Analyse des lipides de plantes aquatiques et recherche de l'origine des 4-méthyl-stérols: application de l'extraction en phase supercritique aux stérols et aux acides gras

Thesis

Reference

Analyse des lipides de plantes aquatiques et recherche de l'origine des 4-méthyl-stérols: application de l'extraction en phase

supercritique aux stérols et aux acides gras

KLINK, Georges

Abstract

Dans ce travail de thèse, nous avons étudié la contribution de plantes aquatiques comme le roseau, les nénuphars jaunes et blancs et Utricularia neglecta, au dépôt de marqueurs biologiques dans les sédiments d'un petit lac de Haute-Savoie, le voua de la Motte. L'analyse des lipides de ces plantes, présentes en abondance dans les eaux de ce lac, nous a permis de trouver une nouvelle source de 4-méthyl-stérols (Utricularia neglecta) qui n'avait jamais été mentionnée dans l'abondante littérature consacrée à ces stérols. Ces analyses ont révélé la présence, dans les nénuphars, d'une nouvelle série d'esters, les esters de tocophérols et des acides monocarboxyliques C₁₂ à C₁₈, identifiés pour la première fois dans un organisme vivant. Au cours de ce travail, nous avons appliqué avantageusement l'extraction par les fluides supercritiques aux stérols et aux acides gras.

KLINK, Georges. Analyse des lipides de plantes aquatiques et recherche de l'origine des 4-méthyl-stérols: application de l'extraction en phase supercritique aux stérols et aux acides gras . Thèse de doctorat : Univ. Genève, 1994, no. Sc. 2685

DOI : 10.13097/archive-ouverte/unige:105654

Available at:

http://archive-ouverte.unige.ch/unige:105654

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1 / 1

UNTvERSITÉ DE ceuÈva

Laboratoire de spectrométrie de masse Département de chimie physique

TACULTÉ

DES SCIENCES Professeur F.

GÛLAçAR

Professeur

A.

BUCHS

Analyse des lipides de plantes aquatiques et recherche de I'origine des 4-méthyl-stérols.

Application de I'extraction en phase supercritique aux stérols et aux acides ^gras

THESE

présentée à la

faculté

des sciences de

I'Université

de Genève

pour obtenir

le grade de

docteur

^ès sciences chimiques

par

Georges

KLINK

de

Mouhardsé (Liban)

Thèse No 2685

GENÈVE

t994

Analyse des lipides de plantes aquatiques et recherche de I'origine des 4-méthyl-stérols.

Application de I'exfraction en phase supercritique aux stérols et aux acides ^gras

THÈSE

présentée à

la faculté

des sciences de

I'Université

de Genève

pour obtenir

le grade _de

docteur

^ès sciences

chimiques

par

Georges

KLINK

de

Mouhaïdsé (Liban)

Thèse No 2685

GENÈVE

1994

UNIVERSITÉ DE ^GENÈVE

FACULTE DËS ^SCXENCES

Doclorat ès sciences

mention chimiclue

ThèsedetllonsieurGeorgesKLlNK

intitulée:

"Anolyse des lipides de plonles oquotiques et recherche de l'origine des 4-méthylstérols.

Applicotion de I'exfroction en phose supercritique oux

stérols et oux ocides ^gros.

^"

Lo Foculté des Sciences,

sur

le préovis de

Messieurs F,

GÛLAçAR,

professeur

tituloire et directeur de ^thèse et A,

BUCHS, professeur

ordinoire et codirecteur de thèse (Loborotoire

de spectrométrie de mosse),

R, TABACCHI,

professeur (Université de Neuchôtel) et

J,-1. VEUTHEY,

professeur ordinoire (Section de phormocie), outorise

l'impression

de lq

présente thèse, sons exprimer

d'opinion

sur-les propositions qul y sont

énoncées,

Genève,le ^{'14 juin} 1994

Thèse - 2685 ^-

Le Doyeh,

Pterre MoEscHr.ER

pour

son soutien et son immense

contribution

à ce

travail.

A la mémoire

de ma mère

A

mon père

Gûlaçar et Armand Buchs.

Je tiens à exprimer

toute

ma reconnaissance au professeur Armand Buchs

pour

m'avoir accueilli dans son groupe de recherche, conseillé et encouragé durant ces années.

Je remercie chaleureusement le professeur Fazil Gûlaçar pour I'intérêt qu'il a porté à mes recherches, ses nombreuses suggestions

et sa

grande

disponibilité

sans lesquelles ce travail n'aurait pu être réalisé.

Mes remerciements

vont

également aux professeurs Raffaele Tabacchi de I'Université de Neuchâtel ainsi qu'au professeur Jean-Luc

Veuthey de

I'Université

de

Genève

qui

ont accepté de faire partie du

jury

_{de cette} thèse.

Je

souhaite

témoigner de ma gratitude au

Fonds

National

Suisse

pour la

Recherche Scientifique qui a subventionné une grande partie de ^ces recherches,

Je remercie infiniment Monsieur Werner

Kloeti pour

son assistance technique, ainsi que

tout

le groupe de spectrométrie de ^masse, Mesdames Eliane Sandmeier, Odette Vaucher, Geneviève

von Arx

et Messieurs Robert Biondina,

Xavier Chillier

et Rongming

Liu

^qui

par leurs encouragements et leur amitié ont rendu ^ce travail agréable.

Première partie

Analyse des lipides de plantes aquatiques et recherche de I'origine des 4-méthyl-stérols.

1. Introduction... I

2.Le voua de la Motte...

2.1. Les stérols et les acides dans le voua de

la Motte...

3. Nymphea alba et Nuphar luteam.

3 4

3,1. Les stérols...

3.2. Les alcools linéaires...

3.3. Les acides gr4s...

3.4. Les esters...

3.5. Les aldéhydes.

4. Phragmites communis...

4.1. Les stéro|s...

4.2. Les alcools linéaires...

4.3. Les acides 9r4s...

4.4. Les esters...

4.5. Les aldéhydes.

I

8

l3

13 15 25

27 27 27 30 30

3l

5. Utricularia neglecta.

³³

5.1. Les stérols et les cétones

stéroiidiques...

³³

5.1.1. Les 4-desméthyl stérols et les cétones

stéroidiques...

33 5.1.2. Les

4a-méthyl-stéro1s...

³⁴

5.2. Les alcools

linéaires... ^4l

ll

5.3. Les acides

9r4s... ^4l

5.4. Les

esters...

⁴²

5.5. Les

aldéhydes.

⁴²

6. Conclusion...

7. Partie expérimentale...

7. 1.

Extraction...

7.2. Séparation des

lipides

en deux

fractions neutre

et acide....

7.3.

Fractionnement

des

lipides

neutres...

7.4.

Fractionnement

des alcools

7.5.

Estérification

des acides carboxyliques...

7.6.

Fractionnement

des acides estérifiés...

7.7.Dérivatisation

des alcools et des esters d'acides hydroxylés...

7.8.

Chromatographie

en phase gazeuse

(GC)

et

quantification...

7.9.

Chromatographie

en phase ^ga,zeuse couplée à

la spectrométrie

de masse

(GC-MS).

7.10.

