HAL Id: hal-00885505
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Submitted on 1 Jan 1992
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Analyse des plantes de melon (Cucumis melo L) issues de croisements avec du pollen irradié à différentes doses
F Cuny, R Dumas de Vaulx, B Longhi, R Siadous
To cite this version:
F Cuny, R Dumas de Vaulx, B Longhi, R Siadous. Analyse des plantes de melon (Cucumis melo L)
issues de croisements avec du pollen irradié à différentes doses. Agronomie, EDP Sciences, 1992, 12
(8), pp.623-630. �hal-00885505�
Amélioration des plantes
Analyse des plantes de melon (Cucumis melo L)
issues de croisements avec du pollen irradié
à différentes doses
F Cuny R Dumas de Vaulx B Longhi R Siadous
1 Université d’Avignon, Laboratoire de cytologie et pathologie végétales, 33, rue Louis-Pasteur, F-8400 Avignon;
2INRA, station d’amélioration des plantes maraîchères, domaine Saint-Maurice, F-84143 Montfavet Cedex;
3
Institut montpelliérain d’imagerie médico-biologique, service de cytométrie en flux, mini-parc, bâtiment 2,
rue de la Croix-verte, F-34090 Montpellier;
4Commissariat à l’énergie atomique, département de biologie, service de radioagronomie, CEN de Cadarache, F-13108 Saint-Paul-Lez-Durance Cedex, France
(Reçu le 13 février 1992; accepté le 18 juin 1992)
Résumé — Chez le melon, les
conséquences
de l’irradiation y dupollen
dugénotype
Védrantais sur le rendement enembryons et en plantules haploïdes sont évaluées après autopollinisation et
après
hybridation avec legénotype F 1 G I .
L’utilisation de marqueurs
génétiques
nucléaires permet de confirmerl’origine parthénogénétique
des embryons obte-nus. La perturbation du processus de double fécondation semble mieux
acceptée
par legénotype F 1 G I (3,4
d’em-bryons
pour 100graines)
que par Védrantais(2 d’embryons
pour 100graines).
Quelles que soient les doses d’irradia- tioncomprises
entre 0,15 et 2,5kGy,
laréponse parthénogénétique
esttoujours présente.
Pour legénotype
Védrantais testé, l’induction d’embryons est plus élevée en été qu’en automne. Au maximum 70% de ces embryons
placés
sur un milieu de culturespécifique
ont évolué enplantes
haploïdes. Le niveau de ploïdie des plantules a été déterminé encytométrie
en flux àpartir
de feuilles. Actuellement, l’utilisation en routine de cette technique permet untri
précoce
desplants
in vitro et l’éliminationrapide
desdiploïdes
issus de fécondations accidentelles. Aucun aneu-ploïde n’est détecté. Toutes les plantes obtenues
présentent
lesphénotypes
normaux attendus.cytométrie
en flux/ parthénogénèse
/ embryon / niveau de ploïdieSummary —
Analysis of musk melon plants (Cucumis meloL)
obtained after pollinationwith γ-
irradiated pol- len: effect of different doses. In musk melon, the effects ofγ-irradiation
applied topollen,
onhaploid embryos
andplantlet
production have been evaluated after autopollinization orhybridization.
The use of nuclear genetic markers con-firmed the parthenogenetic origin of these embryos. The disruption of the double fertilization process seemed to be bet- ter accepted by the genotype
F 1 .G I (3.4%
of embryos) than by Védrantais(2%
of embryos). Whatever the irradiation dose between 0.15 and 2.5kGy,
theparthenogenetical
response wasalways
present. For the Védrantais genotype, em- bryo induction was higher during summer than in autumn. A maximum of 70% of those embryos placed on aspecific
cul-ture medium developed into haploid plants. Plantlet ploidy was determined from leaves using flow cytometry. Routine
use of this method allows an early screened of plantlets and efficient elimination of diploids obtained from accidental fer- tilization. No
aneuploid
was detected. All theplants
obtained showed the normal expected phenotypes.flow cytometry / parthenogenesis / embryo
/ ploidy
levelINTRODUCTION
Chez le melon
(2n
= 2x =24),
l’irradiation dupol-
len à 0,3
kGy
apermis
d’obtenir pour la pre- mière fois deshaploïdes,
avec un rendement in-téressant : 2%
d’embryons haploïdes (Sauton
etDumas de
Vaulx, 1987).
