Localisation immunohistochimique dans l'intestin de porc des composantes cellulaires et humorales de la reponse immunitaire

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Localisation immunohistochimique dans l’intestin de porc des composantes cellulaires et humorales de la

reponse immunitaire

M. Olivier, Patricia Berthon, Henri Salmon

To cite this version:

M. Olivier, Patricia Berthon, Henri Salmon. Localisation immunohistochimique dans l’intestin de porc

des composantes cellulaires et humorales de la reponse immunitaire. Veterinary Research, BioMed

Central, 1994, 25, pp.57-65. �hal-02700400�

Article original

Localisation immunohistochimique ^{dans l’intestin}

de porc ^des composantes cellulaires et humorales de la réponse immunitaire

M Olivier P Berthon H Salmon

1 Équipe ^de «Génétique ^et Immunité»;

2 Équipe ^de «Lymphocytes ^et Immunité des muqueuses», INRA, laboratoire de pathologie infectieuse et immunologie, ^{centre de} Tours, 37380 Nouzilly, ^France

(Reçu ^{le 5 mai} 1993; accepté ^{le 2 décembre} 1993)

Résumé ― L’analyse des différentes composantes ^du système immunitaire, cellulaires et humo- rales, ^ainsi que leurs localisations, ont été effectuées sur coupes d’intestin de porc, ^en utilisant ^des anticorps spécifiques ^des sous-populations leucocytaires porcines. La fixation de ces anticorps ^{a été}

révélée à l’aide d’anticorps biotinylés anti-immunoglobulines ^{de souris et d’un} complexe ^révélateur streptavidine-biotine-péroxydase. Les résultats montrent une distribution spécifique ^des compo- santes immunitaires dans les compartiments, épithélial ^d’une part ^{et lamina} propria ^d’autre part.

Dans l’épithélium, ^{on assiste à une} prédominance ^de lymphocytes ^{T de} phénotype cytotoxique (T8),

alors que le tissu conjonctif de la lamina propria ^est pourvu pour ^une moitié de lymphocytes T, avec une légère prédominance ^{des T} auxiliaires (T4) ^{sur les T} cytotoxiques, et pour l’autre moitié de plas- mocytes ^{dont la} plupart contiennent des IgA. ^Les macrophages ^sont présents seulement dans la la- mina propria. Les cellules épithéliales des villosités et des cryptes expriment ^les antigènes ^{du CMH,}

de classe I sur la bordure en brosse, alors que ^ceux de classe Il sont présents uniquement ^{sur les}

cellules épithéliales des villosités. En revanche, de même _{que pour} les IgA, ^le composant ^secrétoire

se localise sur les cellules épithéliales du fond des cryptes. ^Cette répartition suggère ^la possibilité

d’une réponse immunitaire au niveau même de la muqueuse intestinale.

porc 1 lymphocyte I macrophage I intestin 1 immunoglobulines / entérocytes

Summary ― lmmunohistochemical localization of the humoral and the cellular components of the immune response in swine gut. By immunohistochemistry, lymphocyte subsets of the swine gut ^were localized either in the epithelium ^or in the lamina propria. ^{In addition,} the distributions of class I and class II antigens ^{were also} characterized, using ^the streptavidin-biotin-peroxidase complex ^{as the} revelator; ^the endogenous peroxidase activity ^was distinguished ^{from the} specific by

cobalt chloride. The results show a compartmentalization in the distribution of lymphocytes: ^{in the} epithelium, all the cells were T lymphocytes, ^the majority of the CD8 phenotype; ⁱⁿ contrast, ^{in the la-} mina propria, T and B cells were represented ^{in similar} proportions: ^{T cells were} constituted of both CD4 and CD8 cells (with slightly ^more CD4 than CD8 cells), ^while majority of B cells harboured the

IgA isotype. ^{Class I MHC was} present ^on epithelium cells of both the villi and crypts. In contrast MHC class // was only present ^on epithelial cells of the villi. Both SC and IgA ^were localized in the

epithelium cells of the crypt. Thus, ^this compartmentalization suggests ^the possibility ^{of an immune}

response ⁱⁿ the gut.

pig ^/ lymphocyte ^/ macrophage / intestine / immunoglobulins ^/ enterocyte

*

Correspondance ^{et tirés à} part

INTRODUCTION

Quelle _{que soit} l’espèce animale, ^{la mu-}

queuse de l’intestin grêle des Mammifères est infiltrée par ^de nombreuses cellules du

système immunitaire, ^en particulier ^des lymphocytes ^{et des} plasmocytes.

