Nature des interactions hôte-parasite lors de l’infection par Cercosporella herpotrichoides Fron de diverses lignées de Triticinées sensibles et résistantes. I. - Etude ultrastructurale des tissus au cours de la pathogenèse

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Nature des interactions hôte-parasite lors de l’infection

par Cercosporella herpotrichoides Fron de diverses

lignées de Triticinées sensibles et résistantes. I. - Etude

ultrastructurale des tissus au cours de la pathogenèse

T. Guillot-Salomon, Gérard Doussinault

To cite this version:

T. Guillot-Salomon, Gérard Doussinault. Nature des interactions hôte-parasite lors de l’infection

par Cercosporella herpotrichoides Fron de diverses lignées de Triticinées sensibles et résistantes. I.

-Etude ultrastructurale des tissus au cours de la pathogenèse. Agronomie, EDP Sciences, 1981, 1 (4),

pp.277-288. �hal-02725417�

Nature

des

interactions

_{hôte-parasite}

lors de

l’infec-tion

_par

_{Cercosporella herpotrichoides}

Fron

de

diverses

_lignées

de

Triticinées

sensibles

et

résistan-tes.

I. -

Etude ultrastructurale

des

tissus

au

cours

de

la

_pathogenèse

Thérèse GUILLOT-SALOMON Gérard DOUSSINAULT

Myriam de BESOMBES H. JOUAULT

( *

) Université Pierre-et-Marie Curie, Laboratoire de Biologie végétale IV, 12, ra!e Cunier, F 75005 Paris.

( **

) LN.R.A., Station d’Amélioration des Plantes, Centre de Recherches de Rennes, B.P. 29, F35650 Le Rheu. RÉSUMÉ Piétin-verse Résistance Parasitisme Ultrastructure Triticinées

Une étude au _{microscope électronique des altérations apparues dans les cellules des gaines} foliaires de diverses Triticinées lors de l’infection par Cercosporella herpotrichoides Fron, agent du _{piétin-verse,} a été

effectuée _après culture en chambre de vernalisation ainsi _{qu’au champ.} Cette étude a été réalisée au stade

plantule sur 4 _lignées de Triticinées choisies selon leur niveau de résistance à la maladie : 2 variétés de blé tendre (Triticum aestivum L.), l’une « Moisson », très sensible, et l’autre _{« Cappelle », qui présente} une moindre sensibilité à la maladie, une _lignée résistante « V.P.M. » obtenue à _partir du croisement _(Aegilops

ventricosa x Triticum _persicum) x Marne’ et une _{lignée d’Aegilops} l’entricosa Tausch. n° «Vent 11 »,

particulièrement résistante.

Pour l’ensemble des lignées étudiées, le _{développement} du parasite est essentiellement intracellulaire. La

pénétration des _hyphes à travers les parois pectocellulosiques se _{fait par digestion enzymatique} de celles-ci.

L’attaque du _champignon provoque, chez l’hôte, une forte réactivité pariétale et la dégénérescence du

contenu des cellules _{qui apparaissent hypertrophiées.}

Chez les lignées résistantes, une réaction cytoplasmique très intense est observée lors de la lyse cellulaire.

Elle s’accompagne de l’accumulation d’une grande quantité de _précipités osmioréducteurs dans les cellules

infectées.

Des différences _importantes sont mises en évidence entre _génotypes sensibles et résistants dans

l’ultrastruc-ture des hyphes développés tant au contact de _{l’épiderme} des gaines qu’au sein des tissus.

Chez les lignées sensibles, la maladie atteint rapidement l’ensemble des tissus des 3 premières gaines foliaires

et le contenu des _hyphes est dense et riche en organites différenciés. Le _mycélium se _présente à la fois sous la forme de filaments et d’éléments uni- ou _{pluricellulaires qui paraissent provenir} du cloisonnement de la partie

terminale des _hyphes. Ces éléments, à _paroi très _épaisse, sont riches en matériel de réserve et ont un _système vacuolaire très réduit. Assimilables à des chlamydospores, ils secrètent un exsudat _{d’apparence} mucilagi-neuse qui semble favoriser leur adhérence sur les _parois de l’hôte. Le rôle de ces éléments dans l’extension de la maladie est discuté.