Identification

des composés...

Annexe...

Deuxième partie

Application de I'extraction en phase supercritique aux stérols et aux acides gras.

44

45 45 46 46 47 48 48 49 49

50 50

51

54

1..

Introduction...

l. 1. Généralités...

1.1.1.

Choix du fluide supercritique...

59

6l

63

2. Instrumentations et technique...

2.1. Les pompes....

2.2. Les cellules ^{d r}

extraction...

2.3. Les

restricteurs...

2.4.

Le modificateur polaire.

2.5.

Effet

de

matrice

2.6.Le trappage

à

la sortie du restricteur...

3. Extraction des stérols et des acides monocarboxyliques contenus dans les plantes et dans les sédiments...

3.1.

Extraction

avec les solvants conventionnels...

3.2.

Extraction

en phase

supercritique...

3.3. Analyses

par chromatographie

^gazeuse et

par

chromatographie

^{g^tzeuse} couplée à

la spectrométrie

de masse..

3.4. Résultats et discussion 3.5. Conclusion...

66 66 67 67 68 69 70

72 72

73 74 78

a

Analyse des lipides de plantes aquatiques et

recherche de I'origine des 4-méthyl-stérols.

1. Introduction

Le travail

que nous présentons dans

ce

mémoire

de

thèse

avait

initialement

pour

but d'étudier

la contribution

de certaines plantes aquatiques au dépôt de matière organique dans les sédiments d'un

petit lac

de Haute Savoie,

le

voua de la

Motte. Nous

voulions

notamment rechercher les

organismes

sources de certains marqueurs

biologiques présents

en quantité importante

dans

ces

sédiments. Rappelons

ici qu'en

géochimie

organique on

appelle marqueur

biologique une

substance organique

qui, malgré

les

transformations qu'elle a subi lors de la

diagenèse,

a ^conservé

suffisamment des caractéristiques structurales

de

son précurseur

biologique pour

qu'on puisse identifier I'organisme dont elle provient.

Sur le plan de la géochimie organique, les sédiments du voua de la

Motte ont fait

I'objet depuis une quinzaine d'années de plusieurs études de la part de chercheurs du laboratoire de spectrométrie de masse de I'Université de Genève. Ces recherches

ont

abouti à

trois

mémoires

de

thèse

(Mermoud,

1982; Wi.insche, 1987;

Mendoza,

1987)

et à

plusieurs publications scientifiques

(Mermoud el al.,

T982, 1984; Wtinsche

et al., 1987,

1988;

Dreier et al., 1988), mais malgré ces études, les

organismes sources

de

certains marqueurs

biologiques

n'avaient

jusqu'à

présent pas

pu être mis en

évidence. C'était notamment

le

cas des 4-méthyl-stérols reconnus généralement comme indicateurs de la présence des dinoflagellés. Ces 4-méthyl-stérols sont très abondants dans

le

sédiment du voua de la

Motte

où

ils

représentent près du quart de la quantité

totale

de stérols, mais des dinoflagellés n'ont jusqu'à présent jamais été trouvés dans ce ^lac.

C'est le cas aussi des acides

(ro-l)-hydrorylés

qui n'ont été trouvés dans aucun organisme

vivant. Deux

hypothèses

ont été

émises

quant à leur origine : i) une orydation

microbiologique d'acides non-substitués

et ii) une

synthèse

de novo

par

un

organisme mconnu.

Plus de

90Yo

de la

matière organique

des

sédiments

provient

des plantes

(Engel

et

Macko, 1993; Meyers et Ishiwatari, 1993). L'étude des lipides de quatre

plantes

2

aquatiques présentes dans

le

voua de la

Motte

nous

a

permis de

trouver

une nouvelle source

pour

ces 4-méthyl-stérols,

qui

n'avait

jamais été

mentionnée dans I'abondante

littérature

consacrée

à ces

stérols, Cependant,

les

acides

(o-l)-hydroxylés n'ont

été détectés dans aucune de ces sources. Ces analyses ont aussi révélé la présence dans deux des quatre plantes étudiées d'une nouvelle série d'esters qui n'avaient jusqu'à aujourd'hui été trouvés dans aucun organisme vivant.

Au

cours de ce travail nous avons également amélioré la méthode d'extraction des stérols

et des

acides

gras des ^plantes et des

sédiments

en ayant recours à des

fluides supercritiques. Cette étude constitue la deuxième partie de ce mémoire de thèse.

a

2.Le voua de la Motte

Le voua de la Motte

est

un petit lac de

montagne

(8300 mz)

situé

en

France,

à

¹⁵

kilomètres au sud-ouest de Thonon-les-Bains

(46'

20' 27u

N,

6o 29' 52u

E),

à une altitude

de 600 mètres (figure 2.1). Cette région

possède

plusieurs

dépressions naturelles appelées

"voua"

^{dont celle du voua de la}

Motte

qui est la plus grande.

Elle

a un volume d'eau de 24000 m3 et une profondeur maximale de 9 mètres. Le niveau d'eau est réglé par équilibre hydrostatique avec la nappe phréatique et peut varier d'environ 70 centimètres en

fonction

de l'état de

la

nappe. Sa transparence moyenne est inferieure à

2

mètres et évolue très peu en fonction des saisons

(G.

Sena-Bertral, 1976).

La

formation de ce lac est due au

retrait

du glacier rhodanien,

il y a

10 000 ans environ

(figure 2.2). lJn dépôt

sédimentaire se

forma

dans

un lac situé

entre

le glacier et

les monts avoisinant,

qui

donna

lieu

par

la

suite aux plateforrnes connues sous

le nom

de

"terrasses de Thonon". Le voua de la

Motte

est un lac fermé, alimenté principalement par

la

nappe phréatique

et

les eaux de

pluie et

de ruissellement. Ces deux eaux ayant des

duretés extrêmement difiérentes, ne se mélangent pas, I'eau du fond étant

très minéralisée.

Ce

phénomène rend

le lac

fortement

stratifié et

permet même d'observer, pendant

I'hiver,

une température des eaux

du fond

légèrement supérieure

à celle

des couches superficielles

(4'C). Cette stratification est

stable

en raison de la

présence constante d'eau

très

minéralisée au

fond. Au

printemps

et

en été, les températures de surface sont de I'ordre de

22

à 23

"C

^alors que les températures du

fond

ne sont jamais supérieures à

7 "C.

^Dès

le

mois de novembre la température en surface diminue jusqu'à environ 6 oC.

n y a

donc une période de stratification directe en saison chaude

et

une

période

d'isothermie

en

saison

froide. La stratification

^prononcée

ainsi qu'un

niveau trophique très élevé sont les ^causes d'une désoxygénation complète du fond du lac.

4

Les eaux du voua de la

Motte

sont essentiellement bicarbonatées calciques avec

un pH variant de 8 en

surface

à 6.5 au fond. Ce

dernier

pH,

légèrement acide,

est dû à

la richesse du sédiment en matière organique (plus de 40o de carbone organique) qui, lors de sa décomposition, libère du COr,

La

richesse en matière organique est due aussi bien

à I'apport

autochtone

(activité

bactérienne, décomposition

du phytoplancton) qu'à

un

apport

allochtone

non

négligeable (plantes supérieures).

