1. Introduction générale
Ce travail de recherche a été réalisé dans le cadre d’une subvention accordée au « Centre Européen du Cheval de Mont-le-Soie » par le Ministère de l’Agriculture et de la Ruralité de la Région Wallonne pour étudier l’ostéo-arthropathie dégénérative chez le cheval ardennais.
L’articulation comprend différents types de cellules qui forment une unité fonctionnelle responsable du mouvement. Deux types cellulaires y jouent un rôle majeur : les synoviocytes et les chondrocytes. Ces derniers ne sont nourris que par diffusion, de sorte qu’ils vivent, en conditions physiologiques, dans un environnement pauvre en oxygène voire en hypoxie.
Les dégénérescences articulaires sont fréquentes chez les chevaux de sport, ce qui provoque une réforme prématurée. Chez les chevaux lourds, cette dégénérescence peut apparaître pendant la croissance et compromettre toute utilisation du cheval, non seulement en forêt comme cheval de débardage, mais surtout lorsque les chevaux lourds sont mis à l’attelage, ce qui impose un travail au trot avec des allures régulières.
Ce travail comprend d’abord une revue de la littérature sur l’articulation synoviale et l’ostéo- arthropathie dégénérative, suivie de notions sur le métabolisme de l’oxygène en général et en relation avec l’articulation. Cette revue de la littérature est suivie d’une approche clinique comprenant un résumé des travaux antérieurs sur l’ostéo-arthropathie dégénérative juvénile chez le cheval ardennais et une étude anatomo-pathologique et histo-pathologique effectuée sur des prélèvements provenant de chevaux atteints de cette maladie. Ensuite viennent les objectifs généraux des recherches et finalement les résultats d’une approche fondamentale sur les chondrocytes articulaires et les synoviocytes équins en culture. Pour terminer suit une discussion générale avec quelques perspectives. La dernière partie regroupe les publications scientifiques issues de ce projet de recherche.
2. Revue de la littérature
2.1. La constitution d’une articulation synoviale 2.1.1. Aspect anatomique
L’articulation est une entité aux composants interdépendants (Cadore et Donabedian, 1997), comprenant au moins deux extrémités osseuses qui sont liées par une capsule et des ligaments (Doige et Weisbrode, 1995) (figure 1). La surface interne de la capsule articulaire est couverte par la membrane synoviale et les faces osseuses par le cartilage articulaire. La cavité articulaire est remplie par le liquide synovial (LS). Le cartilage articulaire sert à minimaliser la friction, à transmettre les forces à l’os souschondral et à maximaliser la surface de contact pendant la charge. Le cartilage se déforme sous la pression, mais ce sont surtout les structures périarticulaires et l’os qui supportent l’essentiel de la force. Les surfaces articulaires (faciès articulaires) sont revêtues du cartilage articulaire de type hyalin. Il présente une surface polie et bleutée qui devient rosée lorsque le cartilage est très mince et laisse transparaître l’os sous- jacent. Son épaisseur est plus grande au centre qu’à la périphérie, et inversement sur les éminences articulaires. Doige et Weisbrode (1995) signalent la présence de fossettes synoviales qu’il ne faut pas confondre avec des lésions cartilagineuses. Elles sont bilatérales et symétriques et souvent considérées comme des variations anatomiques, parfois élargies et associées à une distension synoviale (Jouglin et al., 2000). La capsule articulaire se compose d’une couche fibreuse dense externe, le stratum fibreux, qui confère une stabilité mécanique à l’articulation. Elle se confond avec le périoste, c’est-à-dire le périchondre. La plupart des terminaisons nerveuses se situent dans le stratum fibreux (McIlwraith, 1989) qui est bien irrigué par des vaisseaux sanguins (Doige et Weisbrode, 1995). Le stratum synovial, aussi appelé membrane synoviale ou simplement « la synoviale », complète la capsule articulaire.
Cette membrane n’est presque pas visible (Doige et Weisbrode, 1995) et seules des projections minimes (villosités) sont observables. La capsule articulaire est en contact étroit avec les ligaments comme, par exemple, la partie fibreuse de la gaine digitale (Reef, 1988 ; Kainer, 1989 ; Denoix, 1996).
Figure 1 : Schéma d’une articulation diarthrodiale [d’après Dyce, Sack et Wensing, 1991].
1 – Membrane synoviale ; 2 – Cartilage articulaire ; 3 – Cavité articulaire ; 4 – Os souschondral ; 5 – Stratum fibreux.
2.1.2. Aspect histologique et composants
• Les chondrocytes articulaires et la matrice extracellulaire du cartilage
Le cartilage articulaire hyalin normal est bleuâtre, avec une surface macroscopiquement lisse et humide. La microscopie électronique a montré que la surface cartilagineuse présente de nombreuses dépressions. Selon Doige et Weisbrode (1995), le cartilage est plus épais chez les chevaux jeunes et aux sites de charge maximale. Avec l’âge de l’animal, il s’amincit et devient jaune. Aux marges, il se confond avec le périoste et l’insertion capsulaire. Les chondrocytes sont les seules cellules du cartilage ; ils sont répartis en densité cellulaire variable en fonction de la profondeur du cartilage (figure 2), avec des différences d’un individu à l’autre. Leur capacité mitotique est limitée in vivo. Ils sont nourris par diffusion à partir du LS synthétisé par les synoviocytes de type B et semblent dépendre de la glycolyse et de la respiration anaérobie pour produire l’adénosine triphosphate (ATP) (Ysart et Mason, 1994). Le cartilage n’est pas vascularisé et on admet l’existence d’apports nutritifs par les vaisseaux situés dans l’os souschondral au niveau de la zone cartilagineuse profonde calcifiée (6 - 8 % du cartilage) (Imhof et al., 2000). Le cartilage calcifié en dessous de la « tidemark » (voir figure 2) sert à ancrer le cartilage articulaire à l’os souschondral, tandis que la zone superficielle (I) sert à résister aux forces de traction et la zone intermédiaire (II) à absorber les chocs (Ysart et Mason, 1994). Le cartilage comprend 70 % à 80 % de son poids en eau ; c’est un gel viscoélastique qui contient les protéoglycanes et qui est renforcé par des fibres de collagène II (Doige et Weisbrode, 1995).
Figure 2 : Les différentes zones du cartilage articulaire : schéma du plateau tibial humain (épaisseur 1,8 mm) [d’après Thonar et al., 1999].
Le cartilage articulaire comprend trois compartiments formés par les matrices péricellulaire, territoriale et interterritoriale (figure 3 A et 3 B) ; chaque chondrocyte est enveloppé par la matrice péricellulaire (aussi appelée « lacunaire ») et la matrice territoriale (capsulaire). Elles forment ensemble la matrice extracellulaire ou matrice associée à la cellule (figure 3 A). Cette matrice est fortement hydratée et représente 2 à 3 % du volume tissulaire. La partie péricellulaire est très riche en grands agrégats de protéoglycanes. La partie territoriale forme un réseau de fibres associées comme une corbeille qui encapsule les cellules individuelles ou les chondrones, groupes de chondrocytes isogènes formés par mitose à partir d’un chondrocyte unique. Le chondrocyte exprime de nombreux processus cytoplasmiques riches en microfilaments et secrète des molécules spéciales de la matrice qui créent un contact avec la matrice capsulaire. Le chondrocyte possède un réticulum endoplasmique rugueux (RER) et un appareil de Golgi bien développés, caractéristiques des cellules productrices de protéines.
L’ensemble des chondrocytes fournit les composants de la matrice interterritoriale. Cette dernière se compose de 65 à 70 % d’eau, de protéoglycanes, de collagène et de glycoprotéines non collagènes.
Figure 3 A : Schéma des trois compartiments matriciels formés autour du chondrocyte. Les matrices péricellulaire et territoriale forment la matrice extracellulaire.
Figure 3 B : Microscopie électronique d’un chondrocyte hyalin avec ses compartiments matriciels (agrandissement : x 12600) [modifié d’après Cross et Mercer, 1995].
Les composants majeurs de la matrice extracellulaire sont les protéoglycanes, les fibres de collagène, la fibronectine et l’anchorine.