Chez les lignées résistantes, les hyphes, qui demeurent localisés généralement dans les couches cellulaires les

plus externes de la 1" gaine, apparaissent le plus souvent dilatés et _{dégénérescents. D’importantes} altérations

de la paroi fongique sont observées. Elles pourraient modifier les propriétés de perméabilité de cette paroi et,

permettant l’entrée massive d’eau dans les hyphes, entraîner leur dilatation et leur vésiculisation dans les cellules-hôtes.

Lors de l’attaque par le champignon, les tissus résistants semblent donc le _siège d’une forte réaction

fongitoxique. Cette réaction, de type hypersensible, pourrait être déclenchée au niveau de la membrane

plasmique. La _{synthèse d’enzymes capables} de lyser la paroi fongique paraît en particulier être exaltée dans

ces tissus.

L,’hypothèse d’une spécificité variétale dans les systèmes hôte-pathogène dans le cas _{de l’infection par le}

piétin-verse est avancée.

SUMMARY Eyespot disease Resistance Parasitism Ultrastructure Triticineae

Host-pathogen relationships

in various resistant or

_susceptible

lines

of

Triticinae

infected

by Cercosporella herpotrichoides Fron disease. I. Ultrastructural study in tissues

_during

pathoge-nesis.

The cell alterations induced in leaf-sheaths of various resistant or _susceptible Triticinae by the pathogen Cercosporella herpotrichoides Fron, the _eyespot disease agent, were studied with an electron microscope.

« V.P.M. » issue from _crossing between _(Aegilops ventricosa x Triticum persicum) x Marne’ and one line of

Aegilops ventricosa Tausch, « Vent 11 », were investigated.

The _plants were grown in a _greenhouse or in the field. The study was carried out 8 weeks after inoculation for the _plants grown in the greenhouse, and 4 months after the infection for the plants grown in the field. In all these lines an intracellular _development of the mycelium was _mainly observed. The primary penetration

of the hyphae occurred by enzymatic degradation of host cell wall constituents. Under attack by the fungus,

the staining density of cell walls increased, all the intracellular _{organelles quickly disrupted} and the parasitized

cells swelled.

In susceptible lines, a _{strong cytoplasmic} reaction _paralleled the _lysis and the accumulation of very

osmiophilic material in infected cells.

Differences occurred in the ultrastructure of _mycelium whether in contact with the epiderm cells or located on the leaf-sheath cells.

In susceptible plants, in which the eyespot disease reached _successively the three leaf-sheaths, the hyphae

content was dense and rich in differentiated organelles. A stroma was constituted of filaments and of uni- and

pluricellular elements. The elements proceeded from the _partition of the hyphae apex. As in the chlamydospores, they were surrounded by a thick wall, contained a rich storage material and were _poorly vacuolized. They could be a _{dissemination agent} of the eyespot disease.

In resistant _plants, the hyphae remained in the outer layer cells of the first leaf-sheath and appeared empty, dilated and _{degenerescent.} In addition, important alterations occurred in the fungus walls which could very well change the wall permeability and consequently cause the dilatation and vesiculisation of the hyphae by

osmotic water stress.

In resistant tissues, a violent toxic reaction of hypersensibility type seemed to take _place in the host cell

plasmalemma in response to the _fungus infection. Then it is _suggested that enzymes could be synthetized inducing the lysis of the fungus walls.

The hypothesis of a varietal specificity in host-pathogen systems for the eyespot disease was advanced.

INTRODUCTION

Le

_{piétin-verse,}

maladie du

_blé,

_provoquée

par le

champi-gnon

Cercosporella herpotrichoides

Fron,

est responsa-ble de

dégâts importants

causés aux cultures

(PO

N

CHET,

1959).

La lutte contre cette maladie a suscité un effort

particulier

de sélection de

_lignées

de blé à haut niveau de

résistance

(MAIA, 1967 ; DOUSSINAULT, 1973 ;

DOUSSI-NAULT et

_{al., 1974 ;}

DOSBA&

DOUSSIN

A

ULT,

1978 ;

JAHIER

et

_{al., 1978).}

_{Parallèlement,}

des études ont été menées sur

les processus d’infection par ce

parasite

(LANGE

DE LA

CAMP, 1966 ; JAHIER, 1978).

L’examen ultrastructural des tissus infectés a

_permis

de

préciser

les mécanismes de

pénétration

du

_champignon

_(D

_EFOSSE

& DEKEGEL,

1974),

l’aspect

du

_parasite

dans les tissus

(R

A

SSEL, 1974)

ainsi que les modifications cellulaires de l’hôte au cours de la

pathogenèse

(FE

HRMANN

&

ME

NDGEN

,

1975).

