Gestion du stress oxydant et acclimatation à la température. Étude préliminaire sur un vertébré ectotherme poisson : Oryzias latipes

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Gestion du stress oxydant et acclimatation à la

température. Étude préliminaire sur un vertébré

ectotherme poisson : Oryzias latipes

L. Replumaz

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L. Replumaz. Gestion du stress oxydant et acclimatation à la température. Étude préliminaire sur un vertébré ectotherme poisson : Oryzias latipes. Sciences de l’environnement. 2012. �hal-02598083�

Replumaz

Master 1

UE

Leslie

Physiologie et Neurosciences Stage

Gestion du stress oxydant et acclimatation

à la température.

Étude préliminaire sur un vertébré ectotherme poisson:

Oryzias latipes

Stage effectué au laboratoire LEHNA d’Ecologie des Système naturels et Anthropisés. UMR CNRS 5023

Université Claude Bernard Lyon 1

Bâtiment Raphaël Dubois Campus de la Doua 43 Boulevard du 11 novembre

Sommaire

Résumé ... 3

Introduction ... 4

Matériel et Méthodes ... 5

Prélèvement et broyage : ... 6

Dosage des enzymes anti-oxydantes :... 6

-Dosage de l’activité de la SOD : ... 6

-Dosage de la GPx : ... 7

-Dosage de la catalase : ... 8

Dosage des TBars : ... 8

Dosage des protéines : ... 9

Tests statistiques : ... 9

Résultats ... 10

Résultats du dosage des protéines : ... 10

Résultats du dosage de la SOD : ... 10

Résultats du dosage de la GPx : ... 11

Résultats de la Catalase :... 11

Résultats des T-Bars : ... 12

Discussion ... 12

Bibliographie... 15

Résumé

Le réchauffement climatique joue aujourd’hui un rôle majeur dans le développement écologique et physiologique de nombreuses espèces animales. Afin de comprendre l’impact de cette hausse de température sur certains traits physiologiques d’ectothermes, nous nous proposons dans cette étude comparative d’analyser le stress oxydatif d’un poisson, l’Oryzias latipes (Médakas) à deux températures différentes (20°C vs 30°C). Pour cela, les processus antioxydants enzymatiques ainsi que les dégâts de la membrane plasmique causés par les « Espèces Réactives de l’Oxygène » (ERO en français / ROS en anglais) ont été mesurés. Ces mesures ont été réalisées par le biais de dosages spectrophotométriques. L’impact de la température a été uniquement observée au niveau de l’activité de l'enzyme antioxydante: SuperOxyde Dismutase (SOD). En effet son activité était plus importante à 30°C qu’à 20°C. Néanmoins, aucun effet de cette hausse thermique n’a été observé sur l’activité des autres enzymes intervenant dans les défenses face au ROS: la athion peroxydase (GPx) et la Catalase. Des mesures de dégâts, via la méthode TBARs, ont complété ces résultats. Nous en avons conclut qu’une hausse de la température entraîne une stimulation du stress oxydatif via l’augmentation de l’activité de la SOD. De plus, l'allocation d'énergie faite vers cette enzyme va contraindre la croissance des individus élevés au chaud, ce qui pourrait expliqué ce qui est remarqué dans la bibliographie concernant l'effet de la température sur les traits d'histoire de vie des ectothermes (TSR)

Introduction

Depuis des décennies, de nombreux auteurs constatent un réchauffement progressif et irréversible des écosystèmes (Synthèse GIEC, 2007). Cette augmentation globale de la température est favorisée par les activités anthropiques notamment via les Centrales Nucléaires Productrices d’Electricité (CNPE) mais également via le changement climatique.