En effet, la forêt

recouvre actuellement 70oÂ

du

^bassin

versant, avec une végétation

environnante constituée principalement

de

chênes,

de

chataîgniers,

de

noisetiers

et de cornouillers

mâles,

La

superficie moyenne

du

bassin versant est

de 8.2

104 m2

et il

se

trouve à une

altitude moyenne de 600 mètres.

La

surface de I'eau est essentiellement recouverte de nénuphars et de roseaux, Utricularia, une plante aquatique qui

flotte

dans I'eau, est aussi abondante pendant la saison chaude.

2.1. Les stérols et les acides dans les sédiments du

voua

de la

Motte

Les sédiments du voua de la

Motte

contiennent en moyenne 70Yo de matière organique.

L'analyse des stérols et des acides gras contenus dans les sédiments de surface de ce lac

(25

centimètres)

a fait I'objet de

plusieurs études jusqu'à présent.

Un bilan global

de I'origine de

la

matière organique sédimentaire

a

été dressé par

Mermoud (1982) qui

a

montré

I'importance

de I'apport

terrestre,

mis en

évidence

par un rapport des

stérols C2slCzT

égal à 8.2. L'origine

autochtone

(plancton) a

également

été vérifiée par

la présence du 27-nor-24-méthyl-cholestan-3Ê-ol dans le sédiment et dans le plancton, avec une

proportion

de 4Yo dans

la

fraction

totale

des stérols

et

de 7Yo des stérols

en Crr.

Cependant,

ce qui

caractérise principalement les sédiments

du voua

de

la Motte,

c'est I'abondance des 4-méthyl-stérols; ils représentent en effet plus de 25o des stérols totaux.

Les quatre principaux 4-méthyl-stanols identifiés dans les sédiments de surface du voua

de la Motte sont, le

4-méthyl-cholestanol

(lophanol), le

4,24-diméthyl-cholestanol, le

4-méthyl,24-éthyl-cholest-22-ène-3p-ol (Azz-citrostanol) et le

4-méthyl,24-éthyl- cholestanol (citrostanol) (Mermoud, 1982). Plusieurs hypothèses quand à leur

E M A

EVIAN

L N

.}

t

I

THONON

Y ^{t3 de}

^Vouolo

MOTTE

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Loc de

VALLON

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Limnigroptrr Echetlc limnimêtriquc Ptuviomètrc Pluviogrophc Loca

DAnAON

*

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Loc d,ARVO

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TAVANEUSE tI

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Toningcs

oc MONT

Morzine

02'46810trm 4

II

de- t

RIOND tt

*

t

tl' tt +

Figure

2.1

^Situation géographique

du voua

de

la Motte.

D'après

G.

Serra-Bertral

(re76).

6

origine ont été avancées : la première, préconisait une origine végétale, mais elle ne s'est pas vérifiée car on n'a pas trouvé de 4-méthyl-stérols dans les échantillons prélevés. Ces échantillons comprenaient,

le

plancton du lac,

la

colonne d'eau,

le

sol

du

sous bois, les feuilles des arbres avoisinant

et la

mousse recouvrant les chênes dans

le

sous

bois. La

deuxième hypothèse

qui

a été proposée est celle d'une synthèse

ln sllz

dans

le

sédiment.

Wûnsche

(1987), qui a

continué I'analyse des 4-méthyl-stérols dans

les

sédiments du voua de la

Motte,

a pu identifier

trois

autres 4-méthyl-stérols qui sont, le 4,24-diméthyl- Â22-cholestanol,

le

4,23,24-tnméthyl-422-cholestérol

(dinostérol), le

4,23,z4-tnméthyl- À22-cholestanol (dinostanol)

etle

4,23,24-triméthyl-cholestanol. Des traces de 4-méthyl- gorgostanol ont également été détectées.

Des stérols connus pour être de source marine ont aussi été observés dans les sédiments du voua de la

Motte,

comme le24-éthyl-Â25-cholestérol, le 24-isopropyl-Âzz-cholestanol,

le

gorgostanol

et

I'aplystanol. Apparemment les organismes source

qui

les

ont

^produits ont disparu aujourd'hui (Wûnsche, 1987). En ce qui concerne les acides, les sédiments du

voua de la Motte sont

riches

en

acides linéaires

lourds (C>20), ce qui confirme

la prédominance

de la contribution

allochtone (terrestre)

à

I'accumulation

de la

matière organique dans ce lac,

Les

acides libres

et

leurs sources

ont

été étudiés par Mermoud (1982) dans les sédiments de surface. Une étude complémentaire des acides libres et des acides liés et de leur origine a été décrite par Mendoza (1987).

C'est

essentiellement

pour

rechercher

I'origine des

4-méthyl-stérols

que nous

avons décidé d'analyser quatre sortes de plantes vasculaires qui poussent dans I'eau du voua de

la Motte, le

nénuphar

jaune (Nuphar luteum), le

nénuphar blanc _Qrlymphea

alba),

le roseau (Phragmites communis) et une plante à I'aspect filamenteux qui

flotte

dans I'eau,

Utricularia

neglecta. Nous avons ainsi pu identifier dans cette dernière plante une série de 4-méthyl-stérols très semblable à celle que I'on trouve dans les sédiments,

Nous

avons également analysé dans ces quatre plantes les alcools linéaires, les acides gras, les esters et les aldéhydes.

Glocirr rhodonicn Terrocsr

loc rlc Bloc

_{dc .gloce.}

rtonno

o ^{borro empr}

o ^a

Vollum lotârol

"vouo"

Loc dc Torrossc

b

Vo

lolÔrol Vollum lolirol

Figure2.Z

Schéma théorique de la formation du voua de la

Motte

suite au

retrait

du glacier rhodanien. D'après G. Serra-Bertral (1976).

8

3. Nvmohea alba et Nanhar luteam

N. alba

(nénuphar blanc) et

N.

Iuteum (nénuphar

jaune)

appartiennent

à la famille

des nymphéacées, composée de

huit

genres

et

d'environ quatre-vingt espèces.

Ce sont

des plantes aquatiques d'eau douce répandues dans toutes les parties du monde, sauf dans les zones circumpolaires et en haute altitude. Ces plantes sont parmi les plus

vieux

fossiles angiospermiens; des restes en

ont

été trouvés dans les sédiments

du

Crétacé Supérieur

(140 millions

d'années),

en

Amérique, en

Europe et en Asie. Nous

avons analysé le contenu lipidique de ces deux plantes aquatiques après les avoir séparées en tiges, feuilles et fleurs. Nous

y

avons recherché les stérols, les alcools, les acides gras, les esters et les aldéhydes.

3.1. Les stérols

Les trois principaux stérols dans la fraction des alcools libres sont le 24-éthyl-5ct-cholest- 5-ène-3p-ol,

le

24-éthyl-5a-cholest-5,22-diène-3p-ol

et le

24-méthyl-Sc-cholest-5-ène-

3p-ol, soit

respectivement

le

B-sitostérol

(3), le

stigmastérol

(2) et le

campestérol

(l)

(figures 3.1,3.2,3.3, (a) et (b). Les

quantités

des

desméthylstérols

dans

chaque

échantillon,

exprimées

en mg/g, sont

données dans

le tableau 3.1. Nous

pouvons constater

la

prédominance

du p-sitostérol (l).