Des

_analyses

histochimiques

ont

_également

montré que les altérations des

composants

de la

paroi

au niveau des lésions des cellules de

l’hôte

_{s’accompagnent}

de

_{l’apparition}

de substances

réduc-trices

(DEFOSSE,

1966,1971).

L’ensemble de ces travaux ont

porté

uniquement

sur des variétés de blé sensibles. Les

symptômes

de la maladie

_apparaissent

toutefois différents

dans le cas de

lignées

portant

les

_gènes

de résistance

d’Aegilops

ventricosa

(J

A

HIER

et

_{al., 1978 ; KAMEL,}

comm.

pers.). L’objet

de ce travail a donc été de _comparer les

altérations

apparues dans la structure fine des tissus de

génotypes

sensibles et résistants au cours de la

pathoge-nèse.

_L’aspect

ultrastructural du

_mycélium

dans ces tissus a

été étudié simultanément.

MATÉRIEL ET MÉTHODES

1. Matériel

végétal

Quatre

lignées

de Triticinées ont été sélectionnées

_d’après

leur niveau de résistance au

piétin-verse:

2 variétés de blé

tendre Triticum

_{aestivum L.,}

ssp.

vulgare, l’une

« Moisson »

très

_sensible,

et l’autre

_{« Cappelle » qui}

_présente

une

moindre sensibilité à la

_{maladie ;}

une

_lignée

_{« V.P.M. »,}

obtenue à

_partir

du croisement

_(Aegilops

ventricosa x

Triti-cum

_{persicum) X}

Marne

3

(MAIA,

_1967),

dont le niveau de

résistance

est

_supérieur

à celui

_{jusqu’alors}

connu chez les

blés,

une

_{lignée d’Aegilops}

ventricosa

_Tausch,

n°

« Vent 11 _»,

particulièrement

résistante.

2. Mode de culture

En chambre de vernalisation

Les _caryopses sont mis à _germer au laboratoire en boîtes de

Pétri, puis placés

en terrines dès

l’apparition

du

coléoptile

et

des 3 racines séminales et recouverts de sable. L’inocula-tion est

_pratiquée

à la levée

qui

est rendue très

homogène

dans ces conditions. Les terrines sont

_placées

en conditions

vernalisantes pour un blé

_d’hiver,

en salle de culture

maintenue à 8 °C + 1 °C et éclairée 8

_{h par jour}

_(tubes

Philipps

TLM 65 W/SS RS,

fournissant une

_énergie

de

10 W.m-1au niveau des zones

_étudiées).

L’observation des

symptômes

a lieu 9 semaines

_après

infection.

Au

_champ

Le semis est effectué en

_lignes

à une densité de 250

_grains

au mZau cours de la 1re semaine

_d’octobre,

ce

_qui

est très

précoce

pour la

région

de Rennes où sont

_implantés

les

essais,

ceci afin de favoriser les attaques de

_{piétin-verse.}

Les observations sont réalisées dans la 1‘e

_quinzaine

de

février avant _que

_l’apex

des variétés les

_plus

_précoces

ne

soit

_passé

au stade

_{reproducteur.}

3.

_Techniques

d’inoculation En chambre de vernalisation

Les inoculations sont réalisées sur

_plantules

_âgées

de

6 j

au

manchons de

_paille

d’un demi-centimètre de

_longueur

sont

stérilisés

_puis

inoculés avec une souche de C.

herpotri-choides de virulence de type « Blé » définie _par SCOTTet al.

(1976).

Les manchons sont colonisés

après

2 mois en fiole

d’Erlenmeyer

à une

température

voisine de 18 °C. Ils sont

alors enfilés sur les

_coléoptiles

_puis

entourés de sable _pour maintenir une humidité élevée à la base des

plantes.

Dans ce cas l’infection se fait _par contact des filaments

_mycéliens

sur le

coléoptile

puis

sur les

gaines.

Les

prélèvements

sont

effectués 9 semaines

_après

le début de l’inoculation.

Au

_champ

Lorsque

les

_plantes

ont atteint le stade

1 feuille,

des caryopses d’avoine

stérilisés, puis

inoculés par une souche

de C.