Cette augmentation thermique peut avoir un impact sur le comportement, l’écologie (Walther et al., 2002) ainsi que la physiologie des espèces soumises à cette augmentation (Somero, 2010). L’échauffement entraîne surtout une diminution de la taille adultes des ectothermes, cette observation a été confirmée par Atkinson qui élabore en 1994 la TSR ( Temperature-Size Rule , figure 1 Annexe), cette règle indique que l’augmentation de la température entraîne (i) un taux de croissance plus élevé, (ii) une durée de vie plus courte et donc (iii)une diminution de la taille chez les adultes ( Atkinson 1994 ). Cette tendance a déjà été observée sur le terrain notamment par Daufresne et al. (2009) sur les grands poissons des rivières et des fleuves français ainsi que dans la mer du nord. en effet ces auteurs observent une augmentation de la proportion de petites espèces et une diminution du nombre d’espèces de grandes tailles La deuxième idée est que l’augmentation de la température va également induire une augmentation du métabolisme global de l’ectotherme (Bertalanffy et al .; 1957), en effet il a été prouvé que la sensibilité thermique du catabolisme (Q10 de K) est supérieure à la sensibilité thermique de l'anabolisme. Des études antérieures ont mis en évidence sur un certain modèle de poisson que la consommation d’oxygène est plus importante chez les individus acclimatés au chaud (Clarke et al .; 2004). De nombreux auteurs considèrent que le métabolisme se résume à l’activité mitochondriale et à la phosphorylation oxydative due au couplage de la réduction de l’oxygène avec la production d’énergie sous forme d’ATP (Figure 2 Annexe). Lors du fonctionnement de la chaîne respiratoire mitochondriale, des « espèces réactives de l’oxygène » (ERO ou ROS) sont produits lors du contact de l’oxygène avec certaines protéines du système respiratoire (Alain Favier .; 2003),. Généralement cette production de ROS reste faible et ne concerne que 2 % de l’oxygène utilisé lors de la respiration (Finkel and Holbrook, 2000). Mais celle-ci peut s’amplifier lors d’une respiration plus intense. On parle alors de stress oxydant, ce phénomène se définit comme étant le résultat d’un déséquilibre entre la balance des pro-oxydants (ROS) et les systèmes de défenses (figure 3 Annexe; il y a déséquilibre lorsque l'on observe augmentation des pro-oxydant et/ou diminution des processus antioxydants). Du côté des pro-oxydants il y a surtout les radicaux primaires tel que les l’anion superoxyde O2- et le radical

hydroxyle OH-. Mais aussi d’autres espèces dérivés de l’oxygène dites espèces actives de l’oxygène comme le peroxyde d’hydrogène H2O2. Du côté des antioxydants on peut citer la

superoxyde dismutase (SOD), la glutathion peroxydase (GPx), la catalase ainsi que des antioxydants non enzymatiques telles que la vitamine E et la vitamine C.

Le but de cette étude est de relier ce que l'on observe sous la TSR (diminution de la taille adulte, longévité réduite) avec les processus d'allocation des ressources et de gestion du stress oxydant. En effet, on souhaiterait mettre en évidence que la taille réduite au chaud serait due a l'effet thermique sur la balance oxydative. Celle-ci étant déséquilibrée, elle induirait une diminution de la longévité (Finkel and Holbrook, 2000) et contraindrait les individus élévés au chaud à grandir plus vite et cela au détriment de leur croissance maximale.

C’est dans ce contexte d'écophysiologie que s’inscrit ma problématique d’étude : la gestion du

stress oxydant chez un vertébré ectotherme est-elle la même au chaud et au froid ?

Une comparaison des statuts oxydatifs observés chez des poissons modèles Oryzias latipes élevés à 2 températures (20°C vs 30°C) va permettre de répondre à cette question. L’augmente des ROS étant difficilement mesurable directement, l’étude s’est portée sur deux autres techniques; les mesures des processus antioxydants enzymatiques et l’évaluation des dégâts de la membrane plasmique causés par les ROS.

Les échantillons ont été dans un premier temps prélevés et broyés, puis leur processus antioxydants ont été étudiés via le dosage de la SOD, de la GPX et de la Catalase, parallèlement un dosage protéique a été réalisé sur ces échantillons. Pour terminer, les dégâts membranaires ont été analysés par dosage des TBARs.

