Avortement
Figure n°13 : Mécanismes d’action de TNF-α et IFN-γ entraînent des avortements chez la souris. (avec modification ; selon Thellin and Heinen, 2003).
En noir : Pendant la gestation normale, l’OX-2 trophoblastique inhibe l’expression de la pro-thrombinase fgl2. En gris : quand l’expression de cytokines (l’IFN-γ et le TNF-α) est activée, l’expression de fgl2 est augmentée dans le placenta. La fgl2 inhibe l’expression de l’OX-2 et transforme la pro-thrombine en thrombine. Ensuite d’une part, la thrombine induit la synthèse de l’IL-8 par les cellules endothéliales et l’IL-8 attire les polymorphonucléaires (PMN) et provoque aussi l’activation du complément. D’autre part, la thrombine déclenche une thrombose via le dépôt de fibrine et bloquant donc le flux sanguin placentaire, ce qui peut entraîner l’avortement.
1.2.4.4. IL-10 et gestation :
L’IL-10 est exprimée par la décidua (Lin et al., 1993), les cellules épithéliales et les leucocytes de l’endomètre pendant la gestation, et les cellules trophoblastiques murines (Roth et al., 1996 ; Chaouat et al., 1995). La production de cette cytokine au niveau du placenta augmente du 4ième jour de gestation à la mi-gestation et diminue à terme (Chaouat et al., 1999). Cette production locale d’IL-10 inhibe les lymphocytes Th1 et la production de cytokines de type 1 potentiellement toxiques pour le fœtus. En outre, l’IL-10 induit l’expression d’HLA-G par les trophoblastes et joue un rôle dans la protection du fœtus en inhibant sa lyse par les cellules NK (Moreau et al., 1999). L’injection d’IL-10 recombinante aux souris gestantes réduit le taux de résorptions fœtales chez les souris CBA x DBA/2 (Chaouat et al., 1995).
1.2.5. Autres cytokines d’importance dans la gestation
Les cytokines telles que l’IL-1, IL-3, IL-4, IL-6, le TGF-β, le LIF, le CSF-1, le GM-CSF (et l’IFN-tau, IFN-τ qui n’existe que chez les ruminants) ont été identifiées comme
importantes dans l’établissement et le maintien de la gestation (Chaouat and Martal, 1996;
Martal et al., 1997) :
Le rôle des autres cytokines n’est pas toujours bien clarifié et ne concerne pas obligatoirement l’environnement immunologique materno-fœtal.
Le TGF-β2 est produit par de nombreuses cellules dont les cellules T γδ des souris gravides (Ando et al., 1998). Par ses propriétés immunosuppressives, le TGF-β2 joue un rôle dans la prévention du rejet du conceptus aussi bien chez la souris que chez l’homme (Chaouat and Martal, 1996). Il inhibe la production des lymphocytes T cytotoxiques maternels (CTL, CD8+), par diminution de l’expression du récepteur à l’IL-2 nécessaire à leur activation et à leur prolifération (Lawrence, 1996). Il inhibe aussi l’activité des cellules NK capables de détruire le trophoblaste (Chaouat and Martal, 1996; Irving and Lala, 1995).
Chez la souris, l’implantation engendre une réaction inflammatoire avec une production utérine d’IL-1, en plus de celle de TNF-α. La production maximale d’IL-1 coïncide avec le pic d’œstrogène qui se produit au moment de l’implantation aux jours 4-5. Le blocage des récepteurs à l’IL-1 par son antagoniste empêche l’implantation du blastocyste par un effet direct sur l'épithélium de l'endomètre (Simon et al., 1994; Simon et al., 1998; Cross et al., 1994). L’IL-1 serait nécessaire pour induire la production de LIF dans l’utérus et celle de la cyclooxygénase (COX-2) (Reddy and Herschman, 1994; Saito, 2001) au site d’implantation, améliorant la perméabilité vasculaire pendant cette phase (cf. § 1.1.5). De plus, l’IL-1 stimule, dans le placenta, la production des prostaglandines nécessaires à l’initiation du travail dans la parturition (Saito, 2001).
L’IL-3 stimule la prolifération trophoblastique et la croissance de l’unité fœto-placentaire et diminue le taux de résorptions fœtales dans le modèle CBA/J x DBA/2 (Chaouat et al., 1990; Chaouat et al., 1995). Le taux de cette cytokine dans le sérum maternel présente un pic vers le 10ième jour de gestation (Athanassakis and Iconomidou, 1996).