• Les protéoglycanes
Les protéoglycanes sont des glycoprotéines complexes de haut poids moléculaire, formées de longues chaînes polysaccharidiques de glycosaminoglycanes (GAG), liées de manière covalente à un axe protéique (en général, au niveau d’un résidu sérine de la protéine). Les chaînes polysaccharidiques des GAG sont des polymères d’unités disaccharidiques, le chondroïtine sulfate et le kératan sulfate (KS).
Figure 4 : Agrégat d’agrécane (extrait du cartilage) [modifié d’après Lehninger, 1993a].
Les protéoglycanes comprennent plusieurs familles dont l’agrécane, la plus importante dans le cartilage (90 %). Les agrécanes (masse moléculaire proche de 3 x 106 Da) sont formées d’un corps protéique avec trois centres globulaires et de chaînes glycosaminoglycanes chondroïtine et kératan sulfates (Doige et Weisbrode, 1995). Les agrécanes forment, par l’intermédiaire des protéines de liaison, des agrégats (jusqu’à 200 molécules) avec l’hyaluronan ou acide hyaluronique (HA) (figure 4). Cette agrégation nécessite, pour les molécules nouvellement synthétisées, une courte durée de maturation dans la matrice extracellulaire. La jonction est tridimensionnelle, double et en boucle, augmentant la résistance aux attaques par les métalloprotéases matricielles (MMP). Comme les protéoglycanes sont riches en charges négatives (nombreux sites anioniques situés sur les GAG), elles attirent et retiennent l’eau contenue dans le LS et contribuent ainsi au métabolisme des chondrocytes par transport des
capables de résister à la compression. À côté des agrécanes et de leurs agrégats, le cartilage comprend aussi des protéoglycanes de petite taille, comme la décorine, le biglycane, la fibromoduline.
• Les fibres de collagène
Les collagènes représentent 50 % du poids sec du cartilage : 90 % d’entre eux sont les fibres de collagène II. Une fibre de collagène II se compose de trois chaînes polypeptidiques de procollagène α identiques. Ces précurseurs sont sécrétés dans la matrice extracellulaire, où les parties non-hélicoïdales sont enlevées et les fibres de collagène se constituent. Les fibres de collagène II sont responsables de la résistance du cartilage aux forces de tension. Elles forment des arcades et sont orientées parallèlement à la surface cartilagineuse et perpendiculairement par rapport à l’os souschondral en profondeur (figure 5). La présence d’acide ascorbique est nécessaire pour la synthèse du collagène, pour l’hydroxylation des résidus proline et lysine dans les chaînes du procollagène. Le collagène II est typique du cartilage, tandis que la présence des collagènes I ou III serait un indice d’une atteinte cartilagineuse (Dämmrich et Loppnow, 1990). Dans certaines pathologies articulaires (l’ostéochondrose dissécante), on peut trouver des fragments de collagène II nitrés (Gangl et al., 2007). D’autres collagènes, hautement spécifiques du cartilage articulaire, sont le collagène XI, responsable de la taille des fibres formées par les molécules de collagène II (Platt, 1996a), et le collagène IX qui constitue 15 % du cartilage articulaire fœtal des mammifères, mais dont le pourcentage décroît à 1 % chez les adultes (Thonar et al., 1999).
Son orientation est antiparallèle par rapport au collagène II.
Figure 5 : Schéma de la disposition des fibres collagènes [modifié d’après Dyce, Sack et Wensing, 1991].
1 – Os souschondral 2 – Cartilage articulaire
• La fibronectine
La fibronectine ou chondronectine est une glycoprotéine adhérente, présente à la surface des chondrocytes (Dämmrich et Loppnow, 1990) ; elle permet d’accrocher les cellules à leur matrice. Elle est détachée de la cellule par les protéases. La fibronectine isolée attire les cellules mésenchymateuses par chimiotaxie et contribue à l’orientation des fibres synthétisées de novo. Il est intéressant de savoir qu’une protéine de liaison du facteur de croissance
« insuline-like » (IGF-1) est colocalisée avec la fibronectine (Martin et al., 2002).
• L’anchorine
L’anchorine est une protéine présente à la surface des chondrocytes. Elle interagit avec la matrice extracellulaire et possède une grande affinité pour les fibrilles de collagène de type II, de sorte qu’elle est considérée comme un mécanorécepteur transmettant le stress des fibrilles aux cellules (Thonar et al., 1999).
• L’acide hyaluronique (hyaluronan) et la lubrification articulaire
L’HA est une GAG polyanionique ubiquitaire, mais avec une caractéristique unique : il n’est pas sulfaté. C’est un polysaccharide linéaire, constitué d’unités disaccharidiques répétitives, l’acide D-glucuronique et la N-acétylglycosamine, liées par des ponts glycosidiques. Sa forme polymérisée est un constituant primordial du LS (Howard et McIlwraith, 1996) où se trouvent aussi les autres glycoprotéines (Doige et Weisbrode, 1995). L’HA, par sa capacité à retenir l’eau, contrôle la viscosité du LS et est responsable de la lubrification de la surface de la membrane synoviale (McIlwraith, 2001). Il existe également une autre glycoprotéine, la
« lubricine », impliquée dans la lubrification du cartilage et située au-dessus de la surface cartilagineuse : elle sert à ce que McIlwraith (2001) appelle la « boundary-lubrification » (voir ci-dessous, paragraphe « Le liquide synovial »). Un autre mécanisme de lubrification est constitué par la sortie et la réabsorption du liquide au niveau du cartilage articulaire lors de la pression de chargement et au départ du pied pendant la phase exempte de charge lors de la propulsion. Pendant cette phase, le LS est attiré vers l’intérieur du cartilage à cause des sulfates de kératan et de chondroïtine, à forte charge négative.
Brown et al. (1998) ont démontré, sur le carpe équin, qu’il existe une variation du contenu du cartilage articulaire en disaccharides et une modification du rapport entre les disaccharides selon la maturité, l’âge de l’animal et la progression de l’ostéo-arthropathie dégénérative
(OAD), ce qui rend impossible à utiliser la mesure des variations de concentration de la chondroïtine sulfate synoviale comme marqueur d’une atteinte articulaire.
• Les synoviocytes
Edwards (2000) a présenté une classification des fibroblastes de la membrane synoviale humaine normale en deux phénotypes : les fibroblastes de l’intima (reconnus comme les synoviocytes « fibroblast-like » ou « type B synoviocytes » ou « synovial lining cells ») et les fibroblastes situés en dessous de l’intima. Les fibroblastes de l’intima expriment une large gamme de gènes. Un troisième type de cellules, les synoviocytes A (voir plus loin) situés dans l’intima, n’est pas décrit chez Edwards (2000) et n’est pas de type « fibroblast-like ».
Toujours selon cet auteur, les fibroblastes de l’intima et en dessous de l’intima ne se distinguent pas en culture cellulaire et le terme « fibroblaste synovial », souvent utilisé, est une source de confusion fréquente. Le point de vue le plus simple est de les considérer comme une lignée singulière qui peut prendre l’aspect du phénotype de l’intima en fonction des stimulations locales. Lors d’une arthrite, la définition des populations fibroblastiques devient encore plus difficile ; l’auteur souligne la complexité du problème par la phrase suivante :
« … On a l’impression de regarder un match de foot pendant lequel les joueurs échangent leurs T-shirts d’une manière aléatoire… ».
Les fibroblastes synoviaux peuvent être définis comme des cellules non-vasculaires et non- épithéliales ; au sein de la membrane synoviale, ils produisent les protéines de la matrice fibreuse (Edwards, 2000). Ils se développent sur place par division pendant l’embryogenèse à partir d’une enveloppe de cellules foetales qui expriment à un niveau élevé le récepteur de l’HA (CD44+) et qui entourent les foyers cartilagineux. La partie de cette enveloppe, située entre deux foyers et appellée « zone intermédiaire », se détache du cartilage et devient la membrane synoviale. Les fibroblastes synoviaux dérivent vraisemblablement du stock périchondral de cellules CD44+ qui fournissent également les cellules non parenchymateuses de la moelle osseuse. Des similitudes entre ces fibroblastes et les fibroblastes synoviaux sont confirmées par des produits de gènes communs.
• Principales caractéristiques et nomenclature des synoviocytes
Bien que cette distinction soit contestée, on parle généralement de deux types de synoviocytes, le type A et le type B, pour lesquels nous allons donner les principales caractéristiques.