Matériel et Méthodes

L’expérience s’est portée sur un lot de 19 Médakas acclimatés durant 3 mois au chaud (30°C) et 19 acclimatés durant cette même durée au froid (20°C). Le Médaka (Oryzias latipes) est une espèce de poisson de la famille des Adrianichthyidea, il est originaire de l’Asie du sud-est. Cette espèce à été utilisée lors de notre étude car c’est un poisson ayant une bonne tolérance à la température (de 4 à 42°C) ainsi qu’une maturité sexuelle très rapidement acquise. De plus, il existe beaucoup d’études portant sur leurs méthodes d’élevage mais peu sur leur physiologie.

Prélèvement et broyage :

Les tailles et les masses initiales des Médakas ont été mesurées. La masse moyenne sur la totalité des échantillons était de 397±70mg pour le lot chaud et 432±57mg pour le lot froid g et la taille moyenne de 35±2 mm pour les 2 lots

Les individus, préalablement décapité et leurs nageoires ainsi que de leur queue retirées, ont été placés dans un potter verre-verre. Le prélèvement a été dilué au ¼ avec du tampon de broyage (KH2PO4 100 mM, DTT 1 mM, EDTA 2 mM). Le broyat a ensuite été récupéré et replacé dans l’Eppendorf initial. 50 µL du broyat ont été prélevés et réservés à - 80 °C pour réaliser ultérieurement le dosage des protéines.

Une première centrifugation a été réalisée à 4000 rpm à 4°C durant 5 minutes afin d’éliminer les résidus dues à des écailles où a des restants de queues. Une deuxième centrifugation équivalente a été réalisée afin d’avoir un échantillon plus pur. Une fois le surnageant prélevé, les dosages ont pu être réalisés.

Dosage des enzymes anti-oxydantes :

-Dosage de l’activité de la SOD :

Le dosage de l’activité de la SOD est indirect, en effet, le système xanthine / xanthine oxydase est utilisé comme producteur d’anion superoxyde et de cytochrome c (contenu dans le milieu réactionnel) oxydé. Durant l’expérience, a été mesuré la désoxydation de ce cytochrome c par la SOD.

Dans un premier temps, la xantine oxydase a été testée sans SOD afin de déterminer quelle dilution était à réaliser de telle sorte que les variations d’absorbance à 550 nm due à la réduction du cytochrome C étaient de pente 0,025/min. Pour cela, 1 mL de milieu a été injecté dans deux cuves à spectrophotomètre. Puis a été additionné X (de 7 à 12) µL de xanthine oxydase, le dosage fut ensuite réalisé.

La gamme étalon a ensuite été réalisée avec de la SOD purifiée de bovin. Une unité d’activité SOD a été définie comme étant la quantité de SOD nécessaire pour produire 50 % d’inhibition du taux de réduction de cytochrome C. La gamme a été réalisée en duplicat, dans les deux premières cuves, 1 mL de milieu réactionnel a été additionné de X µL de xanthine oxydase. Dans les deux suivantes, 1 mL de milieu réactionnel a été additionné de X µL de xanthine oxydase ainsi que de 10 µL de SOD (0,5 Unité de SOD). Puis dans les deux dernières cuves, ont été mis 1 mL de milieu réactionnel, X µL de xanthine oxydase et 20 µL de SOD (1 Unité de SOD). Cette gamme a été tracée en reportant sur l’axe des abscisses le nombre d’unités SOD et sur l’axe des ordonnés l’inverse de l’absorbance par minute.

Puis l’activité de la SOD a été mesurée pour chaque échantillon. Elle a également été réalisée en duplicat. Un blanc a été réalisé dans une cuve contenant 1 mL de milieu réactionnel ainsi que 15 µL d’échantillon. Puis deux autres cuves ayant le même contenu ont été réalisées avec en plus un ajout de X µL de xanthine oxydase. Pour chaque échantillon, la variation de la densité optique par minute a été inversée et le nombre d’unité SOD dans chaque cuve a été obtenu par référence à la courbe étalon.

