UTILISATION DES EXTRAITS VEGETAUX DANS LE TRAITEMENT DE L’EAU DE SURFACE :

(1)

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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI (UAC) **************

ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI (EPAC)

DEPARTEMENT DE GENIE DE TECHNOLOGIE ALIMENTAIRE (GTA) ****************

RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DE LA LICENCE

PROFESSIONNELLE EN GENIE DE TECHNOLOGIE ALIMENTAIRE

UTILISATION DES EXTRAITS VEGETAUX DANS LE TRAITEMENT DE L’EAU DE SURFACE : CAS

DES GRAINES DE MORINGA OLEIFERA

Réalisé par :

V. K. Modeste FADOHOUN

Maitre de mémoire : Maitre de stage :

Dr. Léonce DOVONON Maître de Conférences des

Universités/CAMES Enseignant-Chercheur à l’EPAC

M. Calixte AKOTEGNON

Chef du département Qualité Eau et Métrologie

Président du jury :

Membre du jury : Dr Brice KPATIVOH

(2)

ii

CERTIFICATION

Je soussigné, M. Léonce DOVONON, Enseignant-Chercheur à l’Ecole Polytechnique Abomey – Calavi (EPAC) de l’Université d’Abomey-Calavi (UAC), certifie que le présent mémoire, intitulé «UTILISATION DES EXTRAITS VEGETAUX DANS LE TRAITEMENT DE L’EAU : CAS DES GRAINES DE MORINGA OLEIFERA » a été réalisé, sous ma supervision, par M. Vignon Kenneth Modeste FADOHOUN de ladite école dans le cadre de son stage de fin de formation en Licence professionnelle dans le département de Génie de Technologie Alimentaire.

Superviseur

Dr. Léonce DOVONON

Maître de Conférences des Universités/CAMES Enseignant-Chercheur à l’EPAC

(3)

DEDICACE

Je dédie ce travail à ma famille pour toute son affection à mon égard. Qu’elle trouve en ce travail, la récompense des inestimables sacrifices qu’elle a consentis pour ma réussite sur tous les plans.

(4)

iv

REMERCIEMENTS

Le présent rapport est celui de notre stage de fin de formation effectué au laboratoire central d’analyse de la Société Nationale des Eaux du Benin (SONEB).

Ingrat serai-je, si au terme de ce travail, je n’exprimais pas mes sincères remerciements aux personnes ci-dessous citées sans lesquelles la réalisation du présent travail n’aurait été possible :

 Mr. Camille DANSOU, Directeur Général de la SONEB pour avoir accepté notre demande de stage ;

 Mr. AVOHOUEME Lucien, ex Directeur Général de la SONEB

 Professeur ALLITONOU, Directeur de l’EPAC pour son combat permanent pour l’amélioration de la qualité de l’enseignement ;

 Dr. Léonce DOVONON, enseignant chercheur à l’Ecole Polytechnique d’Abomey- Calavi, qui n’a ménagé aucun effort pour superviser ce travail ;

 Mr. Calixte AKOTEGNON, Chef du département Qualité Eau et Métrologie de la SONEB pour sa contribution, ses conseils et tous les sacrifices auxquels il a consenti au cours de mon stage. Qu’il trouve ici l’expression de ma profonde et sincère gratitude ;

 Mr. MOUSSORO SAMSON, le Chef Laboratoire Central d’Analyse de la SONEB ;

 Mme ADANHO Hermyonne et AMOUSSOU-CHOUH Olivia, chimistes au Laboratoire Central d’Analyse de la SONEB pour leurs aides et leurs patiences ;

 Tout le personnel et stagiaires du Laboratoire Central d’Analyse de la SONEB pour leurs aides diverses ;

Que tous ceux qui de près ou de loin ont contribué à la rédaction de ce mémoire, reçoivent ici l’expression de ma profonde gratitude.

(5)

RESUME

L’usage des coagulants chimiques tel que l’alun dans le traitement des eaux de boisson laisse des résidus indésirables et potentiellement nocifs à la santé des consommateurs. Le but de cette étude est de juger le potentiel des graines de moringa oleifera comme coagulant naturel dans le traitement des eaux de boissons afin de palier un tant soit peu au problème des coagulants chimiques. Notre étude s’est focalisée sur la réduction de la turbidité (la clarification), la détermination de l’oxydabilité, du Titre Alcalimétrique Complet (TAC) ainsi que la capacité du coagulant à neutraliser certains groupes de microorganismes. L’eau brute utilisée pour les expériences a été prélevée au niveau du fleuve OKPARA dans la commune de Parakou.