Le CSF-1 est un facteur de croissance pour le trophoblaste, sécrété massivement dans le stroma utérin chez la femme comme chez l’animal (Pollard et al., 1987; Herrler et al., 2003).
L’IL-11 a également un rôle critique dans la reproduction de la souris, le blocage de son récepteur empêchant l’implantation (Robb et al., 1998). Le GM-CSF (Granulocyte Macrophage-CSF) est présent dès les premiers stades de la décidualisation puis dans l’utérus
pré-implantatoire, il a un rôle trophique important pour la croissance des trophoblastes et donc la placentation (Pollard et al., 1991; Robertson et al., 1994).
1.2.6. Rôle de la progestérone et de la prostaglandine E dans l’immunodéviation Th2 liée à la gestation
Les hormones jouent un rôle important dans l’immunorégulation de la gestation. La progestérone (P4), hormone indispensable à toute gestation chez les mammifères, favorise la production des cytokines de type 2 (Krzysiek and Turowski, 1996). A côté de son activité anti-inflammatoire, la P4 est aussi capable d’inhiber la fonction phagocytaire des macrophages utérins. A forte concentration, elle peut également bloquer l’activation et la prolifération des lymphocytes T auxiliaires (CD4+) induites par l’IL-1 (Chaouat and Martal, 1996), et, à plus faible concentration, provoquer la libération de deux facteurs immunosuppresseurs par les lymphocytes de femmes enceintes, le TJ6 (Lee et al., 1990) et le PIBF (Progestérone Induced Blocking Factor) (Chaouat and Martal, 1996). Ce dernier agirait en bloquant la sécrétion de TNF-α par les cellules cytotoxiques (CTL, NK).
La P4 présente également une action immunosuppressive synergique avec la prostaglandine E (PGE2) (Chaouat and Martal, 1996) . Cette dernière présente aussi une activité immunosuppressive propre, en inhibant, d’une part, la prolifération des lymphocytes T CD4+ et leur sécrétion de cytokines pro-inflammatoires (IL-2, TNF-α, IFN-γ), et, d’autres part, en réduisant, comme le TGF-β, l’expression des récepteurs à l’IL-2 sur les lymphocytes T activés (Vinatier et al., 1993). La PGE2 inhibe la production d’IL-12 par les cellules présentatrices d’antigènes, diminue la production d’IL-6 et stimule fortement celle d’IL-10 (van der Pouw Kraan TC et al., 1995).
1.2.7. Inhibition de la lyse complément-dépendante par les anticorps maternels reconnaissant les allo-antigènes paternels chez le fœtus
Des anticorps cytotoxiques anti-antigènes paternels sont produits au cours de la gestation et l’action lytique des anticorps résulte de l’activation du système du complément. Afin d’échapper à cette action cytotoxique des anticorps, le trophoblaste produit des molécules qui interfèrent avec l’action du complément, comme la MCP (membrane cofactor protein) et le DAF (decay accelerating factor) chez la femme, et CRRY (Complement receptor regulated gene Y) chez la
souris (Morgan and Holmes, 2000; Thellin et al., 2000; Xu et al., 2000). Elles accélèrent la destruction du complément (DAF) ou empêchent sa fixation (MCP) au fragment Fc des anticorps empêchant leur action cytotoxique (fig.14).
DAF
Partie maternelle du placenta
Mésenchyme Syncytiotrophoblaste MCP
Complément
Partie fœtale du placenta
Figure n°14 : L’inhibition de l’action du complément (par destruction ou par liaison à ses produits) réduit sa disponibilité et son rôle néfaste contre les tissus fœtaux (avec modification, Thellin and Heinen, 2003).
1.3. INFECTION MATERNELLE ET GESTATION
Une infection pendant la gestation représente une situation physiopathologique particulièrement complexe où le pathogène, outre son action au niveau de l’organisme maternel, peut entraîner des lésions du placenta, traverser celui-ci et se développer chez le fœtus. Les infections par des virus, des bactéries ou des parasites sont susceptibles de limiter la capacité de reproduction : i) en limitant la fertilité de l’hôte ; ii) en altérant l’état général de la mère ; iii) en stimulant la production de cytokines abortogènes ; iv) en perturbant le développement placentaire et les échanges materno-fœtaux ; et v) en provoquant des infections congénitales.