-Dosage de la GPx :

La mesure de l’activité de la GPx a été mesurée par spectrophotométrie en suivant l’oxydation du NADPH (contenu dans le milieu réactionnel) en NADP.

Dans un premier temps, les blancs ont été réalisés en duplicat. A 1 mL de mélange réactionnel (GSH 0,25 mM, NADPH 0,12 mM, Glutathion réductase 1U/mL, NACN 10 mM) a été rajouté 30 µL de cumène hydroperoxyde (1 mg/mL). Le cumène hydroperoxyde a été utilisé car la GPx, en plus de réagir avec le H2O2, réagit également avec les hyrdoperoxydes organiques.

Puis 25 µL d’échantillon ont été rajouté dans les cuves afin de mesurer l’activité de la GPx à 340 nm.

-Dosage de la catalase :

L’activité de la catalase a été déterminée en mesurant la dégradation du peroxyde d’hydrogène par spectrophotométrie.

Dans un premier temps, pour chaque échantillon, à 100 µL de broyat de Médaka a été rajouté 1 µL d’éthanol à 95 %. Suite à une incubation de 30 minutes à 4 °C, 1 µL de Triton X 100 1% a été additionné (cela a permis de dégrader la membrane car la catalase est une enzyme peroxysomale). Puis, un blanc a été réalisé en ajoutant à 800 µL de tampon environ 10-50 µL d’échantillon selon l’opacité du broyat. Une fois dosé, à ce blanc a été additionné 50 µL d’H2O2 afin de déclencher la

réaction. La cinétique de la Catalase a été mesurée immédiatement pendant 30 secondes en enregistrant des variations de DO à 240 nm.

Dosage des TBARs :

La technique (=ThioBarbituric Acid Reactive substances) permet de repérer l’oxydation des lipides, plus particulièrement des dégâts membranaires causés par le stress oxydatif. En effet, lors de la péroxydation des lipides par les ROS, du malonaldehyde (MDA) va être produit. C’est ce composé qui va être révélé par la technique des TBARs. Les Médakas ont été dans un premier temps mesurés, pesés et disséqués selon le même protocole que pour les dosages antioxydants. Puis un broyage à billes a été réalisé dans 1,5 mL de tampon de broyage (KH2PO4 100 mM, BSA

0,05 %, EDTA 10 mM, BTH 0,13 mM, Desferoxamine 0,13 mM). Les broyats ont été ensuite centrifugés à 3500 rpm à 4 °C durant 10 minutes, puis 400 µL de surnageant a été prélevés. Chaque échantillon a été réalisé en duplicat.

Une gamme étalon a été au préalable réalisée en duplicat selon le tableau ci-dessous :

nmol MDA TEP (209 nmol/ml) QSP H2O

0 0 µL 400 µL

1,045 5 µL 395 µL

2,09 10 µL 390 µL

3,135 15 µL 385 µL

400 µL d’échantillons et de gamme ont été répartis dans des tubes en pyrex à bouchon vissés. A ces 400 µL a été rajouté 60 µL de Sodium Dodecylsulfate 8,1 %, 450 µL de solution Acétique 20 % et 450 µL d’acide Thiobarbiturique 0,8 %.

Les tubes fermés hermétiquement ont été ensuite incubés et agités à 95 °C durant 1 h.

Après refroidissement, a été ajouté sous hotte à chaque tube 1,2 mL d’un mélange Butanol/Pyridine (15/1). Les tubes ont été agités vigoureusement pendant 10 minutes et de nouveaux centrifugés à 4000 rpm à température ambiante durant 10 minutes.

900 µL de la phase supérieure de chaque tube ont été prélevées et versé dans des cuves spectrophotométriques en plastique. Le dosage a été réalisé sur une longueur d’onde de 532 nm.

Dosage des protéines :

Le dosage des protéines a été réalisé à partir d’un kit de dosage « Pierce © » nommé « BCA Protein Assay Kit ». Ce kit a permis de réaliser de manière quantitative un dosage colorimétrique des protéines contenues dans chaque échantillon de Médakas. Cette méthode repose sur la réduction du Cu2+ en Cu1+ par les protéines dans un milieu alcalin (réaction de Biuret) en utilisant un réactif unique contenant l'acide bicinchoninique.