Les lymphocytes ^{T sont} présents ^dans l’épithélium ^et dans la lamina propria.

Dans l’épithélium, ^la majorité ^des lympho- cytes ^{T sont de} phénotype ^{T8 chez}

l’homme (Janossy et al, 1980 ; Selby ^{et al,} 1983 ; Cerf-Bensussan et al, 1983), ^la

souris (Ernst ^et al, 1986) ^et le porc (Bian-

chi et al, 1992 ; Vega-Lopez ^{et al,} 1993).

Dans la lamina propria, ^les lymphocytes

T4 sont plus nombreux que les lympho- cytes T8 chez l’homme (Selby ^et al, 1983 ; Cerf-Bensussan et al, 1983) ^et le porc

(Vega-Lopez ^et al, 1993).

Les lymphocytes ^{B et les} plasmocytes

sont en majorité ^de phénotype immunoglo-

buline A (IgA) dans la lamina propria ^de

l’intestin de l’homme (Dobbins, 1986), ^de

la souris (Mc ^{Dermott et} al, 1986) ^{et du}

porc (Brown ^and Bourne, 1976 ; Allen and Porter, 1977 ; ^Butler et al, 1981 ).

Les antigènes ^du complexe majeur d’histocompatibilité (CMH) ^sont présents

sur les cellules de l’épithélium intestinal.

Les antigènes ^{de classe 1 sont} présents

sur l’ensemble des cellules l’épithéliales (Mayrhofer et al, 1983; ^Gorvel et al, 1984).

Les antigènes de classe Il sont pré-

sents uniquement ^sur les cellules de l’épi-

thélium des villosités (Wiman ^et al, 1978 ; Scott et al, 1980 ; Mayrhofer ^et al, 1983 ; Gorvel et al, 1984).

Bien que l’induction des réponses ^im-

munitaires au niveau de l’intestin ait été démontrée au niveau des plaques ^de Peyer (Spalding ^et al, 1984), ^{on sait} que leur ablation n’empêche pas la réponse immunitaire locale (Hamilton et al, 1981 ).

Ceci laisse supposer que ^cette réponse

pourrait ^{s’initier ailleurs} qu’au niveau des

plaques ^de Peyer, peut-être ^{même au ni-}

veau de l’épithélium intestinal où les cel- lules épithéliales pourraient jouer ^{un rôle}

dans la présentation ^de l’antigène (Bland

and Warren, 1986). ^Ce mode d’induction de la réponse immune serait plus appro-

prié pour ^un virus se multipliant ^{dans les}

cellules épithéliales tel que le virus de la

gastroentérite transmissible (GET) ^du

porc.

Afin de montrer la possibilité ^{d’une ré-}

ponse immunitaire ^au niveau même de la muqueuse, nous avons identifié, à l’aide du système streptavidine-biotine- péroxydase ^{et de} différents anticorps dirigés ^{contre les} antigènes de différencia- tion des leucocytes de porc, les compo- santes de la réponse immunitaire pré-

sentes dans la muqueuse intestinale de porc. Pour cette étude détaillée, ^nous

avons considéré d’une part l’épithélium ^et

la lamina propria des villosités et d’autre

part l’épithélium ^et la lamina propria ^des cryptes.

MATÉRIEL ET MÉTHODES

Prélèvement de l’intestin et coupes

L’iléum a été prélevé immédiatement après l’abattage par exsanguination ^{totale d’une truie} Large ^White âgée ^{de 6 mois. Le contenu a été}

éliminé par lavage rapide ^{à l’eau courante} puis remplacé par du milieu à base de saccharose

(milieu OCT, Miles, Elkhart). L’ensemble a été

congelé par immersion rapide dans l’azote li-

quide ^avant d’être transféré dans un congélateur

à -80°C.

Les coupes de 5 pm d’épaisseur ^chacune (cryo-microtome TE, SLEE, Londres) ont été sé- chées 10 min à température ^{ambiante avant}

d’être fixées 20 min à -20°C dans de l’acétone.

Chaque coupe ^a été par la suite enveloppée

dans du papier d’aluminium et conservée à

- 80°C avant d’être traitée.

Les anticorps

Tous les anticorps utilisés dans la F e étape ^de

fixation sur les coupes avaient pour espèce d’origine ^la souris, ^{soit sous forme de surna-} geant de culture d’hybridomes (anticorps ^mono- clonaux), ^{soit sous} forme d’alloantisérum (anti- corps polyclonaux).