Ces

trois

stérols,

qui ne

peuvent être

utilisés

comme indicateurs

de

source

car

largement répandus dans

toutes les

plantes supérieures, sont accompagnés par les stanols correspondants comme nous pouvons le

voir

sur le chromatograûrme des stérols libres des feuilles de nénuphar blanc

(figure

3.2

(a)). En ce qui

conceme

les 4,4-diméthyl stérols nous avons pu identifier le 24-

méthylène-cycloartanol (18) et le cycloarténol (19) dans les feuilles du nénuphar jaunc ct

du

nénuphar blano (0.071

mdg) (le

cycloarténol coélue avec

le

24-éthyl-5a-cholest-7- en-3p-ol

(6)

dans les feuilles de nénuphar blanc.). Dans les feuilles de nénuphar blanc on

trouve

également

le 24-méthyl

cycloartanol

(20) (0.1a mglg, TRR :

1565).

Le

24-

méthyl cycloarténol (17) (0.1a mg/g, TRR:

1687)

a été

détecté dans les

fleurs

des nénuphars jaunes et les feuilles des nénuphars blancs (0.026

mglù.

Quant aux 4-méthyl-stérols ce n'est que dans les fleurs de nénuphar jaune que nous avons pu

trouver

le 4u",24-diméthyl-5a'cholest-7,24(24t)-diène-3p-ol

(21)

et

le

4a-méthyl-24- éthyl-5cr-cholest-7,24(24t)-diène-3p-ol

(22), qui

est également présent dans les feuilles de nénuphar blanc.

Tableau 3.1.

Distribution

des stérols dans

i[ ^alba

el N. luteum.

*

Coélue avec le Cycloarténol.

**

Coélue avec I'alcool linéaire C3g.

TRR

=

^temps de rétention relatif. (temps

de rétention du stérol /

^temps

de rétention

du cholestérol

*

_1000).

No Pics

Stérols

ms,ls.

d'échantllon sec

N. alba N. luteum TRR

4

I

9 2 10

3

l1

5

6 13

t4

15

16

t1 l8

19 20

2l

22

Desméth)tl stérols 5cr,-Cholest-5-en-3 B-ol

24-Méthyl-5 s.-cholest-5 -en-3 ^p -ol 24-Méthyl-5o-cholest-3 _P -ol

24 -Ethyl-5cc-cholest-S, 22 -diène-3 ^p -ol 24-Ethyl-Scr-cholest-22-en-3 ^p -ol 24-Ethyl-5cr-cholest-5-en-3 ^{p-61* t'} 24-Ethyl-5 cr-cholestan-3 ^p -ol

24-Ethyl-5u,-cholest-S,24(24 ^I ;-diène- 3p-ol

24-Ethyl-5cr,-cholest-7-en-3 ^p -ol*

24R-Méthyl-5o.-cholest-7-en-3 _B -ol 24-Ethyl-5 u-cholest-8(9),22 -diène- 3p-ol

5,6 ^p -Epory-24-ethyl-5cr-cholest-S -en- 3p-ol

5,6cr,-Epory-24+thyl-5o.-cholest-5 - en-3p-ol

4.4-Diméthyl stérols

2 4 -Méthyl-cycloarténol

24 -Méthylène-cycloartanol Cycloarténol

2 4 -Méthyl-cycloartanol 4-Méthyl-stérols

4a, 24-Diméthyl-5cr,-cholest- 7,24(24\-dtène-3pol.

4 u-méthyl,2 44thyl- 5 cr,<holest-

'7 .24?41\-dtène-3 B-ol.

Tises Feuilles

Fleurs

Tises Feuilles

Fleurs 1000 1101 I 128 1201 t237 1301 1323

t320 t404 r237 1265 t537 t574

1687 1528

t404

1565 0.038

0.96

0.014 0.18 0.1s 0.31 0.24 2.t7

1.82

0.33

1.5 0.38

4.7 1.68

0.18 0.26

0,04

^0.03

0.026

0.071 0.14

0.32

^{0.6 0.05}

l.4l

0.6 r.07

^1.6

2.6 4.46

^4.96

o.2l 0.37 0.25 0.130

0.086 0,14

0.14 0. l3

0.23

0.82 0.026

l0

3

3

a) b)

2 t

I

t4 I6

6 ¹

I

46

I Ittt

58 62

⁶⁶

50

⁵⁴

46 50 54 5E 62

^{66 t(minutes)}

Figure 3.1

Chrromatograrnmes

de la fraction des stérols libres dans les tiges

de N. alba (a) et de N. Iuteum (b).(voir tableau 3.

I

pour I'identification des pics)

3

3 a) b)

ll

2

., I

0

20

22 t4

46 50 54 s8 62

⁶⁶

46 50 54 58 62

^{66 (minutes)}

Figure 3.2

Chromatogrammes

de la fraction des stérols libres

dans

les feuilles

de N.

alba

(a) et de N.luteum (b).

(voir

tableau

3.I

pour I'identification des pics)

t2

J

tlttrrrrrrt/

46 50 54 58 62

⁶⁶

b) a)

I

ttttt

46 50

⁵⁴

2

I 2l

I

J

22

I

62 4

58 66 t (minutes)

Figure 3,3

Chromatogrammes

de la fraction des stérols libres dans les fleurs

de N.

alba

(a) et de N. luteum (b).(voir tableau

3.I

pour I'identification des pics)

3.2. Les alcools

linéaires

Les alcools linéaires, importants marqueurs biologiques,

ont

été identifiés dans les deux sortes de nénuphar à I'exception des fleurs de

N. alba. L'alcool

majeur est celui en Cr*.

La

quantification des alcools linéaires est représentée dans le tableau 3.2. Dans les tiges de

N.

Iuteum on trouve une série homologue de C,u à

C*

avec une distribution bimodale autour de Cro et de Cr*.

Tableau 3.2.

Distribution

des alcools linéaires

dans.l[

alba et

N.

Iuteum

-

^nondétecté

3.3. Les acides eras

La distribution

des acides libres monocarboryliques est représentée dans le tableau 3.3.

L'acide stéarique

(C-16:0)

prédomine,

suivi

de I'acide oléique

(C-18:0). La

distribution de ces acides gras est similaire ^dans tous les échantillons du tableau 3.3. Nous retrouvons la série homologue de

C-l4:0

^à C-30:0, caractéristique ^des plantes supérieures.

Alcools linéaires

msls,

^{de plante sèche}

N. alba N. luteum

Tises Feuilles

^Fleurs

Tiees Feuilles

^Fleurs

C-16:0 C-18:0 C-20:0 C22:0 C-24:0 C-26:0 C-28:0

0.t7 0.t2

0.19

^0.076

0.029 0.05

0.t22 0.044 0.051 0.085

0.290

^{0.28 0.28}

t4

Les

acides

gras hydrorylés

(tableau

3.4) sont

dominés

par les

acides

hydroxylés

en

position a allant de Cro à C^

avec

un

maximum

en

Cro.