La nomenclature des synoviocytes varie selon les auteurs. Pour les synoviocytes de type macrophagique, on emploie les noms « cellules de type A », « macrophages synoviaux »,
« cellules M » ou encore « cellules A » pour « absorbantes », tandis que les cellules ressemblant aux fibroblastes sont nommées « fibroblast-like cells », « cellules de type B »,
« synovioblastes », « cellules F » ou « cellules S » (sécrétoires). Shikichi et al. (1999) ont proposé les termes « cellules de type A et B ». Ils estiment que la membrane synoviale expose en surface une ligne superficielle de cellules des deux types et que les types A et B sont mêlés etétendent des prolongations cytoplasmiques de grandeurs variables.
La distinction entre synoviocytes A et B apparaît donc compliquée (Shikichi et al., 1999) et l’existence de marqueurs fiables comme la phosphatase acide pour les cellules A et la protéine produit du gène 9,5 (PGP 9,5) pour les cellules B reste contestée (Kitamura et al., 1999 ; Edwards, 2000). Par la production de l’ostéoprotégérine (OPG), le type macrophagique (type A) inhibe la formation des ostéoclastes (Toppets et al., 2004), mais Moe et Bailey (1999) mentionnent une ostéoclastogenèse induite par les synoviocytes. Smith et al. (2003) ont détecté dans les synoviocytes l’expression normale de l’antagoniste du récepteur de l’interleukine-1 (IL-1), mais rarement l’expression du facteur de nécrose des tumeurs (TNF- α) ou de l’interleukine-1β (IL-1β).
- Les synoviocytes A
Les synoviocytes de type A sont sphériques et disposent d’une couverture dense de filo- et lamellipodes, une structure qui est censée être unique aux macrophages. La densité en cellules A varie selon la longueur des villosités synoviales où ces cellules ont tendance à se rassembler dans la région supérieure ; selon Shikichi et al. (1999), elles sont moins fréquentes dans la zone moyenne et très rares dans la région basale des villosités. L’observation des cellules de type A en microscopie électronique par transmission a confirmé leur richesse en vacuoles et en lysosomes, dispersés dans le cytoplasme, et l’existence de plis ou de projections à la surface intra-articulaire de la cellule. En comparaison avec les synoviocytes B, les synoviocytes A possèdent des noyaux de couleur plus foncée, due à la présence plus abondante d’hétérochromatine. Le nombre de synoviocytes A est élevé lors de l’OAD ; ils s’agglomèrent à la surface de la membrane synoviale et développent davantage de vacuoles dans leur cytoplasme, variables en taille et en densité (Nio et al., 2002). Les synoviocytes de
type A sont reconnus par les anticorps monoclonaux (MAbs) dirigés contre les macrophages ou les substances dérivées des macrophages ; ils expriment également des molécules de la classe HLA II (Kitamura et al., 1999). Ils ont pour fonction de nettoyer les débris produits dans une articulation et participent aux réponses immunologiques en conditions pathologiques. Les synoviocytes de type A sont considérés comme similaires aux macrophages par leur structure superficielle et par leur distribution inégale, avec une fréquence plus élevée autour des pointes des villosités synoviales. (Shikichi et al., 1999 ; Iwanaga et al., 2000).
- Les synoviocytes B
Les synoviocytes de type B ont un potentiel prolifératif supérieur à celui des synoviocytes A, bien qu’une transformation en synoviocytes B des fibroblastes situés sous l’intima ne puisse pas être exclue (Iwanaga et al., 2000). Les synoviocytes B sont responsables de la production du LS et de la matrice extracellulaire de l’intima synoviale (Kitamura et al., 1999). Une immunocoloration de la membrane synoviale équine pour la PGP 9,5, impliquée dans la dégradation ou la modulation des protéines du LS (Kitamura et al., 2001), montre une localisation sélective de l’immunoréaction dans une population de synoviocytes différents du type A. Un examen par microscopie électronique a identifié ces cellules PGP 9,5- immunoréactives comme étant les synoviocytes de type B. Ils possèdent un RER et un appareil de Golgi bien développés qui sécrètent le collagène, la fibronectine, l’HA et d’autres protéoglycanes et les libèrent dans l’espace intercellulaire et la cavité articulaire (Shikichi et al., 1999 ; Nio et al., 2002). D’autres molécules typiques des synoviocytes B sont l’uridine diphosphoglucose deshydrogénase (UDPGD) (Edwards, 1994) et la molécule d’adhésion de la cellule vasculaire-1 (VCAM-1) qui se retrouverait aussi chez les macrophages (Iwanaga et al., 2000). Les synoviocytes B partagent encore d’autres particularités avec les cellules de type macrophagique ; un anticorps monoclonal, le MAb 67, obtenu pour la détection du matériel dérivé des macrophages, reconnaît les synoviocytes B aussi bien que les macrophages dans la membrane synoviale humaine (Edwards, 1994). Les synoviocytes B semblent donc capables de se développer à partir d’une population non synoviale et il existerait une possibilité de transformation d’un type cellulaire vers un autre (Edwards, 1994). Les synoviocytes A et B et les fibroblastes synoviaux situés sous l’intima seraient donc des formes convertibles.
La formation d’agglomérats de synoviocytes de type B à proximité des vaisseaux fenestrés, présents au sein de la membrane synoviale, ainsi qu’une dégranulation rapide en réponse aux
stimuli suggèrent un fonctionnement des synoviocytes de type B comme cellules récepto- sécrétrices. Shikichi et al. (1999) ont montré que les synoviocytes B des rongeurs contiennent dans leur cytoplasme des granules sécréteurs qui sont libérés en réponse aux stimuli nocifs.
Par contre, chez le cheval, les synoviocytes B ne possèdent pas ces granules cytoplasmiques et sont comparables aux synoviocytes agranulaires trouvés chez d’autres mammifères (cobaye, lapin, homme).
• La répartition des synoviocytes A et B et leurs interactions
La membrane synoviale équine est couverte par des villosités denses sauf sur le cartilage articulaire et à la jonction entre la synoviale et le cartilage. Les villosités varient en longueur et en épaisseur et les plus longues sont souvent ramifiées à leur terminaison. Une à trois lignes de synoviocytes des deux types forment l’intima synoviale. Les couches sont discontinues et fragmentaires surtout dans la région basale des villosités. Les synoviocytes sont peu nombreux dans les régions non repliées de la synoviale (Shikichi et al., 1999). Le tissu conjonctif sous l’intima de la synoviale est défini en régions : fibreux aux zones de traction (lignage cellulaire mince en contact étroit avec le tissu sous-jacent), adipeux (facilitant le glissement) aux endroits exposés à l’extension et à la flexion, et aréolaire là où il y a une activité métabolique accrue (couche cellulaire épaisse, tissu conjonctif lâche, riche en vaisseaux sanguins) (Lemburg, 2001) (figure 6 A). La circulation sanguine est assurée par des capillaires fenestrés et par des veinules et artérioles en volutes ou en hélices (Iwanaga et al., 2000).
Dans les villosités synoviales, on distingue trois zones selon la distribution des deux types de synoviocytes : 1) la région principalement recouverte par les synoviocytes de type A ; 2) la région riche en synoviocytes B disposés en couronnes microvilleuses et 3) la région occupée par des synoviocytes B disposés d’un réseau de prolongations en forme de tige. La région 1, lorsqu’elle est détectable, occupe les extrémités des villosités ; entre celles-ci, un faible nombre de couronnes microvilleuses dispersées apparaît au-dessus des synoviocytes A. La deuxième région se situe dans les zones supérieures et moyennes des villosités : les synoviocytes de type B y sont alignés dans la couche profonde de l’intima synoviale, avec un arrangement semblable à une membrane. Les extensions des synoviocytes B en forme d’antenne sont distribuées d’une manière dense. On y trouve également un petit nombre de cellules de type A. La troisième région se trouve dans la région basale des villosités
l’expansion de ces trois zones peut changer d’une villosité à l’autre ; dans quelques cas, la quasi-totalité de la villosité est couverte par un tissu ressemblant à la deuxième zone (figure 6 B).
Figure 6 A : Membrane synoviale de type aréolaire.
Figure 6 B : Différents types de synoviocytes B selon leur localisation dans la membrane synoviale [d’après Shikichi et al., 1999].