Le réactif a été fabriqué à partir de solutions contenues dans le kit, 50 mL de solution A (carbonate de sodium, bicarbonate de sodium, acide bicinchoninique et du tartrate de sodium) et 1 mL de solution B (4 % de sulfate cuprique).

Deux µL de chaque broyats de Mékadas ont été mis dans une microplaque en présence de 200 µL du réactif du kit de dosage « Pierce© » ; Les échantillons ont été incubés 30 minutes à température ambiante puis leur DO à été lue au spectrophotomètre à 562 nm. La quantité de protéines contenues dans l’échantillon a été déterminée et exprimée en mg/mL à l’aide d’une gamme étalon réalisée avec une solution d’albumine bovine BSA (2 mg/mL).

Tests statistiques :

Pour chaque résultat, du fait du non respect de la normalité et des faibles effectifs, le test non paramétrique de Wilcoxon-Mann-Whitney à été réalisé via le logiciel R©.

Résultats

Résultats du dosage des protéines :

Quantité de protéine en fonction de la température

30 °C _{20 °C} 0,00 100,00 200,00 300,00 400,00 500,00 600,00 700,00 800,00 900,00 1 P ro téi n es ( µ g /m l)

Figure A : Dosage spectrophotométrique des protéines sur échantillon de Médakas entiers acclimatés à deux températures différentes 20 et 30 °C

La figure A met en évidence une quasi absence de différences entre la quantité de protéines des Médakas acclimatés au froid et celle des Médakas acclimatés au chaud. En effet la quantité moyenne de protéine pour les individus à 30 °C est de 733,44 µg/mL (+/- 38,1) et de 701,79 µg/mL (+/- 48,7) à 20 °C. Ce résultats est conforté par le test non paramétrique Wilcoxon-Mann Withney (w = 227 et p-value = 0,8415).

Résultats du dosage de la SOD :

Activ ité de la SOD

20 °C 30 °C 0 100 200 300 400 500 600 700 1 S O D U /g e c h a n tillo n

Figure B : Dosage spectrophotométrique de la Super-oxyde Dismutase sur échantillon de Médakas entiers acclimatés à deux températures différentes 20 et 30 °C

Cette figure B nous montre l’activité de l’antioxydant SOD dosée par lecture spectrophotométrique, on observe une activité SOD plus importante chez les Médakas acclimatés

au chaud que chez les Médakas acclimatés au froid. En effet, la moyenne de SOD en Unité par gramme d’échantillon va être de 620 U/g (+/-35,9) pour une acclimatation de 30 °C contre 532 U/g d'échantillon (+/- 0,05) pour celle de 20 °C. Cette tendance est confortée par le test non paramétrique Wilcoxon-Mann Withney (w = 157 et p-value = 0,00292 **).

Résultats du dosage de la GPx :

Figure D : Dosage spectrophotométrique du Glutathion Peroxydase sur échantillon de Médakas entiers acclimatés à deux températures différentes 20 et 30 °C

Cette figure D nous montre l’activité de l’antioxydant GPx dosée par lecture spectrophotométrique, on peut y distinguer plus faible activité GPx au chaud mais cette observation n'est pas confortée par le test statistiques non paramétriques (w = 166 et p-value = 0,375 › 0,05, pas de différences significatives).

Résultats de la Catalase :

L’activité antioxydante de la Catalase dosée par spectrophotométrie est mise en évidence sur la figure E. On peut y observer une absence de différence entre les Médakas acclimatés au chaud et ceux acclimatés au froid malgré une tendance en faveur d’une activité plus importante chez les individus acclimatés au froid. Cette observation est également confortée par le test de Wilcoxon-Mann Withney (w = 91 et p-value = 0,7688 > 0,05).