Les

diacides

en Cru

ont également été détectés en quantité non négligeable dans les feuilles

et

les

fleurs

de

M alba

et

N.

Iuteum. Les acides hydroxylés en position co sont présents à l'état de traces.

Les acides hydrorylés en position

p

_de

Cr,

à

C*

se

trouvent

à l'état de traces dans les feuilles de

N.

luteum; ce sont

plutôt

des acides d'origine bactérienne (Mendoza, 1987).

Enfin les acides 8-hydrory hexadéca-l,16-dioïque

(I)

et 7-hydroryhexadeca-1,16-dioique

(II)

sont présents dans les feuilles et ^les fleurs de N. alba et N. luteum à l'état de traces.

Tableau 3.3.

Distribution

(en Yo du plus abondant) des acides monocarboxryliques dans N. alba et N. Iuteum,

Acides monocarb oxyliques N. alba N. luteum

Tiges

Feuilles Fleurs

Tiees Feuilles

Fleurs C-14:0

C-15:0 C-16:0 C-16:l C-16:2 C-17:0 C-18:0 C-18:1 C-18:2 C-19:0 C-20:0 C-21:0 C-22:0 C-23:0 C-240 C-25:0 C-26:0 C-21:0 C-28:0 C-30:0

9 2 100

l0

l0

^21.5

100

¹⁰⁰

2 2

31.5

2.5 35.5

t2

70

l8

5

27

^40.5

4

<1 7

7.5 1.5 6.5

37 10

2

)

2 2

3

2 2.5

38.s 20

I

100

5

tr<l

100 6.5 100

9

5 23

7

4 5

l0 l0 tr<l

2.5

tr<l

7

L4

9

5 4

3

I

4 99

6 2

-t

2.5 6

4 3

Total en vsls,de plante sèche

s4r.2 768.6

⁷⁵⁰

610.7 360.3

^231.4

a

Tableau

3.4. Distribution (en

^oÂ

du plus

abondant) des acides

gras hydrorylés

dans N. Iuteum et N. alba.

tr ^: traces <1olo

3.4. Les esters

Les esters des cires cuticulaires recouvrent toutes les parties extérieures des plantes, les protégeant ainsi des intempéries et des attaques d'insectes et de micro-organismes.

Leur

distribution dans les plantes a fait I'objet de nombreuses publications

(Kolattukudy,

1976;

Hansen, 1980;Dyas et Goad, 1993).

Les

esters

sont

des indicateurs

de

source

peu

_sensibles

aux

transformations dans les sédiments (Cranwell et

Volkman,

1981). Les plus abondants dans les nénuphars jaunes et blancs sont les esters

du phytol

avec les acides monocarboxyliques linéaires

Ca à

Cz2.

L'ester

majeur est

le phytyl

octadécanoate.

Les

esters

du phyol sont

connus comme

étant les

esters majeurs dans

les

dinoflagellés

(Cranwell, 1985). Ces

esters

ont

été

identifiés grâce à leur spectre de

^masse

(fig. 3.8) qui montre dans le ^cas

^de

I'hexadécanoate du phytol les pics caractéristiques suivants ^:

256{-r

<-+

H \--;

278

I'ion avec m/z = 256 est formé par un réarrangement de

Mclafferty

N, alba N. luteum

Acides a-hydroxylés

Tises

Feuilles Fleurs

Tiges Feuilles

^Fleurs

c-20 c-22 c-23 c-24 c-2s c-26

2 30

t4

18 9 8 100 13.5 16

tr

100 2 5.5

100 42

l9

tr tr tr

100

tr

tI

39 43 36 100 44 36

23.5 57 22 100

9l

32 Total en *glgde ^{plante sèche.}

16 209.s

²¹²

24

^{408 907}

Diacides en C-16 (*sls, _de plante _sèche) 30 40. I t4.7 51

16

Les ions caractéristiques dans les spectres de masse des autres acides sont donnés dans le tableau 3,5.

Le

chromatogramme

de la figure 3.7

montre

la

séparation entre

le phytyl-I8:0 et

le

phytyl-I8:2 (voir

la partie expérimentale pour le choix de la colonne et le programme de température utilisé pour la chromatographie en phase gazeuse).

Tableau 3.5. Pics caractéristiques des esters du phytol en spectrométrie de masse

MM

(esters du phytol) Acide ^(m/z\

478 506 534 562 590 618

12:0 14:0 16:0 18:0r

20:0 22:0

200 228 2s6 284 312 340

*

mélange avec le groupement acyl

l8:2. MM:

^masse moléculaire Pic caractéristique du

phytyl-I8.2, m/z:279

Phytv'l-18:0

l00o/ô - Phvtyl-18:2

500,,ô -

40 42 44 46 48 50 52 54

⁵⁶

58

^{t (nrinutes)}

Figure

3.7.

Chromatograrnme de la fraction des esters extraits des tiges de

N.

Iuteum.

t x30

27

zrs

24 ^?9

s?

23ai 235i

32

3 3 g

Figure 3.8. Spectre de ^masse du phytyl hexadécanoate.

Extrait

de tiges de N. luteum

La distribution

des esters

du phytol

(tableau

3.6) montre la

prédominance

du

phytyl hexadécanoate dans les tiges et les feuilles de

i[

^Iuteum. Par ailleurs, dans les fleurs de

nf. Iuteum ainsi que dans les tiges, feuilles et fleurs de lt ^{alba, c'est le}

^phytyl

octadécanoate qui domine. Le tableau 3.6 donne la distribution des esters du phytol dans chaque échantillon.

Tableau 3.6.

Distribution

des esters du phytol (enYo du plus abondant) dans.À[ Iuteum et N. alba.

MM Acyl

N. Iuteum N.

alba

Tiees Feuilles

Fleurs

Tiges Feuilles

Fleurs s06

534 562 590 618

l4:0

16:0

l8:0

20:0 22:0

100 86

t8

100 74

l5

6 84 100

89 15.6

27 100

t5

t4.5

100 8.4

10.5 100 7.3

usls, de plante ^sèche

720 257

^{951 5}

42r.5 984

⁹⁷⁷

18

La

figure 3.9 représente

le

fragmentogramme des

alkyl

esters présents dans les tiges de

N.

luteum. Ces

alkyl

esters

ont

été identifiés sur

la

base de leurs spectres

de

masse à

I'aide des

pics

caractéristiques

qui

sont dans

le

tableau

3,7. La figure 3.10 montre

un exemple de spectre de masse caractéristique des

alkyl

esters formés à

partir

d'alcools et d'acides monocarboryliques saturés (Aasen et

al.,

1970). Ces esters sont représentés par une série homologue ayant des longueurs de chaînes allant de Ca2 à C46 avec des masses moléculaires de

m/z:

480

(Crr),

508 (Ca4), 536 (Ca6), 564

(q8),

592

(C4ù,

620

(C4),

648 (C44), 676 (C4à. Les acides eux sont compris entre C,u et Crnet les alcools entre C,n

et

Cro,

Notons

que I'acide prédominant dans cette série d'esters est I'acide palmitique (Cru, m/z

=

257).

lBg ³⁶ 40

34

42 38

ztrS 32

46 s

40 45 50 55 60 65 t (minutes)

---2

Figure

3.9.