Selon Shikichi et al. (1999), par microscopie électronique, on peut distinguer les synoviocytes B des fibroblastes de l’intima. Les synoviocytes B présentent des extensions membraneuses qui couvrent la surface de l’intima ; ils sont utiles dans la fonction de sécrétion et de régulation de la barrière synoviale : ils constituent un site récepteur des modifications mécaniques ou chimiques, comme la pression, la viscosité ou une modification de composition. En réponse aux conditions de l’articulation, les synoviocytes peuvent aussi, de manière paracrine, autoréguler la sécrétion des composants de la matrice de l’intima et de la cavité articulaire, en association avec une importante capacité de pino- et de phagocytose (Bassleer et al., 1981).
Les synoviocytes de type A jouent un rôle de maintenance de l’homéostasie articulaire normale, comprenant le renouvellement des composants du LS et la régulation des réactions inflammatoires (Kitamura et al., 1999). D’après Breit et König (1995), les synoviocytes A et B sont des cellules sécrétrices, capables de phagocytose : après une atrophie progressive du réticulum endoplasmique et une augmentation du volume du complexe de Golgi, les synoviocytes B peuvent se transformer en synoviocytes de forme intermédiaire et finalement en synoviocytes A, selon les conditions métaboliques ou pathologiques de l’articulation. Ces trois types de cellules (synoviocytes A, B et intermédiaires) seraient des variantes fonctionnelles d’une seule souche, affirmations qui restent discutées (Iwanaga et al., 2000).
En culture cellulaire, on observe des synoviocytes A et B et des formes intermédiaires dendritiques (nommées stellatae par Georgescu et al., 1988) qui jouent un rôle important dans la réponse immunitaire (Iwanaga et al., 2000 ; Lemburg, 2001). Selon Edwards (2000), la spécialisation des fibroblastes situés sous l’intima est déterminée par le « turnover » matriciel et par les interactions avec les leucocytes. Une caractéristique des fibroblastes situés sous l’intima est leur niveau élevé de production de l’HA, ce qui reflète une activité importante de l’enzyme UDPGD. Ils produisent aussi la lubricine, des phospholipides et des hydrates de carbone peu communs, mais n’ont pas tendance à produire des enzymes responsables de la dégradation matricielle in situ. Par contre, dans une articulation malade, les fibroblastes de la membrane synoviale sécrètent des MMP, surtout au sein de l’intima, et peuvent interférer avec les leucocytes dans les mécanismes inflammatoires.
Kolomytkin et al. (2002) expliquent le fonctionnement des synoviocytes comme celui d’un syncytium où les cytokines passent d’une cellule à l’autre par des « gap junctions » afin de
lancer la production des protéines. L’IL-1β déclencherait, d’une manière dose dépendante, une augmentation de l’activité des MMP qui peut être bloquée par les inhibiteurs des « gap junctions ». Le nombre des « gap junctions » est plus élevé lors de l’OAD ainsi que les concentrations d’une protéine des « gap junctions », la connexine (Marino et al., 2004).
• Le liquide synovial
Le liquide synovial (ou synovie) est un liquide visqueux, légèrement ambré, au pH faiblement alcalin. Ses fonctions les plus importantes sont la lubrification et la nutrition du tissu articulaire (Bassleer et al., 1981). Il dérive essentiellement des vaisseaux sanguins de la membrane synoviale, mais certaines protéines de la synovie sont différentes de celles du plasma sanguin (Kitamura et al., 1999). Les petites molécules passent par diffusion entre le plasma et le LS tandis que les protéines plasmiques diffusent selon leur poids moléculaire, leur configuration stérique et leur charge. L’albumine et les protéines de bas poids moléculaire jouent un rôle important dans la pression osmotique du LS et traversent facilement l’endothélium, tandis que le fibrinogène, avec son poids moléculaire plus élevé, est retenu dans le sang. Ce n’est que dans le cas d’une inflammation, lorsque la perméabilité des capillaires est augmentée, que cette molécule devient détectable dans le LS. Lors d’une sédimentation du plasma à travers l’HA, on obtient un ultrafiltrat de composition similaire à celle du LS normal (Bassleer et al., 1981) ; l’HA, dans le tissu périsynovial, semble exclure certaines protéines plasmiques (Liberg et al., 1977). Le LS des différents types d’articulation équine (grasset, boulet, jarret) contient une concentration similaire en glucose (3,4 à 3,7 mmol/l, comparée au sérum : 2,3 mmol/l). Le LS équin contient moins de 500 cellules nucléées/µl : 90 % d’entre elles sont des cellules mononucléaires, surtout des synoviocytes, des monocytes et des lymphocytes, et 10 % sont des granulocytes polymorphonucléaires neutrophiles (PMN). Le nombre de leucocytes diffère selon les articulations (boulet : 0,39x109/l, grasset 0,12x109/l). Il existe une variation de la teneur en protéines et en fractions protéiques en fonction de l’âge, du sexe et vraisemblablement de l’intensité de l’entraînement du cheval (Liberg et al., 1977). D’autres différences dans la composition du LS du boulet, de l’articulation interphalangienne distale et de la bourse podotrochléaire des équins ont été mises en évidence (Viitanen et al., 2000) ; les paramètres examinés incluent la « cartilage oligomeric » protéine (COMP), les GAG, l’HA et les MMP-2 et MMP-9.
Le LS d’une articulation lésée, mais sans signe clinique, peut contenir des synoviocytes A et quelques fragments de cartilage articulaire. Les villosités de la membrane peuvent être légèrement élargies. Un nombre élevé de synoviocytes A ainsi que des grands fragments ont été observés par arthroscopie dans le LS lors de lésions cartilagineuses, mais ces phénomènes restent sans conséquence aussi longtemps que les débris sont éliminés par la membrane synoviale et qu’une inflammation massive de celle-ci ne s’installe pas (Zimmering, 2000).
Un composant important du LS est la lubricine. Schwarz et Hills (1998) la décrivent comme une molécule de taille élevée, soluble en milieu aqueux. Elle est porteuse de l’ingrédient actif, un phospholipide déposé sur la surface articulaire en couches oligolamellaires (« surface active phospholipid » SAPL). Ce phospholipide, produit par le tissu mou périarticulaire, ressemble au surfactant pulmonaire ; il est consisté essentiellement de L-α-dipalmitoyl phosphatidylcholine avec un ion ammonium quaternaire. Cet ion forme un zwitterion avec un phosphate, permettant d’éviter des effets lytiques. D’autres phospholipides ont été identifiés : la phosphatidyléthanolamine, la sphingomyéline, le phosphatidylglycérol. Le SAPL constitue 9 à 13 % de la lubricine et lui est associé de manière réversible. Il est sensible à l’action des lipases (Schwarz et Hills, 1998). Un déficit en SAPL participe à l’échec des prothèses (Hills et Crawford, 2003). Un enrichissement du LS en SAPL permet une diminution des frictions avec une réduction de la perte de collagène ; de plus, le SAPL, comme le surfactant pulmonaire, est un agent protecteur vis-à-vis des formes activées de l’oxygène (ROS) et, par son hydrophobie, peut limiter une hydratation oedémateuse du cartilage. Mais le SAPL peut aussi avoir des effets négatifs en réduisant la diffusion dans le cartilage articulaire, avec un échange ralenti des métabolites et une malnutrition des chondrocytes. Un autre effet négatif surprenant serait une limitation de la réparation du cartilage par la lubricine, en empêchant le contact de deux surfaces cartilagineuses (Schäfer et al., 2004).
Dans le LS, on peut aussi trouver des concentrations importantes de PGP 9,5 ; mais la PGP 9,5 étant une protéine cytosolique, sa présence dans le LS traduit plutôt l’existence de synoviocytes endommagés et d’une situation inflammatoire (Kitamura et al., 2001).
• Homéostasie : balance entre anabolisme et catabolisme cartilagineux
Dans le cartilage normal, il existe un « turnover » des protéoglycanes, tandis que les cellules et le collagène sont rarement remplacés. Une lésion qui affecte un constituant (cartilage,
membrane synoviale) ne peut pas être considérée comme un phénomène isolé parce qu’elle risque d’induire un déséquilibre de l’articulation in toto (Cadore et Donabedian, 1997). Des questions se posent toujours sur les points de départ possibles des lésions, sur leurs interactions et la séquence de leur déroulement, car on observe fréquemment des lésions du cartilage articulaire, parfois même sévères, sans signe radiographique et sans autre signe détectable d’une atteinte osseuse. Pour pouvoir observer une atteinte osseuse, il faut une modification de la densité osseuse supérieure à 40 % (Dyson, 1987).