Anticorps monoclonaux

Les différents anticorps utilisés ainsi que leur

spécificité ^{ont été} reportés ^dans le tableau I.

Anticorps polyclonaux

Il s’agissait ^d’un allo-sérum de souris anti-la (ÇL

8701, Cedarlane, Hornby) qui reconnaît par ^ré- action croisée des antigènes ^de classe Il du CMH du _porc (Shinohara ^et Sachs, 1982).

Anticorps secondaires

L’anticorps secondaire était représenté par des

IgG biotinylées de mouton anti-Ig ^{de souris} (RPN 1061, Amersham, Amersham)

Complexe

streptavidine-biotine-péroxydase

Il s’agissait ^du complexe streptavidine ^biotine péroxydase commercialisé par Amersham (RPN 1051, Amersham, Amersham).

Mélange ^révélateur

Ce mélange était obtenu après filtration (0,45 pm) ^d’un mélange ^à 0,5 mg/ml ^{dans du} tampon phosphate (0,15 M) (PBS), ^{de 3-3’} tétrachlorhy-

drate de diamine benzidine (réf 18865, Serva Feinbiochemica, Heidelberg) ^{et de 0,078%}

d’eau oxygénée, avec ou sans chlorure de ^co- balt (0,3 mg/ml, Ega-Chemie, Steinheim/Albuch) (Adams, 1981). ).

Technique de coloration

Fixation des anticorps

Après ^{sortie du} congélateur, les coupes ^ont été

réhydratées ^{dans 3} bains successifs de PBS

sans calcium ni magnésium. Les coupes étaient

alors recouvertes par 100 wl d’anticorps pri-

maire (anticorps monoclonal sous forme de sur-

nageant ^de culture) ^ou de milieu de culture d’hy-

bridome comme témoin, pendant ^{60 min à} température ambiante, ^en chambre humide.

Après ³ lavages de 10 min dans du PBS sans

Ca ni Mg, elles étaient recouvertes par 100 pl d’IgG biotinylées ^{de mouton} anti-Ig ^{de souris}

aux dilutions 1/20, ^{1/40 ou 1/80 en PBS-} calcium (9 mM), magnésium (5 mM), ^{sérum al-}

bumine bovine (SAB) (1 %) ^{durant 60 min à tem-} pérature ^{ambiante. Les} coupes ont été de ^nou- veau lavées 3 fois comme ci-dessus.

Révélation de l’activité péroxydasique

La révélation de la péroxydase endogène ^{a été}

effectuée en présence ^{de 100} wl de révélateur

avec du chlorure de cobalt. Les coupes ont été incubées (20 min, température ambiante) puis

lavées (3 fois, ¹⁰ min, PBS sans calcium ni

magnésium). ^Ensuite, chaque coupe ^a été re- couverte avec 100 (ii ^de complexe streptavi- dine-biotine-péroxydase (RPN1051, Amersham, Amersham) ^{dilué au 1/400 en} PBS calcium-

magnésium, ^{1% SAB} puis ^incubée (30 min, température ambiante, chambre humide) ^et

lavée (3 fois, 10 min, PBS sans calcium ni ma-

gnésium).

La révélation de la péroxydase liée à la fixa- tion du complexe ^a été effectuée _par recouvre- ment de chaque coupe ^avec 100 pl ^{de révéla-}

teur sans chlorure de cobalt puis incubation (20 min, température ambiante) ^et lavage (3 ^{fois 2} min, ^eau du robinet).

Intensification de la coloration

Chaque coupe était incubée 5 min dans un bain d’acide osmique (0,3 %) puis ^lavée (6 fois, ² min, ^{eau du} robinet).

Contre coloration

Chaque coupe ^a été recouverte avec 100 wl d’hématoxyline ^{de Harris} (réactifs RAL, ^Pointet Girard, Villeneuve-la-Garenne) pendant ^{15 s} puis ^lavée (3 ^{min à l’eau} courante). Après ^incu-

bation de 3 min dans de l’acide acétique (2%) ^et lavage (3 min, eau du robinet), chaque coupe ^a été recouverte de carbonate de lithium saturé (3 min) ^{et lavée} (3 min, ^{eau du} robinet).