1.3.1. Limitation de la fertilité
La trypanosomiase due à Trypanosoma brucei, susceptible d’atteindre le cerveau peut avoir des effets sur la reproduction des animaux d’élevage comme la brebis (Osaer et al., 1998) et la chèvre (Mutayoba et al., 1988 ; Faye et al., 2004). Une modification de la durée du cycle d’œstrus (Elhassan et al., 1994) et une diminution des taux de progestérone plasmatique ont ainsi été décrit chez la chèvre infectée par T. brucei (Mutayoba et al., 1988). Dans la trypanosomiase humaine africaine (maladie du sommeil), les parasites sont aussi susceptibles de traverser la barrière hémato-meningée. Ils peuvent entraîner des lésions au niveau des ovaires et de la glande hypophysaire contribuant à une modification du cycle ovarien limitant la fertilité (Mascie-Taylor, 1992).
Chez la souris, l’infection par Toxoplasma gondii peut provoquer une infertilité, caractérisée par l’arrêt du cycle normal d’œstrus, par l’atrophie des ovaires, l’altération du développement folliculaire et l’absence de formation du corps jaune (indiquant une absence d’ovulation) (Stahl et al., 1994).
1.3.2. Altération de l’état général de la mère
Une infection maternelle peut affecter le fœtus indirectement en diminuant l’état de santé maternel. La fièvre et l’anémie maternelle sont des facteurs habituellement associées a des retards de croissance intra-utérin, voire à la mortalité fœtale. C’est le cas dans le paludisme maternel. Les femmes enceintes sont particulièrement susceptibles au paludisme à Plasmodium falciparum et donc plus susceptibles de développer des accès palustres fébriles
plus ou moins sévères et de l’anémie ainsi que les complications neurologiques du paludisme (Steketee et al., 2001). Ceci se manifeste surtout chez les primipares plutot que chez les multipares (Shulman and Dorman, 2003), entraînant des avortements spontanés (Kline et al., 1985 ; Smulian et al., 2003). Il a par ailleurs été montré que l’exposition in utéro à de brèves hyperthermies pendant des phases critiques de la différenciation neuronale peut interférer avec la production et la migration des cellules précurseurs neuronales, résultant en anomalies dans le développement du cerveau fœtal (Hinoue et al., 2001).
1.3.3. Modification de l’environnement cytokinique associé à la gestation
Une infection pendant la gestation représente une situation paradoxale durant laquelle les mécanismes de défense immunitaire doivent être activés pour maintenir de façon spécifique le contrôle de l’infection tout en inhibant le déclenchement d’effets secondaires éventuellement nocifs pour le fœtus.
La production de cytokines Th1 au cours de la gestation, comme dans le cas d’une infection maternelle par un pathogène intracellulaire, pourrait perturber l’équilibre cytokinique pro-Th2 nécessaire localement (au niveau du placenta) au bon déroulement de la gestation (cf.§ 1.2.4). Cela a été démontré dans le modèle d’infection murine par Leishmania major (Krishnan et al., 1996a). En effet, cette infection chez des souris gravides C57BL (plus résistantes à l’infection) provoque une augmentation significative du nombre de résorptions fœtales associée à une augmentation des taux d’IFN-γ et de TNF-α et une diminution des taux d’IL-4 et d’IL-10 au niveau du placenta (Krishnan et al., 1996b).
A l’inverse, on peut penser que l’environnement Th2 physiologique de l’unité utéro- placentaire (UUP) pourrait constituer un site privilégié de multiplication de microorganismes intracellulaires en cas d’infection maternelle normalement contrôlée par une réponse Th1. La multiplication de ceux-ci dans les UUP pourrait favoriser la transmission des parasites au fœtus et contribuer à augmenter l’incidence des infections congénitales.