Le pouvoir de régénération des chondrocytes est faible et la cicatrisation ne dépend pas seulement de l’anabolisme des chondrocytes, c’est-à-dire de la capacité à produire la substance matricielle, mais aussi de leur capacité à se multiplier (Cadore et Donabedian, 1997). Les chondrocytes équins semblent capables de changements métaboliques rapides (synthèse des protéines par exemple) s’ils sont exposés au stress thermique ou calcique (Benton et al., 1996), mais il faut considérer que ces cellules ne forment que 1 à 2 % du cartilage (Todhunter et Lust, 1992) et que leur nombre diminue avec l’âge de l’animal. La réparation du cartilage ne dépend que des chondrocytes et le remplissage d’une lésion requiert une synthèse matricielle et une multiplication cellulaire. S’il s’agit d’un phénomène traumatique, il est vraisemblable que les chondrocytes localisés aux abords du site lésionnel souffrent également (perte des protéoglycanes et du collagène de type II) et sont moins capables de produire un tissu de réparation constitutionnel. L’activité mitotique des chondrocytes est minimale aussi longtemps qu’il existe un contact entre eux (Doige et Weisbrode, 1995). La perte de ce contact provoque une dédifférenciation vers un aspect fibroblastique (comme le prouve la culture des chondrocytes en monocouche) (Platt et al., 1997). Ces deux phénomènes permettent de comprendre pourquoi le tissu cicatriciel est fibrocartilagineux. Dans ce cas, on trouve souvent du collagène de type III au sein du cartilage ; sa présence est anormale, déstabilise le cartilage et perturbe son fonctionnement.
Des facteurs de croissance comme l’IGF-1 jouent un rôle important dans le maintien du cartilage en stimulant le métabolisme chondrocytaire (Nixon, 2001). Cet auteur a montré qu’une déficience en IGF-1, suite à une lésion cartilagineuse, entraîne un accroissement de sa production qui atteint une valeur maximale à huit semaines, mais chute après 16 semaines.
C’est pourquoi, il propose l’administration d’IGF-1 par injection intra-articulaire avant que le pic de production ne soit atteint et lorsque la production redescend après 16 semaines. Des études préliminaires ont montré que le facteur de croissance tumorale β (« tumor growth
factor β », TGF-β) stimule la division des chondrocytes, mais que son pouvoir d’induire une synthèse accrue des protéoglycanes est limité. L’IGF-1, par contre, a un effet mineur sur la multiplication cellulaire, mais efficace sur la synthèse matricielle.
• Les interactions cellulaires
Selon Jovanovic et al. (2002), au stade précoce de l’arthropathie, on détecte une activité enzymatique accrue, des changements morphologiques de la membrane synoviale et souvent
« une inflammation synoviale marquée, voisine des lésions cartilagineuses». Au niveau moléculaire, il existe des interactions entre synoviocytes et chondrocytes articulaires chez le lapin (Lin et al., 1988 ; Sung et al., 1988). Les synoviocytes (lignée continue HIG-82) produisent des facteurs activateurs des chondrocytes (CAF) qui induisent rapidement la synthèse des collagénase, gélatinase et caséinase et de la prostaglandine E2 (PGE2) par les chondrocytes articulaires cultivés en monocouche. La cytokine d’origine synoviale la plus importante qui règle, entre autres, la digestion autolytique des fragments du cartilage vivant est l’IL-1β. En culture cellulaire, la présence de LS humain (5 % du milieu), récolté chez des patients soumis à une arthroscopie pour traumatisme, interfère avec l’adhésion des chondrocytes embryologiques aviaires (Nevo et al., 1993). Les chondrocytes forment des agrégats et il n’y a presque pas de cellules de forme polygonale. Cette action anti-adhésive serait due à l’HA. Des chondrocytes cultivés en présence de synoviocytes humains ou en milieu conditionné par des synoviocytes humains adhèrent plus facilement au flacon de culture et montrent une importante réduction de la production de GAG, réduction attribuée à l’influence de l’IL-1. Dans un modèle de cellules cultivées en monocouche, un milieu conditionné par la membrane synoviale inhibe, de manière dose-dépendante, l’incorporation de thymidine tritiée par les synoviocytes et par les chondrocytes articulaires (Panasyuk et al., 2003). Un milieu enrichi en LS ostéoarthritique stimule l’incorporation de 35SO42- et de glycine tritiée, et l’expression de l’ARNm pour l’agrécane et le collagène type II. Selon les mêmes auteurs, le tissu synovial sécrète également des lipides dont des acides gras libres comme l’acide arachidonique ou ses métabolites qui contrecarrent la croissance d’un pannus synovial et amplifient la réparation par la stimulation de la synthèse matricielle dans un tissu endommagé. Les synoviocytes articulaires libèrent spontanément des facteurs stimulant la croissance chondrocytaire et protègent les chondrocytes en induisant des mécanismes protecteurs vis-à-vis des ROS (Kurz et al., 1999).
2.2. L’ostéo-arthropathie dégénérative équine 2.2.1. Généralités et évolution
L’OAD est un phénomène inflammatoire qui touche les articulations diarthrodiales ; elle est caractérisée par une dégradation du cartilage et des remaniements osseux, en pratique plus aisés à observer qu’une altération de la membrane synoviale. L’OAD se caractérise par un déséquilibre entre la production des enzymes dégradant le cartilage et l’intensité des processus de régénération de la matrice cartilagineuse (Landoni et al., 1996). En histopathologie, on observe d’abord une destruction du réseau des fibres collagènes et une déplétion de la matrice cartilagineuse (Reboul et al., 1996). Dans un stade précoce et transitoire, on observe une prolifération des chondrocytes et une augmentation du collagène II et des agrécanes, augmentation qui reste contestée (Fraser et al., 2003). Nio et al. (2002) décrivent l’OAD comme une maladie destructive du cartilage commençant par une fibrose, progressant vers une érosion et une ulcération du cartilage articulaire puis vers la formation des ostéophytes périarticulaires, la sclérose de l’os souschondral et le remodelage ostéochondral. Sur modèle animal (rat), Dumond et al. (2004) décrivent une inhibition maximale de la synthèse des protéoglycanes au deuxième jour après induction de l’OAD, en même temps que la transcription de la NO-synthase inductible (iNOS), de IL-1β et de la cyclo-oxygénase 2 (COX-2) ; l’activité maximale de la gélatinase est observée au cinquième jour dans le cartilage, surtout aux endroits endommagés qui sont le plus souvent les zones les plus sollicitées par la charge lors du mouvement. Au 20e jour, l’iNOS et l’IL-1β se retrouvent également dans les zones périlésionnelles.
Mais dans l’étude de l’OAD, on néglige souvent le rôle de la membrane synoviale et des synoviocytes. McIlwraith (1999b) estime qu’une synovite ou capsulite aiguë, consécutive à un traumatisme, peut induire ou contribuer à une dégénérescence articulaire par une libération de cytokines et d’autres médiateurs de l’inflammation. Les débris tissulaires entraînent une inflammation de la membrane synoviale. Les synoviocytes pourraient donc être, plus que les chondrocytes altérés, la source des enzymes de dégradation lors de l’atteinte dégénérative articulaire (Gängel et Rahn, 1992). Lorsque l’animal est mis au repos à cause d’une synovite, la formation des débris est réduite et la synovite se calme. Les auteurs en concluent d’ailleurs qu’une analyse du LS ne reflète pas de manière cohérente le processus inflammatoire.