Résultats des TBARs :

Dosage des T-bars

30 °C 20 °C 0 2 4 6 8 10 12 14 16 1 T -B ar s n m o l/ g ech

Figure F : Dosage spectrophotométrique des TBARs sur échantillon de médakas entiers acclimatés à deux températures différentes 20 et 30 °C

La figure F présente les résultats du dosage spectrophotométrique des TBARs. On remarque une absence de différence entre les individus acclimatés au froid les individus acclimatés au chaud. Cette observation est confortée par le test WMW (w = 59, p-value = 0,9487 > 0,05).

Discussion

La figure A a permis de mettre en évidence une absence de différence en terme de nombre de protéines par gramme d’échantillon entre les Médakas élevés au chaud et ceux élevé au froid. L’activité des antioxydants n’a donc pas été rapportée par gramme de protéines dans les résultats précédents. On peut se demander si un dosage de protéines sur un individu entier est judicieux étant donné le contenu intestinal qui peut varier selon le sujet. En effet un Médakas ayant assimilé plus de nourriture qu’un autre aura un contenu intestinal et donc une quantité protéique plus abondante. Une analyse plus fine, sur tissus isolés (de foie ou de muscles) peu s’avérer alors intéressantes.

La figure B montre une activité pour la SOD plus importante chez les sujets acclimatés à 30°C que chez les sujets acclimatés à 20°C. Cette augmentation de l’activité antioxydante peut s’expliquer par la stimulation de l’activité métabolique quand la température augmente. En effet, l’augmentation du métabolisme va nécessiter une augmentation des apports énergétiques notamment de l’oxygène, l’activité de la chaîne respiratoire va être accrue ce qui va entraîner une augmentation de la production de ROS. Or les ROS sont impliqué dans la cascade de signalisation qui aboutit à la formation des antioxydants notamment via les molécules AP-1 (facteur protéique) , NF-kappaB ( facteur de transcription) et P53 (facteur nucléaire) (M. Valko et al .; 2007). Ce qui explique cette augmentation de l’activité de la SOD chez les Médakas acclimatés à 30°C.

La figure C montre une absence de différence d’activité de la GPx entre les Médakas acclimatés à 20 °C et ceux acclimatés à 30°C. Or à température élevée, nous avons démontré précédemment qu’il y a augmentation de l’activité de la SOD, cet antioxydant est responsable de la dismutation de l’anion super-oxyde en H2O2 via la glutathion réductase (Thèse S. Servais .; 2004), il va donc y

avoir augmentation de la formation de H2O2. La GPx est un antioxydant qui va capter les lipides

peroxydes et convertir le peroxyde d’hydrogène (H2O2) en eau. Son activité n’étant pas stimulée,

cet antioxydant ne va pas être capable de contrebalancer l’effet délétère du H2O2, le stress oxydant

va donc augmenter ce qui pourrait expliquer la faible longévité de ces poissons à température élevée (TSR). De plus, l''énergie allouée vers la production de l'enzyme SOD ne va pas pouvoir être utilisé pour la croissance, ce qui pourrait expliqué une faible taille à l'âge adulte pour les individus élevés au chaud.

La figure D montre également une absence de différence pour la GPx confortée par un test statistique. La Catalase, tout comme la GPx va réagir efficacement avec l’H2O2 pour donner de

l’eau et de l’O2. L’absence de stimulation lors d’une exposition prolongée à une température

élevée devrait avoir les mêmes conséquences que pour la GPx, c’est-à-dire une augmentation du stress oxydatif. Cependant, ces antioxydants proviennent et n’agissent que dans les peroxysomes, il est donc difficile à partir d’un animal entier de donner une estimation correcte de l’activité de cette Catalase.