Fragmentogramme des

alkyl

esters extraits des tiges de

N.

Iuteum.

Les

numéros sur chaque pic correspondent au nombre d'atomes de carbone.

Parmi les esters identifiés dans les échantillons de nénuphar, deux séries d'homologues des esters du tocophérol sont présentes dans les fleurs et les feuilles

de.l[

Iuteum et dans les tiges et les feuilles

de.l/.

alba. Le tocophérol est un composé courant dans les plantes supérieures mais,

à notre

connaissance, c'est

la

^première

fois

qu'on

le trouve

estérifié avec des acides monocarboryliques saturés (figure 3.11).

Il

s'agit donc, pour la première

Tableau 3.7 Pics caractéristiques des groupements acyl

et alkyl

apparaissant dans les spectres de masse des alkyl esters.

No

C = nombre d'atomes de carbone

s

leo

+25

^xl6

69

zrs I

3

22

lr

₃₉

5 ² 369

I ^{o 3 B}

Figure

3.10.

Spectre de ^masse de I'alkyl ester C-40

(MM :

592). extrait des tiges de

N.

luteum.

NoC t4 16 l8 20 22 24 26 28

³⁰

Acyl

m/z

257 285 313 341

³⁶⁹

AIM

m/z

195 223 zsr 219 307 335 363 391

⁴¹⁹

20

série, du cr-tocophérol estérifié avec les acides monocarboryliques saturés de

C,, à

C,*

et ^pour la ^deuxième, du P ^(ou y)-tocopherol estérifié avec ces mêmes

acides (figure

3.12).

Ces esters des tocopherols éluent après

le phytyl

eicosanoate

et

leurs spectres de masse sont caractérisés par les pics de base suivant

: m/z =

⁴¹⁶

^pour

^les

esters du

p

(ou y)-tocophérol (figure 3.13

)

^{et m/z}

:

₄₃₀ pour les esters du cr-tocophérol (figure 3.14).

Le

spectre de masse (figure 3.15) de l'octadécanoate du

a-tocophérol

synthétisé à

partir

de I'alcool

et du

chlorure de I'acide octadécanoïque confirme

la

structure de ces esters des tocophérols. De plus, la coinjection de I'ester synthétique avec un échantillon d'esters naturels montre une parfaite coélution entre ce composé et I'ester naturel correspondant,

Le

spectre de masse de I'hexadécanoate de

p

_(ou y)-tocophérol (figure 3.13) montre I'ion moléculaire

M+. (2-4%). Le pic

à m/z

:

₄₁₆ correspond à

la

perte du groupement acyl

avec migration d'un atome

d'hydrogène

vers le

groupement tocophéryL;

m/z :

191

(8-12%)

provient de la perte de

la

chaîne isoprénoïque

(C,uHrr)

par

le

reste tocophéryI

(m/z:416) et le pic à m/z: 151 (55-65%) est le résultat de la ^perte, à ^partir

du

groupement tocophéryI (m/z : _{416), du fragment C,nH' qui contient la}

_chaîne

isoprénoïque, le groupe méthyl substitué en position

2

ainsi que les atomes

C, et C,

du chromane. Ce mode de fragmentation est le même pour les esters de I'cr-tocophérol sauf

que les

masses

des fragments

caractéristiques

sont

augmentées

de 14 uma,

soit respectivement ù m/z

= ^430,205 et

165.

Le

rapport m/z de I'ion moléculaire permet de déterminer la longueur de la chaîne de I'acide monocarborylique.

Les esters des tocophérols

ont

été trouvés dans les fleurs et les feuilles de

N.

Iuteum et dans les feuilles

et

les tiges de

N. alba

en quantités allant de

28 à 66

_1tg

par

gramme d'échantillon sec (tableau 3.8). La quantification a été effectuée par rapport à un standard

externe, le a-tocophéryI

octadécanoate,

à ^partir des aires des pics dans

le fragmentogramme de I'ion m/z

:430

_pour les esters de I'cr-tocophérol et

m/z:

416 pour

a

ceux

du

p-tocophérol. Les esters des tocophérols n'ont été détectés

ni

dans les tiges de N. Iuteum ni dans les fleurs de N. alba.

I

a-tocopheryl ^ester

R2

2 B-tocopheryl ester:

Rl:H _&:CH3

y-tocopheryl

ester R1=CH3 R2:H

R:C1H2n+l .n=

^11, 13, 15,17

Figure

3.11.

Structures des esters des tocophérols identifiés dans

les fleurs et

les feuilles de N. luteum et dans les tiges et les feuilles de N. alba.

(Klink

et

al.,1994a).

22

Figure3.l2.

Fragmentogrammes

des esters du ^phytol et ^{des cr} et _P ^{(ou y)-}

tocophérols.

Extrait de

feuilles de ,À[

alba. Les

nombres

sur les

pics

correspondent aux nombres d'atomes de ^carbone des

acides monocarboxyliques.

Esters de I'cr-tocopherol ^ny'z

-

⁴³⁰

%FS l4

l6

Estors du p(ouï )-tocophcrol I _nt/z = 416

zrs _I

I ^rty'z

-

²⁷⁸

Esters du phytol

zl'S

16

t

^g

I

^{5 g}

I

^a

I

e gl g

Figure 3.13 Spectre de ^masse du

p

(ou y)-tocophérylhexadécanoate

(MM:

654).

Extrait

de feuilles de

N.

Iuteum.

I ₉

43

I

^xl0

t

zFS

g?

09 431

2

a8 ₂

o t3

tt/z I

o3

3 g8

Spectre de masse du

a-tocophéryl

dodécanoate

(MM:

^612).

Extrait

de feuilles de N. alba.

I 4l x10

r5

I I

I I i I

! i

zFS

4I?

396 381

65

28L ^{.43S 55}

{31

n/z6

t

³

Figure 3.14

24

Tableau

3.8.

Abondance relative (en Yo

du

plus abondant) des esters des tocophérols dans

l[

luteum et N. alba,

(Klink

et

al.,

1994a).

TocophéryI Acyl MM N. luteum

feuilles Fleurs

N. alba

Tiees Feuilles ct-

0 (ouv)-

ca,-

Ê (ou y)- ct- Ê (ou y)- c(- B (ou v)-

l2:0

12:0 14:0 14:0

l6:0 l6:0 l8:0 l8:0

6t2

598 640 626 668 654 696 682

2T

32

tr 100

47

100 80.5

tr tr

tr

15

100

tÎ.

100 5.6 6.7

tr.

50

tr tr.

9.5

I4

74.5

tr tr

6.4 13.5

Total en pglg d'échantillon sec. 48 66 28 40

- = non detecté tr. = trace

16

zt's

16 2

1 t

I 2A 2 42

I

6

-f_-,.4__-_69ç

?rÂQ

Figure

3,15.

Spectre

de

masse

de

I'cr-tocophéryl octadécanoate

(MM :

₆₉₆₎

utilisé cornme composé de réference.