Les expériences de coagulation-floculation ont été effectuées avec différentes doses de poudre de graine de moringa oleifera (45 mg/l, 50 mg/l, 55 mg/l, 60 mg/l, 65mg/l). Les résultats ont montré qu’avec une dose de 55 mg/l du coagulant, on obtenait le meilleurs taux d’abattement de la turbidité. Aussi nos résultats ont-ils montrés que les graines ne modifient pas le PH de l’eau, mais en revanche enrichissent le milieu en ions.

Par rapport aux essais microbiologiques, les graines de moringa oleifera ont montré leur très grand pouvoir dans l’anéantissement des colonies de coliformes totaux, d’Escherichia coli, d’entérocoque et dans la reduction des colonies de bactéries anaérobies sulfitoréducteurs.

Mots-clés : Coagulation, Floculation, moringa oleifera, traitement

(6)

vi

ABSTRACT

The use of chemical coagulants such as alun in the treatment of drinking water leaves unwanted and potentially unwanted residues. The aim of this study is to evaluate the potential of moringa oleifera seeds as a natural coagulant in the treatement of drinking water in order to alleviate some of the problems of chemical coagulants. The study focus on the reduction of turbidity (clarification), the determination of the oxidability, the Complete Alcalimetric Title (CAT) as well as the ability of the coagulant to neutralize certain groups of micro-organisms.

The raw water used for the experiments was taken at differents levels of the OKPARA river in Parakou town. Flocculation coagulation experiments were made with different dose of moringa oleifera seed powder (45mg/l ; 50mg/l ; 55mg/l ; 60mg/l ; 65mg/l). The results showed that with a dose of 55mg/l of the coagulant, the best rate of turbidity reduction was obtained. So our results showed that the seeds do not modify the pH of the water, but on the other hand they enriched the environments in ions.

In comparison with the microbiological tests, the seeds of moringa oleifera showed their very great power in the annihilation of the colonies of total coliforms, Escherichia coli, enterococci and the reduction of the colonie of anaerobic bacteria sulfitoreducer.

Key words: Coagulation, Floculation, moringa oleifera, Treatment,

(7)

LISTE DES FIGURES

Figure 1

: Variation de la turbidité en fonction des doses du coagulant

……53

Figure 2 :

Variation du TAC en fonction des doses du coagulant

………...55

Figure 3

: Variation de l’oxydabilité en fonction des doses du coagulant

...56

Figure 4

: Variation du pH en fonction des doses du coagulant

…...…………57

Figure 5 :

Variation de la conductivité en fonction des doses du coagulant

…58

(8)

viii

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I :

Classification botanique

………36

Tableau II :

Norme de qualité physico-chimique des eaux au Bénin

………39-40

Tableau III

: Matériels de laboratoire

………46-47

Tableau IV :

Résultats des test microbiologiques

………59

Tableau V

: Normes au Bénin en microbiologie

………65

(9)

LISTE DES PHOTOS

Photo 1 : PH-mètre………...12

Photo 2 : Conductimètre………...…14

Photo 3 : Spectrophotomètre………34

Photo 4 : Turbidimètre………...…35

Photo 5 : Mini-floculateur………47

Photo 6 : graines de moringa oleifera ………49

Photo 7 : Amandes des graines de moringa oleifera...52

Photo 8 : mini-floculateur………54

Photo 9 : résultat des analyses bactériologiques pour les entérocoques……68

Photo 10 : résultat des analyses bactériologiques pour les bactéries Anaérobie sulfitoréducteur………68

Photo 11 : résultat des analyses bactériologique pour les E. coli…...69

Photo 12 : résultat des analyses bactériologiques pour les coliformes………70

(10)

x

LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS

- MEM :

Ministère de l’Eau et des Mines

- mg :

milligramme

- OMS :

Organisation Mondiale de la Santé

- pH :

Potentiel Hydrogène

- T (°C) :

Température (degré Celsius)

- TAC :

Titre Alcalimétrique Complet

- ufc :

unité formant colonie

- NTU

: Nephelometric turbidity unit

- SONEB

: Société National des Eaux du Bénin

(11)