Déshydratation ^et montage

La déshydratation des coupes ^a été effectuée par trempages successifs dans des bains d’éthanol de concentrations croissantes (un ^bain à 70°, ^{un à} 90°, ^{deux à} 100°, ^{3 min} chacun) puis

dans du toluène (2 bains, ³ min). Les coupes ont été ensuite montées ^en baume artificiel (Eu- kitt, Kindler, Freiburg).

Interprétation ^et expression

des résultats

Après chaque étape, les contrôles de la colora- tion ont été effectués à l’oeil nu et au micro- scope. Après coloration, les observations ont été faites au grossissement 625, à l’aide d’un

microscope optique (Dialux, Leitz, Wetzlar) ^en distinguant ^{2 zones :} l’épithélium et la lamina

propria. Les cellules colorées ont été dénom- brées parmi ³ fois 100 cellules épithéliales ^et parmi 3 fois 100 champs microscopiques ^de 0,004 mm 2 chacun de la lamina propria. ^{Les ré-}

sultats sont exprimés ^en nombre moyen de cel- lules _{pour 100} cellules épithéliales ^ou pour ¹⁰⁰

champs microscopiques (± SEM). Le diamètre moyen ^de chaque cellule colorée ^a été évalué à l’aide d’un micromètre oculaire.

L’activité péroxydasique endogène ^{se révélait}

sous la forme de granules cytoplasmiques ^colo-

rés ^en bleu-noir par la diaminobenzidine ^en pré-

sence de chlorure de cobalt. La coloration obte-

nue après marquage ^{avec les} anticorps ^et

fixation du complexe streptavidine-biotine- péroxydase était d’une teinte brune uniforme soit membranaire _pour les lymphocytes ^{et les macro-} phages, ^soit cytoplasmique pour les plasmocytes.

RÉSULTATS

Composantes cellulaires de la réponse immunitaire

Non lymphocytaires Macrophages

Les macrophages dépourvus d’activité pé-

roxydasique endogène ^ont été révélés par

la présence ^{d’un liseré brun} cytoplasmique

avec l’anticorps monoclonal 74.22.15.

Dans l’épithélium, ^ces macrophages ^ne

se retrouvaient qu’au niveau des cryptes.

Dans le tissu conjonctif ^des villosités, les macrophages d’un diamètre de 7 à 15 5 pm étaient ⁷ fois moins fréquents que dans le tissu conjonctif ^des cryptes (ta- bleau 11).

Lymphocytes

Dans l’épithélium, ^les lymphocytes ^{se dis-}

tribuaient entre les cellules épithéliales ^et

étaient plus nombreux dans l’épithélium

des villosités que dans celui des cryptes.

D’un diamètre de 7 à 10 0 pm, ils révélaient le phénotype ^{T et} étaient dans l’épithélium

des villosités, ^en majorité constitués par des lymphocytes ^T cytotoxiques (T8).

Dans l’épithélium ^des cryptes ^des lympho- cytes ^{T4 et T8 se} distribuaient avec une

fréquence identique (tableau 11).

Dans le tissu conjonctif de la lamina

propria, ^{on a} observé la présence ^de lym- phocytes ^{T et de} lymphocytes ^{de la} lignée

B. Les lymphocytes ^{T avaient un diamètre}

de 6 à 10 0 pm comme ceux de l’épithélium.

Le nombre de lymphocytes auxiliaires était

en moyenne supérieur à celui des lympho- cytes cytotoxiques que ^ce soit dans les villosités ou dans les cryptes (tableau 11).

La somme des lymphocytes T auxiliaires et suppresseurs redonne le nombre de

lymphocytes ^{T, montrant} ainsi que tous les

lymphocytes ^{T ont bien été} marqués.

Les cellules de la lignée ^B présentaient

un marquage soit membranaire, soit cyto- plasmique. Elles étaient présentes unique-

ment dans la lamina propria, ^de préférence

sous les cryptes.

Les cellules à immunoglobulines ^mem-

branaires (14-18 8 pm) représentaient ^55%

des cellules à immunoglobulines. ^{Le reste}

était constitué par des cellules à immuno-

globulines cytoplasmiques d’un diamètre

plus ^élevé (18-23 wm). Les cellules conte- nant des immunoglobulines étaient pres- que exclusivement d’isotype IgA, que ^ce soit dans les villosités ou les cryptes (ta-

bleau 11).

Là _encore, la somme des différents iso- types redonne bien le nombre de cellules contenant des immuglobulines, indiquant

que ^toutes les cellules ont été marquées.