L’utilisation de mar-queurs
génétiques
nucléaires confirme leur ori-gine parthénogénétique.
Mais iln’y
a que la combinaison de lapollinisation
avec dupollen
inactivé par irradiation et de la culture d’em-
bryons
immaturesqui permette
l’obtention deplantes haploïdes
parparthénogenèse
in situ.Jusqu’à présent,
cettehaplométhode
n’a été tes-tée que chez très peu
d’espèces végétales,
etseul un
petit
nombre aréagi positivement (Iva-
nov, 1938: Brewbaker et
Emery, 1962).
Il a sou-vent été constaté que la dose d’irradiation
appli- quée
aupollen joue
un rôle essentiel dans l’efficacité de latechnique. Ainsi, généralement,
des
hybrides
dephénotypes
souvent anormaux etstériles
(Powell
et al, 1983;Daskalov,
1984;Eng-
vild,
1985; Sari Gorla et al,1987),
résultant vrai-semblablement d’un état
d’aneuploïdie
de leurcontenu
chromosomique
nucléaire(Snape
etal, 1983),
sont obtenus à faibles doses.Lorsque
ladose d’irradiation
augmente,
ceshybrides dispa-
raissent
progressivement
auprofit
deshaploïdes (Pandey
etPhung,
1982;Raquin, 1985; Zhang
etLespinasse, 1991). À
fortes dosesd’irradiation,
laproduction d’haploïdes
estquasiment nulle,
alors que l’obtention de fruitsparthénocarpiques peut
exister(Zamir,
1983; Sanfordet al,
1984;Zhang
et
Lespinasse, 1991).
Afind’optimiser
l’inductiond’haploïdes
chez le melon, l’étude des effets des doses d’irradiationappliquées
aupollen
a été en-visagée.
Généralement,
le niveau deploïdie
d’uneplante
est déterminé par dénombrement des chromosomes dans lesfigures mitotiques
descellules
méristématiques.
Les cellules en mitosesont
fixées
au stademétaphase
et l’ADN est co-loré par la méthode de
Feulgen.
Cettetechnique
bien que très fiable est
fastidieuse,
et de ce fait nepeut
être utilisée en routine. D’autrestechniques
dites indirectes
permettent
deconnaître,
par ex-trapolation,
le niveau deploïdie
du matérielvégé-
tal testé. Il
s’agit
parexemple,
de dénombrer leschloroplastes
dans les cellules degarde
des sto-mates ou encore les pores
germinatifs
desgrains
de
pollen.
Leshaploïdes
sontgénéralement
révé-lés par leur stérilité.
Cependant,
cette dernièreobservation nécessite l’attente de la floraison de la
plante
et latechnique
de détectiond’haploïdes
s’avère ainsi lourde et coûteuse.
Récemment,
la détermination du niveau deploïdie
basée sur lamesure de la teneur en ADN des noyaux en inter-
phase
parcytométrie
enflux,
a étéappliquée
auxvégétaux (De
Laat etal,
1987; Brownet al, 1991).
Notre
objectif
a été d’utiliser cettetechnique cyto- logique
pour lemelon,
afin de détecter defaçon
fiable et routinière les
haploïdes parthénogénéti-
ques induits par irradiation du
pollen,
à différentes doses. Nous déterminons dansquelle
mesured’éventuels
aneuploïdes peuvent
être détectés par cette méthode.MATÉRIEL
ETMÉTHODES
Matériel
végétal
et conditions de culture desplantes
mèresLa variété Védrantais,
lignée
pureandromonoïque
du typeCantaloup
Charentais(obtention
Vilmorin), est utilisée à la fois comme parent pollinisateur et commeparent femelle. Une seconde variété, PI124111 x
gl/
yg/nsv, notée
F 1 G I
estégalement
utilisée comme pa- rent femelle. Celle-ci, dephénotype
monoïque, pos- sède les allèles récessifsglabre
et yellow-green(cou-
leur du
feuillage)
à l’étathétérozygote.