Table des matières

CERTIFICATION ...ii

DEDICACE ... iii

REMERCIEMENTS ... iv

RESUME ... v

ABSTRACT ... vi

LISTE DES TABLEAUX... viii

LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS ... x

Table des matières ... xi

INTRODUCTION ... xiii

PRESENTATION DE LA STRUCTURE D’ACCUEIL ... 4

I- Présentation de la structure d’accueil ... 5

1.1- Présentation générale ... 5

1.2 -Situation géographique ... 5

1.3-Historique ... 5

1.4- Missions ... 6

1.5- Organigramme ... 6

1.6- Activités menées au cours du stage ... 8

a) Les analyses bactériologiques ... 30

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ... 33

II- Synthèse bibliographique ... 34

2.1- Généralités ... 34

2.1.1- Le Moringa oleifera ... 34

2.1.2- L’eau ... 36

(12)

xii

Généralités ... 36

2.1.3- Traitement des eaux ... 38

CADRE, MATERIELS ET METHODES ... 41

3-1 : Cadre de recherche ... 42

3-2 : Matériels ... 42

3-3 : Méthodes ... 44

3.3.1- Echantillonnage ... 44

RESULTATS ET DISCUSSIONS ... 48

4.1- Résultats et analyses ... 49

4.2- Discussion ... 55

ANNEXE ... 60

(13)

INTRODUCTION

(14)

Apparu il y a environ 1 milliard d’années, après l’apparition du bloc terrestre, l'eau liquide de formule chimique « H2O » est un des éléments les plus importants de la vie. Il a toujours été source d’unité mais aussi source de conflit, comme nous le constatons toujours avec quelques-uns des pays entourant le Jourdain par exemple.

En effet, l’eau est le produit alimentaire le plus consommé au monde (OMS, 2004).

Un être humain peut se passer de nourriture plusieurs jours sans qu’il n’y ait de graves conséquences sur sa santé mais ne peux se passer d’eau plus de 48h sans qu’il n’y ait de graves conséquences sur sa santé. Un Homme a, selon les Nations-Unies, besoin d’au moins 20 litres d’eau par jour pour survivre et couvrir ses besoins essentiels. Tandis que dans les pays développés cette norme est respectée, il reste encore beaucoup de pays dans lesquels les populations n’ont pas encore accès à ce minimum.

Bien que dans notre cher pays, de nombreux efforts aient été mis en œuvre par la Société National des Eaux du Benin (SONEB) pour desservir le maximum de la population en eau potable, force est de constater qu’une bonne partie de notre population n’a toujours pas accès à l’eau potable. Cette partie de la population se retrouve donc contrainte à utiliser les eaux de surfaces et eaux de puits pour leurs besoins quotidiens. Ces eaux étant d’origines douteuses, elles deviennent donc facilement vectrices de maladies d’origine hydrique.

Ainsi, par le passé, de nombreuses études ont été menées sur des extraits végétaux.

Ces études ont prouvé que bon nombre d’extraits végétaux ont un pouvoir de coagulation- floculation qui permet de clarifier les eaux troubles et ont aussi une capacité à désinfecter l’eau. C’est dans le souci de permettre à la population d’avoir une eau de qualité plus appréciable tout en préservant la nature, que notre étude portera sur « l’UTILISATION DES EXTRAITS VEGETAUX DANS LE TRAITEMENT DES EAUX : CAS DU MORINGA OLEIFERA ».

Cette denrée, indispensable à la vie et au développement, a depuis toujours été considérée comme divinité dans plusieurs pays du monde, mais surtout en Afrique. Etant un support nourricier dans l’alimentation, l’eau a de par le monde, été source de conflit.

En effet, l’obtention ou le maintien d’une bonne santé est presque impossible sans un apport régulier et abondant en eau potable. Une eau est dite potable lorsqu’elle est en adéquation avec un certain nombre de caractéristiques là rendant propre à la consommation

(15)

humaine. Même si les standards de références dans ce domaine diffèrent selon les époques et les pays, l’OMS a cependant donné des standards à respecter. Ces standards n’étant pas toujours atteints dans tous les endroits de notre pays, les programmes des Nations-Unies, les fondations, et surtout la Société Nationale des Eaux du Bénin (SONEB) s’attèlent jours et nuits pour que toute la population de notre cher pays puisse avoir accès à de l’eau potable.