La balance extrêmement délicate et complexe de plusieurs cytokines requise pour l’établissement et le maintien de la gestation (§ 1.2.4) peut être donc perturbée localement ou au niveau systémique en cas d’infection maternelle et ceci peut aboutir au minimum à un retard de croissance ou à la perte fœtale (Carlier and Truyens, 1995; Lea et al., 1997;
1.3.4. Perturbation du développement placentaire et des échanges materno-fœtaux
Comme mentionné ci-dessus, les femmes enceintes sont particulièrement susceptibles au paludisme à Plasmodium falciparum. A côté des effets délétères de l’infection sur l’état général de la mère, le paludisme est un exemple représentatif des profondes altérations des échanges materno-fœtaux transplacentaires. L’infection, grave chez les primipares, chez lesquelles elle peut entraîner un accouchement prématuré ou une mortalité périnatale, s’atténue au cours des grossesses suivantes. Les mères infectées présentent des parasitémies placentaires très élevées (Rogerson and Beeson, 1999). L’observation de la cytoadhérence des érythrocytes infectés et de leur séquestration dans les espaces intervillositaires de la face maternelle du placenta (Fried and Duffy, 1996) a suggéré l’existence, sur les syncytiotrophoblastes, de récepteurs fixant sélectivement ces globules rouges parasités (GRP). L’expression fréquente ou intense du phénotype d’adhérence, c’est à dire des ligands de la Chondroïtine Sulfate A (CSA), du CD36 et de l’ICAM-1, par les érythrocytes parasités issues du placenta, et à moindre degré du sang périphérique de femmes enceintes, a été décrite initialement au Kenya (Fried and Duffy, 1996), puis confirmée au Cameroun (Maubert et al., 2000) et au Malawi (Beeson et al., 1999). La pathogénie du paludisme gestationnel repose sur l’expression par les GRP de variants antigèniques appartenant à la famille des « P. falciparum erythrocyte protein1 » (PfEMP1) (Scherf et al., 2001), se liant, entre autres, à la CSA placentaire. L’inflammation placentaire résultante est corrélée positivement à l’hypotrophie fœtale, probablement, par l’obstacle qu’elle forme aux échanges transplacentaires de nutriments et d’oxygène (Matteelli et al., 1997 ; Sullivan et al., 1999; Brabin et al., 2004). La mortalité fœtale et néonatale liée à l’infection par P. falciparum pendant la gestation est estimée à 3-8% (Steketee et al., 2001). La part revenant à ces différents mécanismes reste à déterminer.
Les souris infectées par Bartonella birtlesii avant la gestation, présentent des retards de croissance intra-utérine et des pertes fœtales précoces (résorptions) ou tardive (au 18ième jour de gestation), associés à des lésions vasculaires au niveau du placenta, pouvant perturber les échanges materno-fœtaux (Boulouis et al., 2001). Les souris infectées par Listeria monocytogenes (qui présentent une infection comparable à celle de l’homme), présentent également des anomalies histologiques placentaires (Abram and Doric, 1997; Abram et al., 2003). Si ces altérations sont à l’origine des avortements observés restent à démontrer.
Il en est de même chez les ovins et les bovins, chez qui, pour divers microorganismes pathogènes tels que Toxoplasma gondii, Neospora caninum, Chlamydophila abortus, Listeria monocytogenes provoquent également des avortements. Ainsi, par exemple, l’infection par C. abortus pendant la gestation chez les ovins provoque des avortements (Aitken, 2000), associés à la multiplication des microorganismes au niveau du chorion placentaire, site de production hormonale responsable du maintien de la gestation (Buxton et al., 2002).
1.3.5. Infections congénitales
Une infection maternelle pendant la gestation n’entraîne pas obligatoirement d’infection fœtale. Le pourcentage d’infection congénitale est variable en fonction du pathogène, du terme de la gestation et de l’état immunitaire maternel. L’agent infectieux peut contaminer le fœtus par voie hématogène en traversant la barrière placentaire et en parvenant au sang fœtal, à partir des voies génitales de la femme, en infectant les membranes (amniotite) pendant la grossesse, ou lors de l’expulsion au moment de l’accouchement. Une infection amniotique peut se développer par contact direct, à partir d’un foyer tissulaire voisin. (table n°4)
Voie usuelle de transmission
Pathogène Intra-utérine Périnatale Postnatale
Cytomégalovirus ++ ++ (G,H) -
Virus de l’immunodéficience humaine ± ++ (H) +
Virus de l’hépatite B ± ++ (H) +
Virus de la rubéole ++ - +
Listeria monocytogenes ++ + (H) -
Toxoplasmose gondii ++ - -
Trypanosoma cruzi ++ - -
Table n° 4 : la transmission verticale de quelques agents pathogènes et les voies usuelles de cette transmission. (avec modification, d’après Gilbert, 2002).
++ : Principale voie de transmission, + : reconnue mais moins courante,
± : rare ou possible mais incertaine, - : non connue de survenir, G : génital, H : hématogène.
- Infection virale : L’infection par le cytomégalovirus (CMV) est très fréquente durant la