_{herpotrichoides}

de type « Blé » selon la

technique

décrite _par BRUEHL & NELSON

₍₁₉₆₄₎

sont

_déposés

sur le sol

à la dose de

₁₀

g au ml. Des conidies sont alors

_produites

durant tout l’hiver et constituent le matériel infectieux.

Les

_{prélèvements}

sont effectués 4 mois

_après

le début de

l’inoculation.

4.

_{Techniques cytologiques}

Des échantillons de 1 mm de côté sont

_prélevés

au niveau des taches brunes apparues à la base des

gaines

foliaires des

plantes inoculées,

ainsi que dans des zones

_identiques

de

plantes

saines.

_Après

fixation dans une solution de

glutaral-déhyde

à

2,5 p. 100

dans du

tampon

cacodylate

de Na

(pH 7,4)

pendant

2 h et

_rinçage

dans ce même

tampon

pendant

1

_h,

une

_{post-osmification}

a lieu

pendant

16

h,

à

0 °C

_(O

_S

₀

₄

à

_{2 p.}

100 dans du

_tampon

cacodylate, pH

7,4).

L’excès de fixateur est éliminé _par

_{rinçage pendant}

3 h dans le

_tampon.

Les tissus sont

_{déshydratés}

dans les bains

d’alcool de

_degré

croissant.

_Après

passage dans des bains

d’oxyde

de

_propylène,

les échantillons sont inclus dans le

mélange

Durcupan

ACM

(Fluka).

Les blocs sont orientés et

coupés

à l’aide d’un ultramicrotome LKB. Les coupes sont

contrastées à l’acétate

_{d’uranyle-citrate}

de

_plomb

(REY-N

OLDS,

1963).

RÉSULTATS

Macroscopiquement,

l’aspect

du

_mycélium

diffère très sensiblement selon

_qu’il

_s’agit

de

_lignées

sensibles ou

résistantes

_(J

_AHI

_E

_R

et

_al.,

_{1978 ; K}

AMEL

,

comm.

_pers.).

De

grandes plages

de couleur noire sont formées sur les

_gaines

foliaires des

_lignées

_sensibles,

alors _que seules des

ponctua-tions brun-foncé

_apparaissent

dans le cas des

lignées

résistantes. Une étude en

_microscopie

_photonique

de K

AMEL

_{(comm. pers.)}

sur des _coupes sériées effectuées au

niveau de ces

taches,

semble

_indiquer

_que les

_hyphes

suivent un _parcours indifféremment inter- et intracellulaire. L’examen ultrastructural de ces mêmes

_régions

a

permis

de

préciser

ces dernières observations et de montrer, en

particulier,

que la croissance des

hyphes

est essentiellement

intracellulaire et

_{n’apparaît}

intercellulaire

_qu’au

niveau de

l’épiderme.

La distinction entre éléments _propres à l’hôte et au

parasite

s’avère extrêmement difficile dans les

_régions

les

plus

nécrosées

des

_gaines.

Aussi notre étude a-t-elle été effectuée au front de croissance du

_parasite.

Des résultats

_identiques

ont été obtenus sur le matériel

végétal

cultivé tant en chambre de vernalisation

_qu’au

champ.

1. Modifications ultrastructurales des cellules des

_gaines

de

lignées

sensibles et résistantes au cours de la

pathogenèse

La

_comparaison

de

_l’aspect

des cellules dans une même

région

de

_gaine

foliaire de

plantes

saines et

_parasitées

de

lignées

de blé sensibles

(«

Moisson », «

Cappelle

»)

révèle

des différences très

_importantes

entre tissus sains et

infectés.

Les tissus sains ont un contenu cellulaire très dense

(pl.

I,

fig.

1).

Leur

_cytoplasme

est très riche en mitochondries et

en

_{chloroplastes}

bien

différenciés,

en

particulier

dans les

cellules du

parenchyme.

Les cellules des tissus infectés

_apparaissent

au contraire

vidées de leur contenu

_{(pl.I, fig. 2).}

Leur volume est

sensiblement doublé. Comme l’ont

_indiqué

DEFOSSE & DEKEGEL

_(1974),

RASSEL

_(1974),

FEHRMANN & MENDGEN

(1975),

on observe

_également

des

_{épaississements}

très

importants

des

parois pectocellulosiques.

L’épaisseur

de

celle-ci,

notamment au niveau de

_{l’épiderme,}

_peut

_décupler

et atteindre

_jusqu’à

_{10 fJom} par endroits

(pl.