3.5. Les aldéhvdes

Les n'aldéhydes ont été extraits dans la même fraction que les esters et

sont généralement considérés comme d'importants marqueurs biologiques, au même

titre

que les esters de cires. Cependant, étant altérés plus rapidement que les autres biomarqueurs pendant

la

diagenèse, leur

proportion

diminue fortement avec

la

profondeur, (Rieley

el al., l99l). La

distribution des n-aldéhydes est caractérisée par

un

mærimum autour de

C26 à Cao.

La

figure 3 . 16 illustre le fragmentogramme de m/z

:

_82. Cette fragmentation a

lieu après la perte de HrO et de IùC:CFI, (voir

spectre

de

masse,

figure

3,17), caractéristique des aldéhydes à chaîne longue. Les aldéhydes éluent

juste

avant les esters du phytol.

24 m/z

-

⁸²

26

28

30

lin

^{e o e a e e o}

^6t.

Figure

3.16

Fragmentogramme

(m/z:82)

des n-aldéhydes dans les tiges de

N.

alba.

Les numéros des pics correspondent au nombre d'atomes de carbone.

26

La distribution de la

série des aldéhydes Cro

à

Cro

est

donnée dans

le

tableau 3.9, L'aldéhyde majeur est celui en Cro. Les aldéhydes n'ont pas été détectés dans les autres échantillons de nénuphars.

Tableau

3.9. Distribution

des aldéhydes

(en

^oÂ

du plus

abondant) dans

les tiges

de N. alba.

Aldéhydes

cro cru

cæ Cro Total en

pglg

d'échantillon sec

MM

352 380 408 436

Tiges de N.

alba

¹⁰⁰ 62 4L 26 696

Figure

3.17

^Spectre de masse de I'aldéhyde Cru

(MM =

380).

Extrait

des tiges de

il

alba.

vee

'/ES 7

?

I

t

_6S

I

36

2

?8

3

2

3t

I

I

4.Phragmites communis

Phragmites communis appartient au groupe des phragmitiformes, un groupe hétérogène

dans lequel on trouve un certain nombre de

graminées

(28 geffes, 430

espèces) comprenant notamment les roseaux.

Les

phragmitiformes

sont une

sous-famille

de

la famille des graminées ou graminacées. Les graminées comprennent plus de 7000 espèces

décrites,

groupées

en 600

genres

et 6

sous-familles.

Afin d'étudier la

composition

lipidique du

roseau prélevé dans

le

voua de

la Motte

nous avons séparé

le

roseau qui pousse en hauteur (roseau supérieur)

de

ses touffes (roseau inferieur).

Nous

décrivons dans ce chapitre les stérols, les alcools, les acides gras, les aldéhydes et les esters. L'étude des lipides extraits de Phragmites communis

a

déjà été effectuée

par

Cranwell (1984) dans

le

lac

Upton Broad.

Cependant l'étude des stérols

était

peu détaillée

et

^les acides estérifiés

ont

été analysés après hydrolyse de la

fraction

des lipides liés

et

non pas sans hydrolyse préalable, sur une colonne capillaire haute température.

4.1. Les stérols

Comme nous I'avons déjà

vu

dans l'étude des nénuphars,

la fraction

des stérols libres

extraite

des roseaux supérieurs

et

des roseaux

inférieurs (figures a.l (a) et (b))

est constituée essentiellement par le campestérol

(l),

le stigmastérol (2) et le p-sitostérol _(3).

Dans

le

cas de Phragmites communls,

le

B-sitostérol

(3)

est

le stérol

majeur,

Ce

qui confirme les résultats obtenus par Cranwell (198a).

La

quantification des stérols dans les échantillons

de

^roseau

est

donnée dans

le

tableau

5.1. Notons

aussi

que les

alcools primaires sont prédominants dans cette

fraction

des stérols libres;

leur distribution

est donnée dans le tableau 4.2.

4.2. Les alcools linéaires

Comme nous l'avons

aussi

vu

^dans

le

chapitre précédent,

les alcools

linéaires sont d'importants marqueurs biologiques, d'où I'intérêt de l'étude de leur distribution dans les

28

organismes vivants. Dans le roseau inférieur nous avons

pu

détecter

la

série homologue d'alcools linéaires allant de Cl6 à Ca' avec un maximum en C2s, tandis que dans le roseau supérieur seuls étaient en quantité détectable les alcools linéaires en

Cr* et

Cro. Notons que

la

quantification de

l'alcool

en Cro n'est pas aisée

à

cause

de

sa

coélution

avec le p-sitostérol.

a) b)

tt

., I

3l I

IIII I

54

lt'

58 t (minutcs)

4(t 50 54 58 60 46 50

*

Alcool linéaire C-28

**

Alcool linéaire C-30

Figure 4.1 Chromatogrammes de la fraction des stérols libres dans le roseau supérieur (a) et dans le roseau inferieur (b). (voir _tableau

4.I

pour I'identification des pics)

Tableau4.l. Distribution (en

Yo

du plus

abondant) des stérols

libres

dans

le

roseau inferieur et le roseau supérieur,

-:

non détecté

*

coélue avec I'alcool linéaire en C-30

Tableau

4.2 Distribution

(en mg/g d'échantillon sec) des alcools linéaires dans le roseau inferieur et le roseau supérieur.

No

Pics Roseau supérieur Roseau inferieur

TRR

I

2

3

4 9

l0

lt

3l

Campestérol Stigmastérol

p-Sitostérol*

Cholestérol Campestanol Stigmastanol

M2

Stigmastanol

Stigmast-4-ène-3-one

18.5 27 100

t2

t2.5

34.5 100

l5

6

l5

30 46

l10l r20t l30l

1000

tt23

t223 t312

1523

Total en

^mglg d'échantillon ^sec. 2.05 2,25

Nombre d'atomes de carbone Roseau supérieur Roseau inferieur C-16:0

C-18:0 C-20:0 C-22:0 C-24:0 C-26:0 C-28:0 C-30:0

0.71 1.42

0.03

0.

l0

0.03 0.17 1.08 0.2 2.6 0.13

30

4.3. Les acides eras

La distribution

des acides libres monocarboxyliques

de

Cro

à C, ^est

donnée dans le tableau 4.3.

Notons

que, dans les deux échantillons de roseau, I'acide palmitique (C,u) domine. Dans la fraction des acides gras hydrolysables seuls les acides

a-hydrorylés

ont pu être détectés dans le roseau inferieur

:

Cro (12.5oÂ), Czz (100%),

Cn

(37 .syo)et Crn (34%) avec au

total

¹¹⁸

ttdg

d'échantillon sec.

Tableau

4.3. Distribution

(en Yo

du

plus abondant) des acides monocarboryliques dans le roseau inferieur et le roseau supérieur.

4.4. Les esters

Dans le roseau supérieur ce sont les esters du phytol avec les acides monocarboryliques saturés

Cr,

à

C,* qui

dominent.

Leur

distribution est donnée dans le tableau

4.4.