La question de l'accès à l'eau potable est en effet très déterminante, car disposer d’une eau de bonne qualité et à moindre coût est essentielle au développement économique mais aussi humain. Ceci apporte à l’organisme des éléments dont il a besoin pour bien fonctionner.

Une eau prise dans la nature, qu’elle soit souterraine ou de surface, est presque toujours troublée par des particules colloïdales en suspension et contaminée par des agents pathogènes comme les bactéries, les virus, les protozoaires et les vers. C’est ainsi donc que plusieurs millions d’Hommes continuent de perdre la vie ou tombent gravement malade après consommation d’eaux contaminées.

Dans certaines régions du monde, certaines personnes arrivaient à traiter ces eaux dites d’origines douteuses avec des extraits végétaux qui permettaient de clarifier et aussi désinfecter ces eaux. Par exemple, les propriétés des polypeptides naturels obtenus à partir des graines de Moringa sont connues depuis des siècles en chine (Makkar H.P.S. et Becker K., 2001). Plus tard de nombreuses études ont été faites sur de nombreux extraits végétaux. Ces études ont ainsi donc prouvé qu’on pouvait effectivement utiliser les extraits végétaux tels que les feuilles, les graines, l’écorce…, des végétaux pour traiter l’eau. Ainsi pour permettre à la population de disposer d’une eau potable par des technologies de traitement efficace et peu onéreux, nous avons axé notre étude sur l’étude du potentiel du floculant-coagulant extrait des graines de Moringa oleifera dans le traitement de l’eau. Notre étude consistera donc à évaluer l’efficacité de ce coagulant-floculant dans le traitement des eaux qui se traduit par la capacité du coagulant à clarifier l’eau (réduction de la turbidité), à désinfecter l’eau tout en respectant l’environnement et la santé des populations. De façon globale, notre étude a pour objectif d’évaluer l’efficacité du pouvoir de floculation des graines de Moringa Oleifera dans le traitement de l’eau. Ce traitement consiste à la désinfection, à la réduction du taux de turbidité de l’eau.

Mais de façon spécifique il s’agira de :

(16)

 Faire des analyses physico-chimiques et bactériologiques des eaux de surfaces échantillonnées

 Faire le traitement des eaux de surfaces échantillonnées avec les graines de Moringa oleifera

 Suivre l’évolution des différents paramètres

Le présent travail, en dehors de l’introduction, de la conclusion et des perspectives est subdivisé en quatre parties. Une première partie qui présente la structure d’accueil, sa mission et ses activités ; la deuxième partie intitulée synthèse bibliographique résume les recherches de quelques auteurs sur le sujet et présente de façon générale l’ensemble des thèmes qui entrent en ligne de compte pour cette étude. Quant à la troisième partie du travail, elle présente le cadre du travail, le matériel utilisé ainsi que les méthodes mises en applications.

Enfin dans la dernière partie du travail, porte sur l’analyse et à la discussion des résultats obtenus.

(17)

PRESENTATION DE LA STRUCTURE

D’ACCUEIL

(18)

I- Présentation de la structure d’accueil 1.1- Présentation générale

Créée en 2003 par décret N° 2003-203 du 12 juin 2003, suite à la séparation des deux activités Eau et Energie de l’ancienne Société béninoise d’Electricité et d’Eau (SBEE), la SONEB est une société anonyme unipersonnelle à caractère industriel et commercial qui exerce son activité dans le domaine de l’eau potable. La Société a pour objet la captation, le transfert, le traitement et la distribution de l’eau potable ainsi que l’évacuation des eaux usées.

Ses activités s’étendent sur l’ensemble du territoire national. Elle intervient en milieu urbain et péri-urbain.

La SONEB est placée sous la tutelle du Ministère de l’Eau et des Mines (MEM).

La société est dotée de la personnalité civile et de l’autonomie financière. Elle exerce ses activités conformément à ses statuts et aux lois ainsi que les règlements de l’acte uniforme de l’Organisation pour l’Harmonisation en Afrique du Droit des Affaires (OHADA) relatifs au droit des sociétés commerciales et groupements d’intérêt économique.

1.2 -Situation géographique

Le laboratoire central de la SONEB est situé dans l’usine d’eau en face du Marché de Vèdoko. Il est constitué d’un bâtiment abritant les bureaux du Chef Service Qualité Eau et du Chef Département et le laboratoire de physico-chimie, d’un conteneur constituant le magasin et d’un autre conteneur aménagé et équipé servant de laboratoire pour les analyses bactériologiques.