L’expérimentation
a été réalisée pendant 2 annéessuccessives à la station d’amélioration des plantes de
l’INRA de Montfavet, afin de détecter un éventuel effet saison sur l’obtention d’embryons
haploïdes.
Les plantes mères ont été cultivées :- durant les mois de septembre et d’octobre 1989 dans une serre cooling system vitrée;
- durant les mois de mai et juin 1990 dans un tunnel plastique.
Irradiation du
pollen
Les fleurs mâles sont
prélevées
le matin de l’anthèse et irradiées aux rayons gamma le jour même. Les irra- diationsy émises
par une source au cobalt 60 (1,184 x 105Bq) sont effectuées au centre d’étude nucléaire de Cadarache
(ionisateur Cigal,
France). Le débit utilisé est de 79Gy/min.
Des doses de 0,15; 0,5; 1,6; 2,5;3,6 ou 4
kGy
ont étéappliquées
aux fleurs mâles.Réalisation des
pollinisations
manuellesLes fleurs hermaphrodites de la variété Védrantais sont castrées puis ensachées 24 h avant l’ouverture des
pétales
et l’anthèse. Les fleurs femelles deF 1 G I
sont fermées la veille de l’anthèse avec une paire de pinces. Le jour de l’anthèse, chaque fleur est pollini-
sée par le pollen irradié de 4 fleurs. Les stigmates
sont toujours saturés en
pollen.
Enfin, les fleurs sontensachées ou fermées à nouveau, selon le cas.
Sauvetage
desembryons
immaturesLes fruits sont récoltés 20 j
après
la pollinisation, c’est-à-dire avant la maturité totale du fruit
qui
se situe envi-ron 15 j plus tard. Les
graines prélevées
dans les fruits, préalablement désinfectées parflambage,
sontouvertes aseptiquement au
scalpel,
sous loupe bino-culaire. Les embryons en sont extraits et sont
placés
en conditions aseptiques sur le milieu de culture spéci-
fique
des embryons de melon(Sauton
et Dumas de Vaulx,1987).
La mise en oeuvre de la culture in vitroest
indispensable
à lapoursuite
dudéveloppement
des
embryons
immatures.Repiquage
etclonage
desplantules
Les
embryons placés
sur le milieu de culture se déve-loppent en plantules qui peuvent être transférées 7 à
15 j plus tard en tube à essai sur le même milieu de cul- ture.
Quelques
gouttes d’une solution 10-5 M degibbé-
relline GA3 sont déposées sur les apex caulinaires non
développés.
Lesplantules âgées
d’environ 1 mois sont clonées parbouturage
des nœuds sur le même milieu.Les cultures en boîtes de Pétri ou en tube à essai sont
placées en chambre climatisée en
photopériode
de 12 het à une
température
constante de 25 °C.Quinze j après
chaque bouturage, les plantes au stade «3 à 4 feuilles» peuvent être transférées en pots individuels,sous serre. Cependant, une partie du matériel
végétal
est conservée in vitro par
bouturages
successifs en vuedes
analyses
ultérieures.Tri des
plantes
Analyses
descaractéristiques génétiques
des
plantules
issues de laF 1 G I
Le
phénotype correspondant
à l’allèleglabre
est détec-té précocement sur les plants in vitro. Par contre, l’al- lèle
yellow-green,
responsable de la couleur vert-jaunedes feuilles, est détecté
plus
tardivement sur lesplan-
tules transférées en terre.
Observations
morphologiques
Les plantes haploïdes
présentent
des fleurs depetites
tailles et les anthères contiennent des grains de pollen
stériles.
Observations
cytologiques
Le dénombrement chromosomique est effectué par la méthode de
Feulgen,
sur despointes
racinaires deplantes en croissance active
après
leur transfert enterre. Les
pointes
racinairesprélevées
en fin de mati- née sont traitées selon la technique décrite par Dumasde Vaulx (1970).
Analyse
du niveau deploïdie
des feuilles parcytométrie
en fluxLa détermination du niveau de ploïdie a été réalisée
au service de
cytométrie
en flux de l’Institutmontpellié-
rain d’imagerie
médico-biologique.
Le cytomètre utiliséest un ACR 1400
(Bruker) équipé
d’unelampe
à va-peur de mercure Ushio-102DH-100 W et de 4 tubes
photomultiplicateurs (PMT) (longueur
d’onde d’excita- tion : 490 nm ± 10 nm; fluorescence de l’iodure de pro-pidium : 640 nm ± 80
nm).