2.2.2. Classement des différents types d’arthropathie
Dès 1995, Butler et al. font remarquer que les termes d’arthropathie dégénérative, d’ostéoarthrose, d’arthrose et d’atteinte articulaire secondaire sont des synonymes couramment utilisés en médecine vétérinaire. Selon ces auteurs, le terme « arthrite » signifie d’abord une inflammation simple de l’articulation, accompagnée par une distension articulaire sans remaniement osseux. L’inflammation est située dans la capsule articulaire et provoque des modifications de la qualité et de la quantité du LS. Les termes ostéoarthrite et ostéoarthrose indiquent que l’os est concerné et que les tissus mous sont ou ne sont pas touchés. L’ostéoarthrite primaire peut être déclenchée par une charge normale, mais appliquée de manière répétitive (Fernandes et al., 2002). L’expression ostéo-arthropathie dégénérative doit être utilisée lorsque la pathologie a pour origine des causes différentes : une instabilité de l’articulation, un défaut cartilagineux direct et toutes les conditions qui provoquent des forces directionnelles anormales pouvant contribuer au développement d’une OAD. Toujours selon Butler et al. (1995), le terme arthropathie secondaire doit être utilisé si la cause primaire est connue (par exemple, la chondrodysplasie ou la fracture intra-articulaire).
D’un point de vue pratique, on distingue quatre degrés d’atteinte cartilagineuse (Henrotin et al., 1993) (figure 7) :
• le degré 0 qui correspond au cartilage normal et blanc,
• le degré I, avec présence de zones jaunâtres à grises et avec une fibrillation superficielle,
• le degré II, avec une surface cartilagineuse irrégulière avec fibrillation profonde,
• le degré III qui présente des ulcérations qui pénètrent de la surface cartilagineuse jusqu’à l’os souschondral.
Le cartilage œdématié représente un état intermédiaire, c’est-à-dire qu’il peut revenir au stade 0 ou les altérations peuvent continuer et il passe au stade I.
Figure 7 : Classification des lésions d’OAD [modifié d’après Beguin et Locker, 1983].
2.2.3. Description des altérations
• Les indices radiologiques
Les indices radiologiques ne reflètent pas nécessairement les dégâts du cartilage articulaire.
Lorsqu’ils sont présents, ils révèlent la formation d’ostéophytes périarticulaires, une sclérose souschondrale, une perte de lignes trajectoires (présentes chez les individus sains), la présence de petites zones radiotranslucides aux abords flous dans l’os souschondral, des lésions osseuses « cyst-like », une réduction de l’espace et du cartilage articulaires et une distension de la capsule articulaire et des tissus mous périarticulaires (Butler et al., 1995). La présence de quelques petits ostéophytes n’implique pas une OAD et une progression des lésions est nécessaire pour que les anomalies deviennent détectables en radiologie (Butler et al., 1995).
Une réponse anabolique pour tenter une réparation est stimulée par les facteurs de croissance tels que l’IGF-1 et le TGF-β. Quand cette réponse est dépassée, des molécules non collagènes s’accumulent dans la matrice, modifient son comportement vis-à-vis des forces physiques et contribuent à la dégradation cartilagineuse. Mais, quelle que soit leur origine, lorsque les phénomènes dégénératifs sont déclenchés, ils s’auto-entretiennent.
• Les altérations du liquide synovial
Une caractéristique importante d’une atteinte aiguë est la réduction de la viscosité du LS par la dépolymérisation de l’HA. On a décrit une relation inverse entre le volume du LS et la teneur en oxygène, la concentration en glucose, le pH et le nombre des leucocytes (Richman et al., 1981). Les concentrations en glucose et en lactate sont considérées comme des marqueurs de l’inflammation synoviale dans l’OAD (Kraus et al., 2002). Dans l’inflammation, le pH du LS s’acidifie (Tulamo et al., 1989a), et dans l’inflammation septique, la concentration en lactate augmente, reflétant une évolution vers un métabolisme anaérobie, avec un déséquilibre entre sécrétion et élimination des composants du LS (Tulamo et al., 1989b). L’œdème du tissu synovial et l’épanchement articulaire entraînent une hypoxie locale, aggravée par le mouvement (Ahlqvist, 1984 ; James et al., 1990). La membrane synoviale enflammée libère des enzymes caséinolytiques, responsables d’une déplétion de la surface cartilagineuse en protéoglycanes (Von Rechenberg et al., 2000). Ces enzymes activent des proenzymes, comme la procollagénase et la progélatinase (sécrétées également par les chondrocytes), de même que la sécrétion des métalloprotéases matricielles neutres (NMP), comme la stromélysine, qui contribuent à la détérioration du cartilage articulaire.
Les modifications de l’HA jouent également un rôle important dans l’OAD. L’HA est reconnu comme responsable de la viscosité du LS, permettant le glissement des tissus mous intra-articulaires, et comme influençant la composition du LS en réduisant la migration des leucocytes (Frean et Lees, 2000), la diffusion et la circulation des solutés. Il module les réponses inflammatoires par d’autres voies encore : il inhibe notamment la phagocytose leucocytaire (Dimock et al., 2000), la dégradation par les cellules inflammatoires et les enzymes chondrolytiques, et la synthèse de la PGE2 par les synoviocytes et par les chondrocytes (Auer et al., 1990 ; Frean et Lees, 2000 ; Lisignoli et al., 2001 ; Karatay et al., 2004). Au stade précoce de l’OAD, l’HA diminue l’expression de l’IL-1β et réduit ses effets délétères (Lisignoli et al., 2001). La réduction de la concentration en HA et la modification de sa structure (dépolymérisation) sous l’action des ROS (Auer et al., 1990) sont responsables de la réduction de viscosité du LS, mais dans l’OAD, certaines cytokines et des facteurs de croissance stimuleraient la synthèse de l’HA.
Cependant, les effets attribués à l’HA restent discutés (Lynch et al., 1998 ; Nixon et al., 2000 ; Tanimoto et al., 2001 ; Kobayashi et al., 2004). Selon des études sur synoviocytes équins
provenant d’individus sains et malades [par exemple lors de l’ostéochondrose dissécante (OCD)], l’HA exogène peut avoir un effet sur la synthèse de l’HA lui-même et sur celle de la collagénase par les synoviocytes (Lynch et al., 1998). L’HA induit aussi la production de l’IL- 1, in vivo et in vitro, et une augmentation modérée de l’activité de la collagénase (Tanimoto et al., 2001). Les études expérimentales ont également montré que les injections d’HA exogène améliorent l’OAD en empêchant la destruction d’agrécane et/ou en augmentant sa synthèse.
Les injections d’HA réduisent la production de monoxyde d’azote (•NO) et limitent la déplétion du cartilage induite par l’IL-1, cependant l’HA ne semble pas très efficace contre les formes actives des MMP (Kobayashi et al., 2004 ; Lynch et al., 1998).
La COMP, le KS et les GAG sont des composants de la matrice cartilagineuse dont les concentrations dans le LS sont généralement considérées comme des indicateurs du catabolisme du cartilage (bien que ce point de vue soit contesté ; voir Brown et al., 1998). On signale soit une augmentation, soit une diminution de la concentration de COMP selon la race équine (Skioldebrand et al., 2001), et une augmentation des concentrations de KS dans les plasmas et les LS équins en fonction de l’âge, de la race, du sexe et du type de lésion articulaire (Fuller et al., 2001a ; Todhunter et al., 1997). Pour Van den Boom et al. (2004), les concentrations en GAG et en hydroxyproline diminuent continuellement dans le LS jusqu’à l’âge de quatre ans où un plateau est atteint, mais chez les sujets atteints d’OAD, les concentrations de ces composés se réduisent davantage. Il ne semble pas y avoir de corrélation entre la concentration en GAG dans le LS et la gravité de la chondropathie, tandis que la concentration en hydroxyproline signe une destruction du collagène.
Dans le LS provenant d’articulations atteintes d’OAD, on a aussi mesuré des concentrations plus élevées en phosphatase alcaline, spécifique de l’os (Kraus et al., 2002), et en MMP-1.
Quant aux cytokines, il n’y a aucune activité de l’IL-1 dans le LS des chevaux normaux, mais bien dans celui de chevaux souffrant d’arthropathie primaire (Alwan et al., 1991) et de chevaux souffrant d’arthrite septique, d’OCD ou d’arthrite traumatique qui peut déclencher une arthropathie secondaire (Stark et Bradley, 1999). On a également mis en évidence la présence d’un inhibiteur de l’IL-1 dans le LS des chevaux atteints d’OAD (Alwan et al., 1991).