Des chercheurs, lors d’études antérieures sur le stress oxydatif, se sont aperçus que la capacité antioxydante n’est pas suffisante pour déterminer précisément le stress oxydatif (D. Constantini et al.; 2009). En effet, malgré une production continue d’antioxydants, certains dommages oxydatifs sont toujours générés. De plus, dans nos mesures, nous n’avons pas pris en compte les

Nos résultats sur le dosage des TBARs ont montrés une absence de différence entre les individus acclimatés à 30°C et ceux acclimatés à 20°C. Cela signifie que le taux de dégradation de la membrane plasmique ne varie pas lors d’une variation de température de l’ordre de 10°C. Il existe des processus de réparation membranaires via différentes molécules, notamment un phospholipide hydro peroxyde de la famille des glutathions peroxydases (K.J.A Davis .; 2000). En effet cette molécule va réparer les dégâts membranaire du à la peroxydation lipidique. Il est possible qu’une augmentation du stress oxydatif causé par une hausse de la température puisse activer des mécanismes de défenses autres que les antioxydants, comme la sécrétion de ces molécules. Ce qui expliquerait l’absence de différence dans nos résultats.

De plus, il faut savoir que la membrane n’est pas la seule cible du stress oxydatif, l’ADN va également subir des dégâts oxydatifs (F.M. Yakes et al ; 1997). Ces dégâts peuvent également être analysés en étudiant la génotoxicité de l’ADN, c'est-à-dire une détermination de la fragmentation de cette macro-molécule (méthode COMET). Pour connaître l’état de l’ADN, on peut également utiliser des kits comme le kit 8-hydroxy-2-deoxy guanosine (EIA kit/ Cayman©).

La capacité d'acclimatation des Mékadas face à une augmentation thermique doit également rentrer en compte. En effet, des études antérieures sur la réponse mitochondriale à des variations thermiques ont mis en évidence sur différentes espèces animales que la mitochondrie peut modifier son activité face à des contraintes climatiques, notamment via des modifications transcriptionnelles, de la membrane mitochondriale, mais également au niveau du couplage oxydation/phosphorylation (F. Seebacher et al.; 2010). Cette faculté d’adaptation pourrait également expliquer l’absence d’activité de la GPx et de la Catalase mais aussi l’absence de dégâts membranaires.

Suite à ces résultats sur l’effet d’une augmentation de la température sur la balance oxydative, il serait intéressant de travailler sur un deuxième paramètre, l’effet de l’âge. Pour cela, les mêmes études seraient réalisées mais sur des individus d'âges différents élevés depuis le stade œuf à 20 et 30°C.

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Walther G-R., Post E, Convey P., Menzel A., Parmesank C., Beebee T.J.C., Fromentin J.M.,

Annexes

Présentation de la structure d’accueil :

Le Cemagref a été crée en 1981. Il a acquis son statut d’établissement public à caractère scientifique et technologique (EPST) en 1986. Placé sous la tutelle d’Etat, confié conjointement au Ministère chargé de la Recherche et de l’Agriculture, il regroupe un total de neuf établissements répartis dans toute la France.

Le Cemagref emploie environ 1 350 personnes dont 950 permanents (pour moitié chercheurs et ingénieurs), le tout réparti dans les 28 Unités de Recherche que comptent les neuf sites répartis en France.

Il a pour principal objectif de répondre aux questions concernant le domaine de la gestion durable des eaux et des territoires. Ses travaux portent essentiellement sur des systèmes environnementaux continentaux dans la perspective de la gestion durable des eaux et des territoires.

Le centre d’Aix-en-Provence regroupe 4 Unités de Recherche rattachées à 3 départements du Cemagref, et emploie au total 80 permanents dont 42 ingénieurs et chercheurs.

L’UR Hydrobiologie contribue aux recherches sur les hydro systèmes d’eau courante et lacustre en concevant des méthodes et des outils pour l’évaluation de leur état écologique, leur gestion durable ou la restauration d’espèces menacées.

Depuis Janvier 2012, le Cemagref (Centre national du machinisme agricole, du génie rural, des

eaux et des forêts) est devenu Irstea (Institut national de recherche en sciences et technologies

pour l'environnement et l'agriculture) afin de mieux comprendre les études menées dans l'établissement.

Figure 1 : Schéma de la TSR (Temperature Size Rule)

Figure 2 : Schéma de la chaîne respiratoire mitochondriale

Taille asymptotique au froid

Taille asymptotique au chaud

k=Taux de croissance