Une feuille est hachée rapidement à la lame de ra-
soir dans 0,5 ml de tampon
phosphate
pH 7,10 conte-nant
KNO 3
20 mM,NH 4 NO 3
20 mM,CaCl 2
3 mM,MgSO
4
1,5 mM,KH 2 PO 4
1,2 mM, sorbitol 50 mM etthioglycolate
de Na 50 mM. La suspension est ensuitefiltrée sur toile à bluter en nylon d’une ouverture de maille de 50 μm. On
ajoute
ensuite l’iodure depropi-
dium (concentration finale : 50 μg/ml) ainsi que du Tri- ton X-100
(concentration
finale : 0,1%v/v).
L’échan-tillon est mis à colorer
pendant
15 min à 4 °C et àl’obscurité. La coloration des acides nucléiques
double-brin est obtenue par l’iodure de propidium
(fluorochrome
intercalantspécifique
des acides nu-cléiques
double-brin ADN etARN).
L’intensité de fluo-rescence rouge de l’iodure de
propidium
mesurée estproportionnelle
à laquantité
d’ADN présente dans les noyaux(l’iodure
de propidium se fixe sur l’ADN demanière
stoechiométrique).
Pour améliorer la
précision
et larépétabilité
desmesures, nous utilisons une référence interne dans
chaque échantillon: 1 000 à 10 000 noyaux en sus-
pension d’une graminée
(ray-grass)
sontajoutés
àl’échantillon avant coloration de l’ADN. Les noyaux de la
graminée
sont isolés dans les mêmes conditions que ceux de l’échantillon. Le pic supplémentaire obte-nu est utilisé comme référence
(étalon).
RÉSULTATS
ET DISCUSSION Nouaison des fruits et rendementen
embryons
en fonctionde la dose d’irradiation
appliquée
aupollen
Les fruits se sont
développés
dans tous lescas, hormis ceux issus de fleurs non
pollini- sées,
dont l’ovaire aséché,
oupollinisées
avecdu
pollen
irradié à 3,6 et 4kGy.
La dose létalepour le
pollen
de melon est de 4kGy (Cuny
etRoudot, 1991).
Pour des doses d’irradiation in- férieures à 1,6kGy,
le taux de nouaison n’est pas affecté par l’irradiation dupollen. Lorsque
le
pollen
est traité aux rayons gamma, 97% desgraines
des fruits obtenus ne sont pas em-bryonnées.
Deuxtypes d’embryons
sont obser- vés : desembryons bloqués
au stadeglobu-
laire et des
embryons cotylédonnaires (embryons
en forme decœur).
Ces derniers neremplissent
que la moitié de lagraine.
Leurscotylédons
sont étalés etplus
ou moinsdissy- métriques.
Des irradiations dupollen comprises
entre 0,15 et 2,5
kGy
donnent des rendementsen
embryons pratiquement identiques. Cepen-
dant 3 faits
marquants peuvent
êtresoulignés : 1)
les rendements enembryons
sontplus
éle-vés pour le
génotype
femelleF 1 G I
que pour Vé-drantais;
eneffet,
lepourcentage d’embryons cotylédonnaires
est de l’ordre de2,4%
par fruit pour legénotype F 1 G I (tableau I)
et de1,4%
seulement pour Védrantais
(tableau II);
cet effetdu
génotype
duparent
femelle sur le rende-ment en
embryons
adéjà
étésignalé
chez lemelon
(Brun, 1990);
on notera que le meilleur rendement enembryons
par fleurpollinisée
estobtenu pour le
génotype F 1 G I , après
irradiation dupollen
à la dose de 1,6kGy; 2)
pour les deuxgénotypes,
les rendements enembryons globu-
laires sont
toujours
2 à 3 foisplus
faibles queceux en
embryons cotylédonnaires; 3)
pour legénotype Védrantais,
le seultesté,
on constateun effet très net de la saison sur le rendement
en
embryons
en fonction de la dose d’irradiationappliquée
aupollen;
eneffet,
lors del’expéri-
mentation de
juin-juillet
1990(tableau II),
lesrendements les
plus
élevés sont obtenus auxfortes doses d’irradiation
(0,5
et1,6 kGy);
àl’op-
posé,
lors del’expérimentation
d’automne 1989(tableau III)
l’irradiation à faible dose(0,15 kGy)
fournit les meilleurs rendements. De toute
façon,
les rendements lesplus
élevés sont tou-jours
obtenus en début d’été.Chez les autres
espèces végétales,
où descroisements intra- et
interspécifiques
ont été ré-alisés avec du
pollen irradié,
laproduction
d’em-bryons après
irradiation à forte dose n’ajamais
été
signalée
à notre connaissance. Les rende- ments enembryons haploïdes parthénogénéti-
ques, cités dans la
bibliographie,
sontgénérale-
ment très faibles et
n’atteignent
que très rarement les 3,4% obtenus chez le melon(Doré,
1989;
Raquin,
1985; Rode et Dumas de Vaulx,1987).