Cellules épithéliales

Les antigènes de classe 1 du CMH étaient

présents ^sur la bordure en brosse des cel- lules épithéliales, que ^ce soit au niveau des villosités ou des cryptes. ^En revanche, les antigènes ^{de classe} Il du CMH étaient localisés uniquement ^sur la bordure en

brosse des cellules épithéliales des villosi- tés.

Composantes ^humorales

Composant ^secrétoire

Ce composant ^n’a été trouvé que ^sur la

zone apicale des cellules épithéliales ^du

fond des cryptes.

Immuglobulines ^{A de} l’épithélium

La présence ^{de cet} isotype ^se signalait ^sur

la bordure en brosse et sur la membrane basolatérale des cellules épithéliales, par

un liseré brunâtre plus ^{intense au niveau}

des cryptes que des villosités.

DISCUSSION

Les techniques immunohistochimiques ^uti-

lisant la péroxydase sont souvent utilisées pour la caractérisation antigénique ^des

cellules dans les tissus. Ces techniques

permettent d’utiliser un système d’amplifi-

cation du signal. ^D’autre part, et contraire- ment aux techniques ^utilisant la fluores- cence, le signal obtenu est stable dans le

temps, ^ce qui permet d’effectuer une ob- servation plus détaillée des coupes de tissu. Cependant dans les tissus infiltrés par des cellules à péroxydase endogène

comme les granulocytes ^{et les} monocytes,

leur coloration gêne l’observation des cel- lules spécifiquement marquées par ^un anti- corps. Pour faciliter cette observation, ^la péroxydase endogène peut être inhibée.

Cependant, ^les techniques d’inhibition de la péroxydase endogène risquent d’empê-

cher tout marquage spécifique ^ultérieur (Malorny ^{et al,} 1988). Pour éliminer ce ris- que nous avons mis au point ^{une techni-}

que ^{au cours} de laquelle les cellules à pé- roxydase endogène ^ont été différenciées des cellules marquées par la révélation de la péroxydase endogène (avec chlorure de

cobalt) ^avant la fixation du système ^révéla- teur, ^{tout en} préservant ^ce marquage.

Cette technique de coloration nous a

permis de différencier très facilement les cellules reconnues par les anticorps ^des

cellules à péroxydase endogène, ^les- quelles ^sont présentes ^en grand ^nombre

dans la lamina propria.

Nos résultats montrent que, chez ^un porc sain, les cellules infiltrant la mu-

queuse intestinale ^{ne sont} pas distribuées

au hasard. Certaines cellules sont situées

plutôt ^dans l’épithélium des villosités (lym- phocytes T8) alors que d’autres ^se situent dans la lamina propria ^des cryptes (lym- phocytes ^{T4, cellules B,} macrophages).

Le nombre de lymphocytes intraépithé-

liaux que nous avons observé est en accord

avec les observations de Chu chez le porc

(Chu ^et al, 1979) qui ^{trouve 27,3} lympho- cytes pour 100 cellules épithéliales. ^Ces lymphocytes intraépithéliaux, déjà ^observés

chez l’homme (Fergusson, 1977 ; ^Cerf-

Bensussan et_a!, 1.!983 ; Dofjbins, 1986), ^la

souris (Glaister, 1973) ^{et le} porc (Vega-

Lopez ^et al, 1993), ^étaient supérieurs ^en

nombre à ceux observés dans l’épithélium des cryptes. Cette différence pourrait ^être

due à un rôle particulier que pourraient jouer ^ces lymphocytes dans les villosités.

Les lymphocytes intraépithéliaux ^sont

des lymphocytes ^T. L’épithélium ^{des villosi-} tés est enrichi en lymphocytes ^{T8 comme}

chez l’homme (Janossy ^et al, 1980 ; Selby

et al, 1981, 1983 ; Cerf-Bensussan et al, 1983), la souris (Mc ^{Dermott et} al, 1986 ; Ernst et al, 1986), ^{le rat} (Lyscom ^et al, 1982) ^et le porc (Bianchi ^et al, 1992 ; Vega-Lopez ^{et al,} 1993).

La différence de répartition ^des lympho- cytes ^{T4 et T8} intraépithéliaux ^{dans les}

villosités et les cryptes correspond ^{à une} augmentation ^des lymphocytes ^{T8 dans} l’épithélium ^des villosités, augmentation qui pourrait être due soit à une prolifération

des lymphocytes ^{T8 sous} l’effet de stimula- tions antigéniques ^{à ce niveau de} l’épithé- lium, soit à une voie de passage particu-

lière à partir ^{du tissu} conjonctif ^sous- jacent.