11,

fig.

1).

Des cellules

_mycéliennes

y semblent alors souvent

emprison-nées. Dans les

_premiers

_temps

de

_l’attaque

par le

parasite, le

cytoplasme

de l’hôte se rétracte. La membrane

_plasmique

se détache de la

paroi

cellulaire et de

petites granulations

osmiophiles

se forment le

_long

de la membrane

_plasmique

(pl.

II,

fig.

2).

Le

_plasmalemme

devient ensuite

_rapidement

indistinct du fait de l’accumulation d’une

grande

quantité

de

précipités

osmioréducteurs dans le

_cytoplasme

et au niveau

de la

_{paroi pectocellulosique}

(pl.

II,

fig.

3).

Les

mitochon-dries,

les

_{chloroplastes}

et l’ensemble des éléments

_figurés

du

_cytoplasme

_{dégénèrent}

simultanément. Les

chloroplas-tes, notamment,

perdent

leur

double

membrane limitante et

leur stroma et

_{gonflent (pl.}

_II,

_fig.

_4).

Ces

altérations,

très

_importantes

dans

_{l’épiderme}

et le

parenchyme,

atteignent également

les cellules des faisceaux cribrovasculaires

_qui

sont envahis _par le

_parasite

(pl.

I,

fig.

2 ;

pl.

III,

fig.

1).

Les 3

_premières

_gaines

foliaires sont

ainsi atteintes successivement dans le cas des

_lignées

sensibles,

et, au stade

plantule étudié, les

2

_{premières gaines}

sont

_{partiellement}

nécrosées.

Chez la

_lignée

«

Cappelle

_»,

qui

présente

_une sensibilité à

la maladie moindre que « Moisson _», on observe

occasion-nellement une réaction

_plus

_{particulière}

du

cytoplasme

dans les zones les

_plus

attaquées

des

_gaines.

Le

_cytoplasme

devient extrêmement osmioréducteur et

_prend

un

_aspect

granuleux

ou «

coagulé

» (pl.

III,

figs.

2 et

_3).

Cette même

_réaction,

observée d’une manière

_plus

géné-rale dans les tissus des

_{gaines parasitées}

de la

_lignée

« V.P.M. _», à bon niveau de

résistance,

semble

particulière-ment exacerbée chez la

_lignée

résistante « Vent 11 ».

Paral-lèlement à la

_lyse

des éléments

_{intracellulaires,}

une

_grande

quantité

d’amas osmioréducteurs s’accumulent au

_voisinage

de la

paroi

pectocellulosique

et des

_{hyphes (pl.}

_IV,

_fig.

2 ;

pl.

VI,

figs.

1 et

_2).

De très gros

globules

osmiophiles

se

forment

_également

au sein des

_{chloroplastes}

altérés

_(pl.

V,

figs.

1 et

2).

On note, de

_plus,

des

_{épaississements}

très

importants

des

_parois

cellulaires dont les éléments constitu-tifs

_apparaissent

souvent

_hydrolysés

_(pl.

_IV,

_fig.

_1,

_flèches).

Dans ces

_tissus,

où les

_hyphes

sont

_regroupés

dans les couches cellulaires les

_plus

externes des

gaines (pI.IV,

fig.l),

l’infection reste limitée aux 2

premières

_gaines

foliaires dans le cas de la

lignée

« V.P.M. _», et seulement

aux 2 à 3

_premières

couches cellulaires de la 1!

_gaine

dans le

2. Modifications ultrastructurales du

_mycélium

dans les

gaines

de

_lignées

sensibles et résistantes au cours de la

pathogenèse

L’examen ultrastructural du

_{mycélium développé}

au

contact de

_{l’épiderme}

des

gaines,

ainsi

qu’au

sein des tissus

sous-jacents,

révèle des différences ultrastructurales

impor-tantes chez le

champignon

selon le

_degré

de résistance de

l’hôte à la maladie.

_Toutefois,

les modalités de

_{pénétration}

du

parasite

sont

_analogues

chez les

_lignées

sensibles et

résistantes.

Ultrastructure du

_mycélium

au contact de

_{l’épiderme}

de

l’hôte

Le

_mycélium

observé entre les

_gaines

des

_lignées

sensi-bles constitue un stroma formé de l’enchevêtrement

d’hyphes

ramifiés et cloisonnés et à contenu interne très dense

_(pl.