Le melonprésente
donc uncomporte-
ment relativement
original
vis-à-vis de l’irradia- tion dupollen;
celapourrait
être laconséquence
d’une radiorésistance
pollinique élevée, DL 50
=3
kGy (Cuny
etRoudot, 1991).
Rendement de
l’haplométhode
mesuréeen nombre de
plants
in vitro viablesGénéralement,
le taux dereprise
de croissance desembryons globulaires
est très faible : dansle meilleur des cas, 29% des
embryons
évoluenten
plantules.
Par contre, lareprise
de crois-sance des
embryons cotylédonnaires,
est nette-ment
plus
élevée : 70% desembryons cotylé-
donnaires du
génotype F 1 G I (tableau I)
et 55%de Védrantais
(tableau III)
donnent desplan-
tules. Pour ce
dernier,
les conditions automnales del’expérimentation peuvent
être la cause de lareprise
de croissanceplus
faible des em-bryons.
De nombreuxplants
in vitro sont anor-maux. Ils sont caractérisés par une absence
de système
caulinaire alors que lesystème
racinaire ainsi que
l’hypocotyle
sedéveloppent
normalement.
Après
environ 3 mois de culture in vitro, lamajorité
de cesplantules
anormalesdégénèrent,
cequi
conduit à uneperte impor-
tante de matériel. Parfois la stimulation de
l’apex
caulinaire par des
gibbérellines permet
le déve-loppement
d’uneplantule
tout à fait normale.Après
6 mois de culture invitro,
seules lesplan-
tules
présentant
undéveloppement
normal sontconservées
(tableaux
I etIII).
Les avortements, les
problèmes
degermina-
tion des
embryons
et de croissance desplan-
tules
peuvent
résulter de laprésence
degènes
récessifs délétères
qui s’expriment
du fait del’état
haploïde
du matérielvégétal.
Contrairement à notre attente, les
plus
faiblesrendements en
plants
sont obtenus à faible dose d’irradiation(tableaux
I etIII).
Cette situation pa- radoxale et inattendue adéjà
étéévoquée
chezde nombreuses autres
espèces végétales.
Parexemple,
chez lepommier,
leshaploïdes parthé- nogénétiques
obtenusaprès
irradiation dupollen
à 0,125
kGy
ne sont pasviables,
alorsqu’ils
lesont aux doses
plus élevées,
0,5kGy (Zhang
etLespinasse, 1991).
Demême,
chez lemaïs,
les effets de l’irradiation dupollen (stérilité,
nombrede
grains
parépis...) apparaissent plus
pronon- cés à 0,1kGy qu’à
0,2kGy (Sari
Gorla etal, 1987). Pandey
etPhung (1982) expliquent
cesrésultats par le fait que vraisemblablement les faibles doses d’irradiation n’altèrent que très peu le
système
nucléaire dupollen, qui
conserveainsi certaines
potentialités
fécondantes. Il en ré- sulte la formationd’hybrides plus
ou moins sté-riles, d’aneuploïdes
etd’haploïdes. L’apparition
des
phénotypes
anormaux et les stérilités sontprincipalement
laconséquence
de l’état aneu-ploïde
instauré et desréarrangements
chromo-somiques qui
en résultent(Snape
etal, 1983).