Les lymphocytes ^{T sont} également pré-

sents dans l’ensemble de la lamina propria

comme chez l’homme (Janossy ^{et al,} 1980 ; Selby et al, 1981 ; Cerf-Bensussan et al, 1983), ^{le rat} (Lyscom ^{et al,} 1982) ^et

le porc (Vega-Lopez ^{et al,} 1993). ^Ces lym- phocytes ^{T sont enrichis en} lymphocytes

T4 de même que chez l’homme (Cerf-

Bensussan et al, 1983) ^et le porc (Vega- Lopez ^{et al,} 1993). ^La présence ^{des cel-}

lules de type ^{T4 à ce niveau} suggère ^une possibilité de reconnaissance locale de

l’antigène. Cette reconnaissance nécessite la présence de cellules présentatrices d’antigène. Chez le porc, la présence ^dans

l’intestin de telles cellules présentant ^des antigènes de classe Il du CMH a déjà ^été

démontrée (Vega-Lopez ^{et al,} 1993) ^et

notre étude montre que des macrophages

sont présents dans la lamina propria. ^Leur

nombre semble être en relation avec celui des cellules B.

Parmi les cellules B, ^{la forte} proportion

de cellules à IgA ^a déjà été observée chez l’homme (Dobbins, 1986), la souris (Mc

Dermott et al, 1986) ^et le porc (Allen ^and Porter, 1977 ; Butler et al, 1981 ).

La lamina propria ^des cryptes ^est plus

riche en cellules B que celle des villosités,

ce qui pourrait ^{être en relation avec la} pré-

sence d’IgA ^{et de} composant sécrétoire au

niveau des cellules épithéliales ^des cryptes ^{dont la} présence ^a déjà ^{été dé-}

montrée chez l’homme (Scott ^{et al,} 1981 ).

D’autre part, la localisation des anti-

gènes d’histocompatibilité ^{de classe I et de}

classe Il au niveau de l’épithélium ^{est iden-} tique à celle observée chez l’homme (Scott

et al, 1980 ; ^Gorvel et al, 1984), ^le cobaye (Wiman ^{et al,} 1978) ^{et le rat} (Mayrhofer ^et al, 1983 ; ^{Bland and} Warren, 1986).

En conclusion, ^nos résultats sont conformes à ceux déjà observés dans d’autres espèces par différents ^auteurs uti- lisant des techniques différentes.

Cependant ^nous démontrons que l’épi-

thélium des villosités se caractérise par la

présence quasi exclusive de lymphocytes

T8 alors que, dans celui ^des cryptes, ^les lymphocytes ^{T8 et T4 se} distribuent avec

la même fréquence. ^D’autre part ^{nous dé-}

montrons que la lamina propria ^des cryptes, bien que présentant la même den- sité en lymphocytes ^{T4 et T8} que ^{la lamina} propria ^des villosités, ^{est 12 fois} plus riche

en cellules B et présente ^{8 fois} plus ^{de ma-} crophages.

D’autre part les résultats de notre étude, établis sur coupe d’iléum, ^sont proches ^de

ceux décrits pour des suspensions ^de lym- phocytes ^{isolés, soit de} l’épithélium, ^{soit de}

la lamina propria du duodénum (Salmon, 1987 ; Salmon ^et al, 1990).

Toutes les composantes ^{de la} réponse

immunitaire sont donc présentes ^{dans la}

muqueuse intestinale. Cependant, ^étant

donné la localisation particulière ^{des cel-}

lules T8, il apparaît nécessaire de procé-

der à des études fonctionnelles de ces cel- lules. D’autre part, il serait intéressant de refaire ce même travail sur des animaux infectés par le virus de la GET du porc afin d’observer une éventuelle modification dans la répartition des différentes popula-

tions cellulaires de l’ileum, lieu des lésions dues à ce virus (Savey ^et Laude, 1979).

La GET _{du porc} représente ^{donc un mo-}

dèle intéressant pour l’étude de la réponse

immunitaire au niveau de la muqueuse in- testinale en dehors des plaques ^de Peyer, plus particulièrement ^{au niveau de} l’épithé-

lium.

REMERCIEMENTS

Les auteurs tiennent à remercier C Le louedec pour l’aide à la rédaction et M Dixneuf pour la

frappe ^{du manuscrit.}

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