VII,

fig.

1).

Les

_hyphes,

entourés d’une

_paroi

épaisse,

adhèrent entre eux

_grâce

à un

_mucilage

_épais.

Leur

contenu est

_analogue

à celui observé au sein des tissus des

gaines

de ces mêmes

plantes (pl.

IX,

fig.

2).

Dans le cas des

_lignées

résistantes,

au contact de

l’épi-derme,

le

_parasite

_{développe également}

un stroma mais la

plupart

des

_hyphes

semblent vides ou ne renferment

_qu’un

contenu altéré

_(pl.

_VII,

_fig.

_2).

Modalité de

pénétration

du

_champignon

La croissance intracellulaire de C.

_{herpotrichoides,}

_déjà

étudiée dans le cas de

_lignées

de blé sensibles

(DE

F

OSS

E

&

DEKEGEL, 1974 ; RASSEL, 1974 ;

FEHRMANN &

MENDGEN,

1975),

apparaît

semblable _pour les

_lignées

résistantes. Les

hyphes

s’accolent à la

_{paroi pectocellulosique}

et forment un

prolongement

mince

_qui

s’insère au travers des éléments

pariétaux

(pl.

VIII,

figs.

1 et

_2).

La

_percée

du

_{parasite paraît}

ainsi s’effectuer essentiellement

_grâce

à l’effet corrosif

d’enzymes

spécifiques qui

altèrent la cellulose et les

matiè-res

_pectiques

des

parois

cellulaires

_(D

_EFOS

_S

_E

_,

_{1966 ;}

WHEE -LER

,

1975).

L’épaississement

parfois

considérable de la

_paroi

cellu-laire de l’hôte

_(pl.

11,

fig.

1 ;

pl.

VIII,

fig.

2)

n’empêche

donc pas la

pénétration

des

hyphes

dans les cellules.

Ultrastructure des

hyphes

dans les cellules des

_gaines

de

lignées

sensibles et résistantes

D’une manière

_générale,

dans le cas des

lignées

sensibles,

1’ultrastructure des

_hyphes

n’est _pas modifiée lors de la croissance intracellulaire. Le

_mycélium

se

_présente

sous la forme

_d’hyphes

ramifiés à structure

_{caractéristique}

_(pl.

_IX,

fig. 1).

Ces

_hyphes,

entourés d’une

_paroi

_épaisse

_(environ

0,1

_wm),

contiennent de

_grandes

vacuoles,

un noyau de

petite

taille,

des mitochondries nombreuses et souvent

allongées.

Le

_cytoplasme,

_plus

dense par

endroits,

est riche en

_granulations

de

_glycogène,

_qui

se

_distinguent

peu des

ribosomes avec notre

_technique

de fixation

(pl.

IX,

fig.

2).

Des éléments de

_l’appareil

de

_Golgi

_y sont

_également

observés.

Il faut toutefois noter que dans les zones les

_plus

altérées

des

_gaines

de blé sensibles

étudiés,

on observe des éléments

uni- et

_{pluri-cellulaires (pl.}

_IX,

_figs.

3 et

4)

qui paraissent

provenir

du cloisonnement de la

_partie

terminale des

_hyphes

(pl.

IX,

fig.

3,

flèche).

Ces

éléments,

très riches en matériel

de réserve et notamment en

_grains

de

_glycogène,

ont un

système

vacuolaire réduit et renferment

_{généralement}

un

globule

dense. Assimilables aux

_{chlamydospores,}

ils se

distinguent

des

_hyphes

en

_pleine

croissance _par la

_présence

à leur

_périphérie

d’un

_important

exsudat. Cet

exsudat,

d’apparence mucilagineuse,

s’accumule

_fréquemment

au

point

de contact de la

_paroi

de l’hôte et

_paraît

favoriser

l’adhérence des spores sur cette

_{paroi (pl.}

IX,

_fig.

4).

Des

structures

_mycéliennes

_analogues

ont

_déjà

été observées au

microscope

optique

(KA

M

EL,

comm. pers. ;

ZACHA,

1979).

Des altérations

_{morphologiques}

très

_importantes

inter-viennent chez le

_parasite

dans les tissus résistants. Les

hyphes,

souvent très

_dilatés,

contiennent des vacuoles

hypertrophiées

(pl.

X,

fig.

1,

flèches).