Les fortes doses
d’irradiation, beaucoup plus drastiques,
altèrent fortement lesystème
nu-cléaire
pollinique
et conduisent à la formation d’un seultype
depollen
non fécondant mais in- ducteurd’haploïdes
ou dediploïdes,
parparthé- nogenèse
in situ.Niveau de
ploïdie
desplantes
L’examen
cytologique
réalisé sur lespointes
deracines
après
coloration par latechnique
deFeulgen
révèle laprésence
de nombreuses ra-cines
mixoploïdes (n,
2n,4n).
Du fait de la diffi- culté à dénombrer les celluleshaploïdes
par rap-port
aux autres cellules sur lespréparations racinaires,
nous n’avons souvent pas pu conclure en cequi
concerne le niveau deploïdie
de certains clones.
L’analyse
encytométrie
en flux des feuilles desplants
invitro, permet
la détermination ra-pide
etprécise
du niveau deploïdie
du clonetesté. Cette
technique
est basée sur la mesurede la teneur en ADN des noyaux
interphasiques.
Du fait de la forte corrélation
qui
existe entre leniveau de
ploïdie
déterminé par lacytométrie
enflux et le nombre
chromosomique,
leshaploïdes peuvent
être facilement détectés(Fahleson
etal, 1988).
En calibrant l’échelle de fluorescence rouge au moyen d’échantillons de niveaux deploïdie
connus(plantules diploïdes),
le niveau deploïdie
des échantillonspeut
être déterminé parcomparaison.
La
présence
simultanée depics 2C, 4C,
8Csur un même
histogramme
obtenu àpartir
d’unemême feuille révèle l’état
mixoploïde
stable dumelon
(fig 1a).
Pour la détermination du niveau deploïdie,
seul lepremier pic
est retenu, et celaquelle
que soit sonamplitude.
On posel’hypo-
thèse que le
premier pic
reflète le niveau deploï-
die
germinale.
Laprésence
demixoploïdie
exclutla
possibilité
de déterminer lesproportions
exactes de cellules dans
chaque
niveau deploï- die,
pour deux raisons :- le second
pic
contient à la fois les cellules ha-ploïdes
enphase G 2 /M
c’est-à-dire en division et les cellulesdiploïdes
enphase G 0 /G 1 ;
- le second
pic peut
contenir de 0 à 3% de dou- blés de cellules enG 0 /G 1
et ainsi de suite(en
pro-portions respectives)
pour les zones4C,
8C...Chez le
génotype F 1 G I ,
toutes lesplantes
ob-tenues à
partir
depollen
irradié aussi bien à faible dose(0,15 kGy) qu’à
fortes doses(0,5,
1,6et 2,5
kGy) présentent
unspectre
detype
ha-ploïde (fig 1b).
Ce résultat est confirmé par laprésence
de fleurs depetite
taille et stériles. Ladisjonction
desgènes
marqueurs(tableau IV)
estconforme à celle attendue
(proportions 1:1).
Chez
Védrantais, quatre plantules
étaient di-ploïdes.
Troisplantules correspondaient
à ladose de 0,15
kGy
et une à la dose de0,5 kGy.
Du fait de l’absence de marqueurs
génétiques,
ilest
impossible
de conclurequant
à leurorigine.
Quatre
hypothèses peuvent
être émises :1)
ladose de 0,15
kGy
est insuffisante pour éliminer totalement lepouvoir
fécondant dupollen; 2)
descontaminations par du
pollen
non irradié ont lieudurant la castration des
fleurs; 3)
il existe des doublementsspontanés
du stock chromosomi- quehaploïde
chez certainsgénotypes (Zhang
etLespinasse, 1991);
chez le kiwi, parexemple (Pandey
etal, 1990),
lacapacité
deproduction d’embryons diploïdes parthénogénétiques
esttrès variables en fonction à la fois du
génotype paternel
et dugénotype
maternel;4)
desgaméto- phytes diploïdes
issus de cellules mères non ré- duites à la méïosepeuvent
êtreprésents.
Sur l’ensemble des
plantes analysées (150),
aucun
aneuploïde
n’a été détecté dans nosconditions
expérimentales.