1.3-Historique

Au départ, la distribution de l’énergie électrique et de l’eau était assurée au Bénin, depuis la période de l’indépendance jusqu’à fin décembre 2003 par une seule et unique société : LA SOCIETE BENINOISE D’ELECTRICITE ET D’EAU (SBEE).

Mais cette société a changé plusieurs fois de dénomination pour diverses raisons.

En effet, la convention du 30 septembre 1955 avait concédé à la COMPAGNIE COLONIALE DE DISTRIBUTION D’ENERGIE ELECTRIQUE (CCDEE) toutes les installations qui étaient en gérance sous régie. Par la même convention, la CCDEE avait aussi

(19)

en charge l’adduction et la distribution de l’eau potable à Cotonou, seule ville en développement à cette époque.

Après l’indépendance des pays africains, la CCDEE est devenue successivement COMPAGNIE CENTRALE DE DISTRIBUTION D’ENERGIE ELECTRIQUE (CCDEE) et COMPAGNIE CENTRALE DE DISTRIBUTION D’EAU ET D’ENERGIE (CCDEE).

En 1973, l’Etat dahoméen sous ‘’la Révolution’’, en prenant en charge les secteurs vitaux de l’économie nationale, a procédé à la nationalisation de la Compagnie de Distribution d’Eau et d’Energie. Et par ordonnance n°73-13 du 07 février 1973, il a été créé la SOCIETE DAHOMEENNE D’ELECTRICITE ET D’EAU (SDEE) qui deviendra plus tard la SOCIETE BENINOISE D’ELECTRICITE ET D’EAU (SBEE).

En 2003, au terme du processus de la réforme institutionnelle de la Société Béninoise d’Electricité et d’Eau (SBEE) qui a abouti à la séparation des deux activités « Eau et Electricité », la SOCIETE NATIONALE DES EAUX DU BENIN (SONEB) a été créé par décret n°2003-203 du 12 juin 2003. La société a pour objet la production, le transport et la distribution de l’eau potable et l’assainissement

1.4- Missions

Placé sous la tutelle du Ministère de l’Eau et des Mines (MEM), la Société national des eaux du Benin (SONEB) a pour mission d’assurer la captation, le transfert, le traitement et la distribution de l’eau potable ainsi que l’évacuation des eaux usées. Ses prestations de service s’étendent sur presque toutes l’étendue du territoire national. Elle intervient en milieu urbain et péri-urbain. La société est dotée de la personnalité civile et de l’autonomie financière. Elle exerce ses activités conformément à ses statuts et aux lois ainsi que les règlements de l’acte Uniforme de l’Organisation pour l’Harmonisation en Afrique du Droit des Affaires (OHADA) relatifs au droit des sociétés commerciales et groupements d’intérêt économique.

1.5- Organigramme

Une structure peut se définir comme l’ensemble des fonctions et relations déterminant formellement les missions que chaque unité de l’organisation doit accomplir et les modes de collaboration entre ses entités. Il s’agira donc de présenter ces structures de la SONEB.

(20)

 Le Conseil d’Administration

Il est investi des pouvoirs les plus étendus pour agir au nom du gouvernement. Il est composé de sept (07) membres : un président qui est un représentant du ministre en charge de l’Eau, d’un représentant du ministère de la Santé, d’un représentant du ministère chargé du Plan, d’un représentant du ministère chargé des Finances, d’un représentant de l’Association Nationale des Communes du Benin, d’un Représentant des Associations de consommateurs et d’un représentant des travailleurs. Ses fonctions sont entre autres de définir les objectifs de la société, de contrôler les actions du Directeur Général, d’arrêter les comptes de chaque exercice, d’approuver et d’adopter les budgets annuels.

 La Direction Générale

Elle est dirigée par un Directeur Général nommé par décret pris en conseil des Ministres sur proposition du Conseil d’Administration et représente la Société dans ses rapports avec les tiers. La Direction Générale assure la planification, la mise en œuvre des programmes et veille à l’utilisation judicieuse des ressources de la société.

 Les Directions Centrales

Elles sont au nombre de six (06) et sont directement rattachées à la Direction Générale.