L’examen de la

paroi

fongique

révèle de

profondes

modifications de celle-ci : son

épaisseur

est considérablement réduite

_{(environ 0,02}

_pm)

et

aucun exsudat

périphérique

ne subsiste

(pl.

X,

fig.

2).

Dans

l’espace compris

entre cette mince couche

_pariétale

et la membrane

_{plasmique adjacente,}

les vésicules

_qui

consti-tuent les lomasomes

_{apparaissent également}

dilatées. De nombreux

_hyphes,

totalement

altérés,

ne contiennent

plus

qu’un cytoplasme

dilué et

_quelques

vésicules indifféren-ciées

_{(pl. X,}

fig. 3).

Une

_grande

_quantité

de

_précipités

osmioréducteurs est, de

_plus,

_fréquemment

observée au

voisinage

des

_hyphes.

DISCUSSION

L’examen ultrastructural des

_gaines

de

_génotypes

sensi-bles et résistants au

_{piétin-verse}

révèle des différences

notables entre ces 2 types de tissus lors de leur _{attaque par}

Cercosporella

herpotrichoides.

D’une manière

_générale,

on note une

_augmentation

importante

du volume des cellules infectées

_qui

_indique

un

fort

_degré

_{d’hydratation}

des tissus malades.

Les modalités de

_{pénétration}

du

_champignon

sont sembla-bles pour tous les tissus examinés. La

_percée

du

_parasite

paraît impliquer

essentiellement des enzymes pecto- et

cellulolytiques,

comme l’ont

_indiqué

DEFOSSE

₍₁₉₆₆₎

et

W

HEELER

_(1975),

et non l’existence de sites

_{privilégiés}

de

pénétration

ou l’effet d’une

quelconque pression

mécani-que, comme l’ont

_suggéré

DEFOSSE & DEKEGEL

₍₁₉₇₄₎

et

R A

SSEL

_(1974).

La résistance de l’hôte au

développement

du

pathogène

ne se situe donc _pas à ce niveau.

L’attaque

du

_champignon

_provoque chez l’hôte une

intense réactivité de la

_paroi

cellulaire et

_{l’épaississement}

de

celle-ci,

comme cela a été démontré _par d’autres auteurs

(DEFOSSE

&

DEKEGEL, 1974 ; RASSEL, 1974 ;

FEHRMANN &

ME

N

DGE

N

,

1975).

Cette

réaction,

sans constituer le

phéno-mène essentiel de

_résistance,

_paraît

_susceptible

de retarder la

_{pénétration}

du

_parasite

dans les cellules. En

effet,

certains

_hyphes,

au cours de ce _processus, demeurent

emprisonnés,

notamment au niveau de

_{l’épiderme.}

Le

_{développement}

du

_parasite

se

_poursuit

à l’intérieur des

cellules de l’hôte entraînant une

_rapide

_dégradation

de leur

contenu

_{cytoplasmique.}

Nous avons alors _pu révéler certai-nes

_{particularités}

dans les modalités de

lyse

cellulaire entre

tissus sensibles et résistants. En

effet,

chez les blés

sensibles «

Moisson »,

«

Cappelle

_», où la

prolifération

des

hyphes

est très

_rapide,

la croissance

_mycélienne

s’accom-pagne essentiellement de la

digestion

du contenu de la

cellule-hôte. On observe simultanément la formation d’une

grande quantité

d’amas

osmioréducteurs,

dispersés

dans le

cytoplasme,

et la

_dégradation

des éléments intracellulaires

(chloroplastes,

mitochondries en

_{particulier).}

La propaga-tion du

_mycélium

se fait alors indifféremment dans l’ensem-ble des tissus des

_gaines.

Chez les

_lignées

résistantes

(«

V.P.M. », « Vent 11

»),

la

des

_hyphes

et à

_proximité

de la

_paroi

_{pectocellulosique.}

Cette

réaction,

observée très occasionnellement dans les cellules les

_plus

nécrosées des

_gaines

de blé de la

_lignée

«

Cappelle

_», est retrouvée avec d’autant

plus

de

fréquence

et d’intensité _que les

_plantes

_présentent

un

_plus

haut niveau

de résistance à la maladie. Déclenchée au niveau de la

membrane

plasmique,

comme le

_suggère

la formation

d’amas

osmiophiles

entre cette membrane et la

paroi

cellulaire

(pl.

VI,

fig.