Nous avons considé-ré
qu’une plantule
estaneuploïde lorsque
laposi-
tion du
pic
de fluorescencecorrespondant
à laquantité
2C d’ADN estéloignée
parplus
de 3 ca-naux du
pic diploïde
témoin. Cet intervalle de confiance a été défini en déterminant les dévia- tions de 3plantes
témoinsdiploïdes, après
nor-malisation des fluorescences au moyen de l’éta- lon interne. Le
logiciel
decytométrie
en flux(Flower
version3.41)
convertit sur une échelle li- néaire(0
à 255canaux)
laposition
dechaque pic
de fluorescence et fournit le numéro du canal
correspondant
au maximum d’événements. Avec 3 canauxcorrespondant
à 1,3 déviations stan-dard,
cet intervalle de confianceéquivaut
à 8%du
génome
2C(2n
= 2x=24).
Des anomalies à ± 2 chromosomespeuvent
être ainsi mises en évi- dence chez le melon. Le coefficient de variation despics G 0 /G 1
est de 1. De nombreux auteurs constatent laprésence d’aneuploïdes
à la suitede croisements avec du
pollen
irradié(Ivanov,
1938; Brewbaker etEmery,
1962;Snape
et al,1983;
Shintaku etal, 1988). Pandey
etPhung
(1982),
parexemple,
ont obtenu des aneu-ploïdes
de Nicotianacomportant
24 + 1 à 24 +11 chromosomes.
Chez les
plantes
en culture invitro,
le niveau deploïdie
est stable au cours dutemps.
Lesanalyses
ont été effectuées sur unepériode
d’une année avec 2 à 4
répétitions
échelonnéesau cours du
temps.
Quatorze
plantes
ont étéanalysées après
leurtransfert en terre. On constate que seules les
jeunes
feuillesprésentent
deshistogrammes
avec un
pic haploïde important (fig 1c),
compa- rable à celui obtenu àpartir
d’unplant
in vitro(fig 1b).
Dans le cas des feuilles adultes, on obtient deshistogrammes
avec unpic haploïde
nette-ment minoritaire
(fig 1d).
Il sembleraitqu’au
cours du vieillissement de la
feuille,
lamajorité
des cellules doublent
spontanément
leur stockchromosomique. Cependant,
les cellulesgermi-
nales conservent
toujours
leur étathaploïde
etles fleurs formées sont
toujours
stériles. Il convient donc d’être relativementprudent quant
au choix du matériel utilisé pour
l’analyse
en cy- tométrie en flux. Lesplantes
in vitro ou lesjeunes
feuilles dejeunes plantes
cultivées enpots
semblent constituer le matériel le mieux ap-proprié
pour une étude du niveau deploïdie
encytométrie
en flux. Cettetechnique permet
ainsiun tri
précoce
desplantules.
CONCLUSION
Chez le
melon,
l’irradiation dupollen (1,6 kGy)
permet la
production d’embryons parthénogéné- tiques (3,4%)
et deplantes haploïdes (2,4%)
avec des rendements
particulièrement
élevés.À partir
de 0,15kGy,
ledéveloppement parthéno- carpique
des fruits est observé. Mais, contraire-ment à ce
qui
estfréquemment
constaté chez lamajorité
desespèces végétales,
l’irradiation dupollen
de melon ne semble pas induirel’appari-
tion
d’hybrides
àphénotypes
anormaux ou sté- riles(mutation, aneuploïdie).
Laréponse
à l’irra-diation est relativement
semblable, quelle
que soit la doseappliquée
aupollen (entre
0,15 et 2,5kGy).
Seules les fortes doses(supérieures
à 1,6kGy)
semblent affecter la nouaison des fleurspollinisées
avec dupollen
irradié. Le ni-veau de
ploïdie
desplantules
est déterminé àpartir
d’unepart
de l’observation de la stérilité- fertilité desplantes,
et d’autrepart
des résultats de lacytométrie
en flux. Vu que, dès la mise enterre de
plants,
le niveau deploïdie
dusystème
foliaire évolue
rapidement,
touteanalyse
en cy- tométrie en flux nécessite un choixjudicieux
etréfléchi de
l’organe végétal
àanalyser :
depréfé-
rence une très
jeune
feuille.REMERCIEMENT
Les auteurs remercient M Grotte de son aide pour
l’analyse des résultats.
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