• Les altérations de la membrane synoviale et le rôle des synoviocytes
L’inflammation de la membrane synoviale se caractérise par une congestion vasculaire, des hémorragies, un dépôt d’hémosidérine, l’infiltration par des cellules mononuclées et par une
« synovial lining cell hyperplasia » (Lynch et al., 1998). Une caractéristique importante de la membrane synoviale enflammée est la formation de nouveaux vaisseaux sanguins à laquelle participent les cellules endothéliales (Ritchlin, 2000) ; les synoviocytes enflammés sécrètent aussi de nombreuses molécules effectrices qui vont induire différents effets pro- et anti- inflammatoires (tableau I). Le facteur de croissance de l’endothélium vasculaire (VEGF), un des facteurs angiogéniques les plus efficaces, est constitutif au fibroblaste synovial et sa sécrétion est augmentée par l’IL-1β et par l’hypoxie (Ritchlin, 2000), mais pas par le TNF-α (Jackson et al., 1997). Les fibroblastes synoviaux sécrètent aussi l’IL-1 et la protéine inflammatoire du macrophage (MIP-1β).
Tableau I : Molécules effectrices produites par les fibroblastes synoviaux (de l’intima et situés en dessous de l’intima) et leurs effets dans l’OAD.
Fonction induite Molécules effectrices Angiogenèse IL-8, TGF-β
PDGF (facteur de croissance dérivé des thrombocytes)
GM-CSF (Facteur stimulant les colonies de granulocytes-macrophages) G-CSF (Facteur stimulant les colonies de granulocytes)
FGF (Facteur de croissance fibroblastique) EGF (Facteur de croissance épidermique)
VEGF (Facteur de croissance endothéliale vasculaire)
IL-8, IL-16, MCP-1 (protéine chémotactique du macrophage) Chémoattraction
MIP-1α (protéine inflammatoire du macrophage) IL-1, IL-6, IL-7, IL-8, IL-11, IL-15, PDGF, GM-CSF LIF (Facteur inhibiteur de leucémie)
MIF (Facteur inhibiteur du macrophage) Effets pro-
inflammatoires:
TRX (Thiorédoxine)*
Effets anti- inflammatoires
p55 TNFR (récepteur du TNF), p75 TNFR, IL-10
Dégradation de la matrice PGE2, collagénases, stromélysines, 92 kDa gélatinase, cathepsines B, L, K.
TIMP (Inhibiteurs tissulaires des métalloprotéases matricielles) Inhibition de la
dégradation de la matrice TGF-β, IL-11
Ostéoclastogenèse RANKL (se lie à RANK, l’activateur du récepteur du facteur nucléaire kB) VEGF
Formation d’os TGF-β, BMP-2 « bone morphogenetic protein 2»
* elle bloque l’apoptose, selon Ritchlin, 2000.
Les synoviocytes sont aussi capables, sous l’influence de certains médiateurs, de sécréter des produits typiques d’autres souches cellulaires (De Bari et al., 2001). Une angiogenèse active et une augmentation des facteurs angiogéniques (VEGF et le « facteur de croissance des cellules endothéliales dérivé des plaquettes », PD-ECGF) seraient présentes dans la membrane synoviale ainsi que des protéines associées à l’apoptose (bcl-2 et p53) (Giatromanolaki et al., 2001 ; Yao et al., 2001). Dans l’OAD, l’expression du VEGF reste diffuse et l’activité du PD-ECGF est plutôt localisée dans le matériel ostéoarthritique.
L’induction de l’apoptose des synoviocytes ostéoarthritiques semble associée à l’expression de la protéine p53 dans le synovium ostéoarthritique in vivo (Borderie et al., 1999) et son expression est élevée lorsque la concentration en •NO augmente (Jovanovic et al., 2002).
Dans l’OAD, le nombre des synoviocytes B de l’intima et sous l’intima augmente ; des mitoses sont visibles et la morphologie cellulaire change, indiquant une amplification de l’activité métabolique (Nio et al., 2002). Les prolongations cytosplasmiques deviennent plus courtes et plus épaisses, avec des rides et des bulles en surface et dans les cellules. Dans les synoviocytes B, la taille du réticulum endoplasmique rugueux augmente et les citernes sont dilatées et plus ramifiées. L’expression de MHCII (complexe majeur d’histocompatibilité de classe II) augmente avec l’infiltration des leucocytes dans la couche superficielle de l’intima (composée par des synoviocytes A) qui prolifère et devient hyperplasique (Lemburg, 2001).
En microscopie électronique, lors d’une hémarthrose de la membrane synoviale et du cartilage articulaire chez le chien, on a observé, au stade précoce, la présence de synoviocytes modifiés et, particulièrement, une phagocytose de particules incluant du fer et formant des lysosomes secondaires nommés des « sidérosomes » (Fabry, 1990). Ces sidérosomes peuvent aussi être présents dans les chondrocytes, entraînant des modifications du réticulum endoplasmique rugueux et du contenu en glycogène, corrélées à un changement de la matrice.
Dans l’OAD expérimentale chez le lapin, des changements importants de la membrane synoviale sont observés dès le 6e jour (Lapadula et al., 1995). On distingue une couche de synoviocytes A sur un tissu sous-synovial fibreux, infiltré par des lymphocytes, des mastocytes et des vaisseaux sanguins. Jusqu’au neuvième jour, il y a transformation en tissu épais, partiellement recouvert par des cellules dispersées qui ne peuvent plus être classées comme synoviocytes A ou B. Dans une étude en arthroscopie chez l’homme, après un traitement de l’arthropathie primaire par l’HA, on a observé une augmentation du nombre de couches de la paroi synoviale, un regroupement des cellules en mono- ou en bicouche avec
moins d’agrégation et d’hypertrophie, une diminution du nombre des cellules vacuolisées et du gonflement de l’appareil de Golgi, une augmentation du nombre des fibroblastes sous l’intima et une diminution des macrophages et des adipocytes (Ronchetti et al., 2001).
2.2.4. Les médiateurs impliqués dans l’OAD équine
• Les cytokines
Les cytokines sont des polypeptides produits par de nombreuses cellules dont les chondrocytes et les synoviocytes (Cadore et Donabedian, 1997 ; Fernandes et al., 2002).
Certaines cytokines ont un effet chondroprotecteur tandis que d’autres contribuent à la dégradation cartilagineuse.
L’IL-1 et le TNF-α sont produits surtout à partir de la membrane synoviale et se distribuent dans le cartilage articulaire. L’IL-1β est exprimée dans 73 %, l’IL-1α dans 63 % et le TNF-α dans 42 % des échantillons de membrane synoviale. Leur expression est moindre dans le cartilage articulaire : 44 % pour l’IL-1α, 29 % pour l’IL-1β et 20 % pour le TNF-α (Trumble et al., 2001). Les formes α et β de l’IL1, le TNF-α et certains inhibiteurs des cytokines, notamment l’antagoniste du récepteur de l’IL-1 (IL-1ra), ont été mis en évidence dans le liquide synovial équin où leur présence indique l’existence d’une synovite importante ; la concentration de l’IL-1 est augmentée dans diverses arthropathies (Cadore et Donabedian, 1997). L’expression d’IL-1β dans la membrane synoviale et dans le cartilage articulaire est corrélée à l’expression de la stromélysine dans le cartilage (Trumble et al., 2001). Cette cytokine est la première cytokine détectée dans les articulations ostéoarthritiques et joue un rôle actif dans la synovite. Elle paraît être un facteur essentiel dans le démarrage d’un processus inflammatoire de l’articulation chez le cheval (McIlwraith, 2001). L’augmentation des concentrations en IL-1β et TNF-α précède les dégâts importants, car ces cytokines sont connues pour initier les lésions cartilagineuses et la résorption de l’os, et pour inhiber la synthèse des protéoglycanes, du moins in vitro (Armstrong et Lees, 2002). Le TNF-α et l’IL- 1 stimulent la sécrétion des collagénases et des stromélysines (Jouglin et al., 2000). Les articulations affectées par un traumatisme aigu expriment davantage le TNF-α que les articulations normales ou affectées par un traumatisme chronique (Trumble et al., 2001).