2),

elle

_{pourrait indiquer}

l’exaltation de processus de défense de l’hôte contre le

_pathogène

dans le cas des tissus résistants.

Les

_composés

_osmiophiles

formés sont

_probablement

des tannins ou des

_produits

_d’oxydases

non

spécifiques,

comme

l’ont

_suggéré

FEHRMANN & MENDGEN

_(1975).

Leur

accumu-lation, plus importante

dans les cellules infectées des

_lignées

résistantes,

pourrait

inhiber le

_{développement}

des

hyphes

et

les

placer

dans un milieu totalement défavorable. Chez ces

lignées,

en

effet,

les

_hyphes

restent

_regroupés

dans les couches cellulaires les

plus

externes des

_premières

_gaines

foliaires.

Des différences

importantes apparaissent

également,

selon le

_degré

de résistance des tissus à la

_maladie,

dans 1’ultrastructure des

hyphes

du

_mycélium

développé,

tant au

contact de

_{l’épiderme}

des

_{gaines qu’au}

sein des tissus de

l’hôte. Le contenu des

_hyphes

est dense et riche en

organites

différenciés dans le cas des

lignées

sensibles,

alors

qu’il

apparaît

vide et

_{dégénérescent}

dans le cas des

lignées

résistantes. Si l’on considère la nécrose des

hyphes

dévelop-pés

au contact de

_{l’épiderme}

de

l’hôte,

l’hypothèse

de

l’émission de

produits toxiques

spécifiques

par les tissus

résistants

_peut

alors être avancée. L’existence de

phytoale-xines n’a toutefois pas encore été démontrée chez les

Graminaceae * .

Chez les

_lignées

résistantes,

de

_{plus, les}

hyphes

subissent de

profondes

altérations. En

_particulier,

la structure de la

paroi fongique

est modifiée et

_plus

aucun exsudat

périphéri-*

Symposium International de Phytopathologie, « Phytoalexines

et Phénomènes d’Elicitation »,17-18 avril 1980, Toulouse (France).

que ne subsiste. Des

_changements

dans les

_propriétés

de

perméabilité

de cette

_{paroi pourraient}

entraîner une entrée

massive d’eau dans les

hyphes

et _provoquer leur

_dilatation,

suivie de leur

éclatement,

au sein des cellules-hôtes. Des

enzymes

susceptibles

de

_lyser

la

_{paroi fongique paraissent}

donc

_{synthétisées}

par les tissus résistants.

Chez les

_lignées

sensibles

_uniquement,

des

chlamydospo-res sont formées dans les tissus les

plus

nécrosés. Ces spores

paraissent

assurer la survie du

champignon

dans un

environnement cellulaire devenu défavorable. Elles pour-raient

jouer

un rôle dans la

_rapide

extension de la maladie

ainsi que dans la conservation du

parasite

d’une année sur

l’autre,

lors de la culture au

_champ

notamment.

CONCLUSION

La

_{réponse hôte-pathogène}

dans le cas du

_{piétin-verse}

paraît

assez

_complexe.

D’une part, on constate la

_possibilité

de

_{pénétration}

et d’une certaine croissance du

_parasite,

au

sein des tissus

_résistants,

d’autre

_part,

on note, dans ces mêmes

_tissus,

le déclenchement d’une réaction de

_type

hypersensible qui

s’avère fortement

_{fongitoxique.}

L’exis-tence de mécanismes de reconnaissance au niveau de la

cellule-hôte,

et du

_plasmalemme

en

_particulier,

_peut

être

envisagée.

Ces mécanismes

_{permettraient}

l’activation de la

synthèse

de toxines

_spécifiques

ou

_{d’enzymes susceptibles}

de

_dégrader

la

paroi

du

_parasite.

Bien que les Triticinées ne

présentent

pas de résistance absolue au

_{piétin-verse,}

nos

résultats

_rejoignent

ceux de nombreux auteurs en faveur

d’une

_{spécificité}

variétale dans le cas de cette

_maladie,

comme cela a été démontré _pour de nombreux autres

systèmes hôte-pathogène (cf.

revue ALBERSHEIM& ANDER

-SO

N

-P

R

OUTY,

1975).

La nature des substances mises en

_jeu

au niveau de la

_{cellule-hôte,}

dans le cas du

piétin-verse,

reste toutefois à

_préciser.

Reçu le 29 mai 1980. Accepté le 13 janvier 1981.

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