Chacune d’elles fonctionne dans son domaine dans le but de faire tourner l’entreprise. Ce sont :

 La Direction du Contrôle Général et de la Gestion des Risques (DCGGR)

 La Direction du Développement, de la Planification et des Etudes (DDPE)

 La Direction de L’Exploitation et de la Coordination du Réseau (DECR)

 La Direction Financière (DF)

 La Direction Commerciale, du Marketing et de la Qualité (DCMQ)

 La Direction des Affaires Administratives et Générales (DAAG)

 Les Directions Départementales

Elles sont situées dans les départements et assurent la gestion et le suivi des activités dans les départements. Nous avons : la Direction Départementale de l’Atlantique-Littoral, la Direction Départementale de l’Ouémé-Plateau, la Direction Départementale du Mono-Couffo, la Direction Départementale du Zou-Colline, la Direction Départementale du Borgou-Alibori et la Direction Départementale de l’Atacora-Donga.

(21)

1.6- Activités menées au cours du stage

Les principales activités ayant meublé notre stage sont les analyses des différents échantillons prélevés sur le réseau de distribution de la SONEB et dans les stations de traitement même. Ces analyses sont subdivisées en deux parties, une première série d’analyse physico-chimique et une seconde série d’analyse microbiologique. Les analyses physico- chimiques comprennent une première partie dans laquelle on procède au dosage des paramètres tels que : L’alcalinité de l’eau (TAC = Titre Alcalimétrique Complet), les chlorures, la dureté totale, le calcium et magnésium, la teneur en matière organique (oxydabilité). Cette première partie est appelée la volumétrie. La seconde partie des analyses est appelée la spectrométrie. Pour la spectrométrie ont procède au dosage des paramètres tels que : le dosage du fer, nitrate, nitrite, ammoniaque, sulfate, phosphate, ammonium, manganèse. Une dernière partie comprend les analyses électrochimiques tels que la turbidité, le Ph, la conductivité, la température. Les différentes procédures de dosage de ces paramètres sont décrites comme suit :

(22)

MATERIELS ET METHODES

(23)

Analyses physico-chimiques

 Le pH

Le pH (potentiel hydrogène) permet de donner le degré d’acidité ou d’alcalinité d’une eau. Il est le reflet de la concentration d’une eau en ions H⁺: pH = -log [H⁺]. C’est une valeur qui varie légèrement selon la température.

 Les matériels

-

PH-mètre munie d’une sonde de pH

-

Un flacon

-

Les solutions Tampon (pH4, pH7, Ph1à)

-

Papier doux (si possible)

-

Eau distillée.

 Méthodologie

-

Allumer le pH-mètre ;

-

Y placer la sonde du pH-mètre ;

-

Rincer la sonde à l’eau distillée et la nettoyer avec du papier doux ;

-

Etalonner le pH (Plonger la sonde d’abord dans la solution à pH7, ensuite dans la solution à Ph4 puis dans la solution à Ph1à) ;

-

Consigner la valeur sur la fiche de vie de l’appareil ;

-

Rincer la sonde à l’eau distillée puis la nettoyer avec du papier doux ;

-

Plonger la sonde dans l’échantillon ;

-

Attendre la stabilisation de l’indication (AR) en bas du cadran du pH-mètre ;

-

Noter la valeur affichée.

(24)

Photo1 : PH-mètre

(25)

 La conductivité

La conductivité électrique de l’eau représente la propriété d’une solution de conduire le courant électrique, en fonction de la quantité d’ion présent dans l’eau. Elle se mesure à l’aide d’un conductimètre avec compensateur automatique de température.

-

Le conductimètre muni d’une sonde de conductivité

-

Un flacon

-

L’eau distillée

-

Papier doux

-

Une solution étalon de 1413µs /cm

-

Allumer le conductimètre ;

-

Placer la sonde du conductimètre ;

-

Rincer la sonde à l’eau distillée, puis la nettoyer avec du papier doux ;

-

Plonger la sonde dans l’échantillon ;

-

Attendre la stabilisation de l’appareil ;

-

Noter la valeur indiquée.

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Photo 2 : conductimètre

 Le CO2 libre

Lors d'une mesure du CO2 libre on réalise en fait le dosage de [H2CO3] : on ne peut mesurer distinctement le CO2"gaz" et les formes hydratées de CO2.

Ce paramètre est directement dosé sur le terrain afin d’éviter l’échappement de ce gaz.