Cependant, Landoni et al. (1996) ne trouvent aucune production de TNF-α par des synoviocytes équins après une exposition aux liposaccharides (LPS) et il n’y a pas de
production de TNF-α par les cellules articulaires équines en culture (absence de l’ARNm). La présence du TNF-α dans le LS doit donc être attribuée aux macrophages équins ou à un apport sanguin (Armstrong et Lees, 2002). Selon Ritchlin (2000), la sécrétion d’IL-1 ou de TNF-α par les macrophages et les monocytes est suivie de l’activation des cellules résidentes tissulaires (fibroblastes, cellules endothéliales) ou non parenchymateuses. Cette activation déclenche une cascade capable d’amplifier ou de supprimer l’inflammation avec libération de nouvelles cytokines et de facteurs de croissance dont les rôles sont complexes, difficiles à préciser et interfèrent avec la production de •NO et l’apoptose (Frean et al., 1997 ; Borderie et al., 1999 ; Von Rechenberg et al., 2000). Une série d’articles (dont celui de May et al., 1990) ont décrit certaines particularités d’action de l’IL-1 chez le cheval. Les synoviocytes
« fibroblast-like » montrent une réponse limitée à l’IL-1α et -1β humaines recombinantes (rh), la rhIL-1β étant trois à dix fois plus active que la rhIL-1α sur la production de PGE2. La rhIL-1 est plus active sur les synoviocytes que sur les chondrocytes équins (May et al., 1992a) et, de plus, elle augmente l’assimilation du glucose (May et al., 1992b ; Borderie et al., 2000).
Ces résultats indiquent une différence qualitative et quantitative dans la façon de stimuler les cellules humaines et équines (May et al., 1992a). Dans les synoviocytes humains, après stimulation par l’IL-1β sous hypoxie, on observe une augmentation de la transcription et de l’expression de la COX-2, des prostaglandines et de l’activité des MMP (Demasi et al., 2004), mais la production de PGE2 au sein du cartilage reste basse comparée à celle d’autres cellules (Nagao et al., 1991a).
Dans les chondrocytes articulaires et les synoviocytes équins isolés, la sécrétion d’IL-6 est stimulée par l’IL-1. L’IL-6 inhibe les effets cataboliques de l’IL-1 et du TNF-α. Elle apparaît tôt dans l’arthropathie, protège la matrice de la dégradation, diminue la production de la PGE2 et la perte des protéoglycanes stimulée par l’IL-1 et la PGE2 (Armstrong et Lees, 2002). Elle stimule aussi la synthèse des immunoglobulines et la production des protéines de la phase aiguë dans les arthropathies inflammatoires (Landoni et al., 1996). Sa concentration et celle de son récepteur sont diminuées dans le LS lors de l’arthropathie, en comparaison avec les concentrations mesurées dans l’arthrite rhumatoïde et la goutte. Le récepteur α de l’IL-6 n’est pas exprimé par les cellules constitutives de l’articulation, mais dépend du nombre de cellules inflammatoires infiltrées (Desgeorges et al., 1997). L’activité collagénolytique des synoviocytes, induite par l’IL-1, est supprimée par l’IL-6 et par son récepteur α. L’IL-6 et/ou son récepteur soluble α stimulent la production des inhibiteurs tissulaires des
métalloprotéases matricielles (nommés les « TIMP », et notamment le TIMP-1) par les chondrocytes articulaires et les synoviocytes humains (Silacci et al., 1998), stimulent la prolifération des chondrocytes, mais augmentent aussi l’expression des récepteurs au TNF-α et la libération des GAG provoquée par le TNF-α (Armstrong et Lees, 2002).
Les chondrocytes produisent aussi l’IL-8 (dont le rôle majeur est l’attraction des neutrophiles) et des facteurs de croissance comme le TGF-β et l’IGF-1, ce dernier étant produit dans l’articulation arthritique. Chez l’homme, on observe la sécrétion des chémokines IL-8 et MCP-1 par les synoviocytes et les chondrocytes articulaires isolés à partir d’articulations atteintes d’OAD (Lisignoli et al., 2001) ; les chondrocytes sécrètent 100 fois plus d’IL-8 que les synoviocytes, tandis que les synoviocytes sécrètent 2 fois plus de MCP-1 (Guicheux et al., 2002). L’IL-8 renforce la libération de l’IL-1β, de l’IL-6 et du TNF-α chez l’homme et inhibe la synthèse de l’IL-1β et du TNF-α (Fernandes et al., 2002). Une incubation des synoviocytes avec le TNF-α induit la production de l’IL-1 et de l’IL-8 après huit heures, avec un pic de production entre 18 et 24 heures (Tucci et al., 2002).
L’IL-4 et l’IL-13 sont des cytokines à activité anti-inflammatoire, intervenant dans l’articulation. L’IL-4 inhibe la libération de la collagénase et la prolifération cellulaire par les synoviocytes après une exposition à l’IL-1β et aux facteurs de croissance. L’IL-13 est active dans l’OAD : sur les synoviocytes isolés à partir d’une membrane synoviale humaine ostéoarthritique et stimulés par les LPS, elle réduit la production de l’IL-1β, du TNF-α, de la stromélysine-1 et favorise la production de l’antagoniste du récepteur de l’IL-1β (Jovanovic et al., 1998 ; Fernandes et al., 2002).
Lors d’une synovite, on trouve l’IL-10 dans les synoviocytes A et B de la zone voisine de la cavité articulaire. Tous les synoviocytes en culture produisent l’IL-10 et cette production augmente si les cellules sont stimulées par le TNF-α et l’IL-1β. L’IL-10 est un puissant inhibiteur de la production des cytokines et peut bloquer la libération des monokines, des lymphokines et l’expression de l’antigène de classe MHCII par le monocyte.
Suite à une stimulation par le TGF-β1 et/ou IL-1β (les deux médiateurs peuvent agir en synergie), les chondrocytes articulaires et les synoviocytes sont aussi capables de produire l’IL-11. Cette cytokine augmente l’expression de TIMP-1 par les synoviocytes et les
chondrocytes, mais ne contribue pas à la prolifération de ces derniers ni à l’augmentation de l’activité de la stromélysine. Quant au TGF-β, il supprime l’expression du récepteur de l’IL-1, inhibe la sécrétion des protéases induite par l’IL-1 (Maier et al., 1993) et diminue la libération de PGE2 par les fibroblastes synoviaux ostéoarthritiques (Fernandes et al., 2002).
Des protéines spécifiques peuvent inhiber l’activité biologique des cytokines (comme celle de l’IL-1 et du TNF-α) ou supprimer leur libération. Les fibroblastes synoviaux produisent les récepteurs solubles du TNF-α, le p55 et le p57, qui lient et neutralisent cette cytokine. Ils expriment également l’ARNm de l’antagoniste du récepteur de l’IL-1, mais cette protéine n’est pas sécrétée ; il est donc peu vraisemblable qu’elle puisse bloquer l’action de l’IL-1 dans le tissu synovial. L’IL-1ra des synoviocytes contribue à réduire la détérioration du cartilage (Zhang et al., 2004) et diminue l’expression de MMP-3 et de VEGF induite par l’IL-1 dans les synoviocytes et chondrocytes sains, ostéoarthritiques, rhumatoïdes et post-traumatiques (Inoue et al., 2004), mais la membrane synoviale humaine ostéoarthritique souffre d’un manque de ce récepteur (Fernandes et al., 2002). Une inhibition de l’action de l’IL-1α et de l’IL-1β a été observée dans le LS normal et dans les liquides synoviaux de quelques chevaux avec atteinte articulaire au stade précoce. Les inhibiteurs de l’IL-1α sont également présents dans le LS de chevaux souffrant de maladie articulaire de longue durée. Par contre, l’inhibiteur de l’IL-1β n’est pas actif chez des chevaux avec atteintes articulaires chroniques.
Ces données suggèrent que l’inhibition de l’activité de l’IL-1 est un phénomène physiologique et que sa perte peut jouer un rôle dans les pathologies articulaires, d’autant plus que la production en IL-1 est élevée (May et al., 1992c).
Ainsi, la présence simultanée de cytokines pro- et anti-inflammatoires endogènes et d’inhibiteurs de leur activité démontre l’existence d’une régulation complexe dans l’articulation enflammée. On a observé que les chondrocytes eux-mêmes produisent un facteur « IL-1-like » considéré comme un amplificateur possible des signaux extracartilagineux et d’une régulation autocrine (May et al., 1992d). On ne cesse pas d’ailleurs pas de découvrir de nouvelles cytokines capables d’agir sur l’articulation saine et pathologique, comme les adipocytokines détectées dans le LS et dont le rôle reste à déterminer (Schäffler et al., 2003).