_Quant au roseau inferieur, ce sont les

alkyl

esters formés à

partir

d'alcools linéaires et d'acides monocarboryliques saturés qui sont les plus abondants. C'est

la

série de

Cr,

à Cou

qui

a été identifiée, avec conrme ester majeur celui en Co, (les masses moléculaires ainsi que

Acides monocarbowligues Roseau supérieur Roseau inférieur C-14:0

C-16:0 C-18:0 C-20:0 C-22:0 C-24:0 C-26:0 C-28:0 C-30:0 C-32:0

3 100

10 6.5 7 9

t2 l0

11 4

5

100 22.5

l0

20 27.5

20 15 22.5

Total en

usle

d'échantillon sec

t57

⁵ 97

les valeurs de m/z caractéristiques sont décrites dans le chapitre précédent). Notons que parmi les acides estérifiés de C,u à Cro c'est I'acide

CroQn/z:313)

^qui domine.

Tableau

4.4. Distribution

(enYo du plus abondant) des esters du

phytol

dans le roseau supérieur

Acyl

12:0

l4:0 16:0 ^l8:0

% 80 42 100 23

Total

en

ucle

d'échantillon ^sec

9l

4.5. Les aldéhvdes

Les aldéhydes en

C*

et C3s,

ort

été trouvés dans

le

roseau inférieur,

et

celles en Cro à Cro dans le roseau supérieur (figure 4.2).L'aldéhyde majeur dans le premier est en

C*

et dans le second enCru (figure 4.3). Leur distribution est donnée dans le tableau 4.5.

28

30

llt

^D c ^{e e a}

e

6e.

Figure

4.2 ^Aldéhydes C* et Cro dans le roseau inferieur.

(fragmentogramme

m/z:82)

32

26

28 30

24

Ëtn e 0 e I e e 5

a

^6c,

Figure 4.3

Aldéhydes

Cro

à Cro

dans

le

roseau supérieur. (fragmentogramme

m/z:82)

Tableau 4.5.

Distribution

des aldéhydes (enYo du plus abondant) dans le roseau inferieur et supérieur.

Aldéhydes

MM

Roseau

supérieur

Roseau inferieur

cro

cru

cx

C"n

352 380 408 436

30 100 91.5 84.5

100 20

Total en ms/e d'échantillon sec. 538 260

5. Utricularia neslecta

Utricularia

neglecta (ou

australls)

est une plante aquatique, d'aspect filamenteux, de la

famille

des lentibulariacées,

qui flotte

dans I'eau. C'est

une plante

carnivore avec des saccules

qui

se développent sur les tiges.

Elle

n'a pas de racines

et ^produit

des fleurs jaunes. On la confond souvent avec U.

vulgaris.

U. neglecta est abondante dans les eaux

du voua de la Motte et

selon

Taylor (1989) il

^existe

214

espèces répandues dans le monde entier.

5.1. Les stérols et ^les cétones stéroiTioues

Les

figures 51(a) et

5.1(b) représentent les chromatograrnmes respectifs de

la

fraction

des stérols totaux et des 4-méthyl-stérols

dans

Utricularia neglecta, Les

composés

identifiés sont

répertoriés dans

le

tableau

5.1. Nous

constatons

donc la

présence de 4-desméthyl stérols, de 4-méthyl-stérols et de cétones stéroïdiques

(la

structure de tous ces composés est donnée dans I'annexe, ^à la

fin

de la première partie).

5.1..1. Les 4-desméthyl stérols et les cétones stéroidiques

Les 4-desméthyl stérols sont

constitués essentiellement

des stérols que I'on

trouve

courailrment dans les plantes

supérieures

(le

24-méthyl-cholest-5-ène-3p-ol

(l),

^le

24-éthyl-cholesta-5,22-diène-3p-ol (2), le 24-éthyl-cholest-5-ène-3p-ol (3),

^le

24-méthyl-cholesta-5,22-diène-3p-ol

(7)) et le

cholest-5-ène-3p-ol

(a).

Ces stérols ont été identifiés dans les sédiments du voua de la

Motte

^(Mermoud et

al,

1982; Wûnsche

el

a/,

1988) mais ne peuvent être utilisés comme indicateurs

de

source

car ils

sont

trop

largement répandus dans les organismes vivants. Dans

Utricularia

neglecta ces stérols sont accompagnés en quantités non négligeables par les Scr-stanols

(figure

5.1(a)) et les ster-4-ène-3-ones

(figure 5.1(b))

correspondants. Cependant,

les

5a-stan-3-ones sont présents (tableau 5.1) en quantités inferieures,

voire

même en traces.

La plupart

de ces cétones coéluent avec les stérols; c'est pour cette raison que leur quantification n'a pas pu

34

être faite

rigoureusement

par

chromatographie gazeuse

mais plutôt par GC-MS

en comparant leurs spectres de masse avec ceux de produits de synthèse.

Les

cétones ont été identifiées grâce aux fragmentogrammes de masses des ions caractéristiques. Dans les sédiments récents, de faibles concentrations de cétones stéro'idiques à noyau saturé ou insaturé en position

4

sont présentes (Mermoud et a1.,1984; de Leeuw et Baas, 1986 et réferences incluses),

mais elles sont

considérées comme

des

intermédiaires

dans

la

transformation par les

micro-organismes

des

Às-stérols

en 5a(H) et 5p(H)

stanols.

D'autre part,

il

a été démontré que les cétones stéroïdiques peuvent être biosynthétisées par diverses algues et organismes supérieurs (Popov et a1.,1976; Mermoud et

al., l98l;

Robinson et

al.,

1984b). Dans

LI

neglecta la distribution des 4-desméthyl-ster-4-ène-3- ones ressemble à celle des Âs-stérols correspondants, ce qui à notre connaissance, n'a été observé chez aucun autre organisme. Ceci renforce I'hypothèse

d'un apport direct

des cétones stéroidiques dans

les

sédiments

de

surface

du voua de la Motte, depuis

la

colonne d'eau.

Cependant, dans

ces

sédiments,

le rapport des

Âa-stérones

sur

^les

À5-stérols correspondants est plus faible que celui dans U. neglecta (tableau 5.1). Pour expliquer cela

on peut faire

deux hypothèses

: il y

aurait d'une

part une dilution

des Àa-stérones due à

un

appofr de Âs-stérols dans

le

sédiment depuis une source terrestre

ou

planctonique contenant

une faible proportion ou

même pas

du tout de

stérones, d'autre part

il

peut se produire une diagenèse rapide des Àa-stérones dans les sédiments

de

surface,

Cette

deuxième hypothèse

a été

démontrée

par

une incubation

in situ

du cholest-4-ène-3-one deutéré dans

le

sédiment

de

surface

du voua de la Motte.

Cette expérience

a

montré qu'après 291

jours

d'incubation, environ 600Â

du

cholest-4-ène-3-

one a été transformé en

5a-cholestan-3-one

(15,8%),

5cr-cholestan-3p-ol (38.4yo),

5 p-cholestan-3 -one (4.7%) et ⁵ p-cholestan-3

p-ol

(traces) (Wûnsche, I 987),

5.1.2. Les

4a-méthvl-stérols

Les 4-méthyl stéroides sont des marqueurs biologiques très importants que I'on rencontre dans beaucoup

de

sédiments lacustres

et

marins. Dans

les

deux cas

ils sont

souvent