-

Eprouvette gradué de 250ml

-

Phénolphtaléine

-

Hydroxyde de sodium NaOH 0,1N

-

Rincer correctement la burette graduée de 250ml à grande eau ;

-

Diminuer la pression de l’eau du robinet en formant un filet d’eau ;

-

Remplir la burette en l’inclinant pour éviter l’introduction de bulbes d’air ;

-

Ajuster l’eau prélevée à 250ml dans l’éprouvette ;

(27)

-

Ajouter quelques gouttes de phénolphtaléine (3 à 5 gouttes) après prélèvement de l’échantillon d’eau ;

-

Titrer avec le NaOH 0,1N jusqu’au virage à la couleur rose tout en mélangeant sans former de bulles d’air ;

-

Noter le volume de NaOH écoulé

CO2 Libre (mg/l) = 44/2,5 X Volume de (NaOH) en ml

 Le fer

Le fer est un des métaux les plus abondants de la croûte terrestre. Sa présence dans l’eau est due principalement au lessivage des sols (avec dissolution des roches et minerais), aux rejets industriels et à la corrosion des canalisations métalliques. A l’état de trace, le fer est un oligoélément indispensable à la santé humaine. Des concentrations en fer, même élevées, ne constituent pas de risques pour la santé humaine. Néanmoins, leur forte concentration dans l’eau est source de désagrément : goût métallique, odeurs putrides, tâches sur le linge et les sanitaires, dépôts ferrugineux bouchant les canalisations et corrosion liée au développement de bactéries.

 Les matériels - Le coffret de dosage

-

L’échantillon à analyser

-

Ouvrir le coffret de dosage ;

-

Prendre la cuvette de prélèvement et le rincer abondamment à l’eau à analyser ;

-

Prendre l’eau à analyser jusqu’au trait de jauge dans la cuvette ;

-

Y ajouter 6 gouttes du réactif Fer 1 ;

-

Fermer et mélanger ;

-

(28)

-

Attendre 10 minutes et lire à l’aide de la plaquette blanche, le développement de couleur obtenu et la valeur correspondante à partir de la cuvette correspondant à la teneur en Fer dans l’échantillon.

 O2 dissous

La présence de l’oxygène dans l’eau est indispensable à la respiration des êtres vivants aérobies. L’oxygénation de l’eau provient d’abord du contact de sa surface avec l’atmosphère. Lorsque la concentration en oxygène dissous mesurée est inférieure à la valeur de saturation. Par exemple, la nuit les végétaux consomment de l’oxygène, et s’il y a trop de végétaux dans peu d’eau la faune peuvent être menacée d’asphyxie (anoxie) surtout en fin de nuit.

-

Coffret de dosage

-

Echantillon à analyser

-

Ouvrir le coffret ;

-

Rincer abondamment le flacon du coffret ;

-

Réduire la pression de l’eau du robinet et y prélever l’eau dans le flacon jusqu’à le remplir sans emmagasiner de bulbe d’air en inclinant le flacon ;

-

Ajouter 05 gouttes du réactif O2-1 et mélanger ;

-

Ajouter 05 gouttes du réactif O2-2, mélanger et attendre une minute ;

-

Ajouter 10 gouttes du réactif O2-3et mélanger ;

-

Prendre la cuvette jaugée du coffret et la rincer abondement à l’eau de robinet puis avec le mélange ;

-

Prélever 5ml du mélange ;

-

Ajouter 01 goutte du réactif O2-4 ;

-

Titrer le mélange avec le réactif O2-5 ;

-

Lire le volume du réactif O2-5 titrant ;

-

Noter le résultat.

NB : Lorsque le mélange à tirer n’est pas foncé, prélever jusqu’au trait de jauge de 10ml dans la cuvette jaugée et titrée. La lecture du résultat est divisée par 2.

(29)

Faire attention aux billes contenues dans le flacon du coffret pour ne pas les perdre lors des rinçages.

 L’alcalinité de l’eau (TAC = Titre Alcalimétrique Complet)

D’après la norme ISO 9936, l’alcalinité se définit comme la capacité quantitative des milieux aqueux à réagir avec les ions hydrogène. L’alcalinité de l’eau est principalement fonction des concentrations en hydrogénocarbonate, carbonates et hydroxyde. D’autres substances tampon (X) telles que l’ammoniaque, le borate, le phosphate, le silicate et les anions organiques peuvent être incluses dans la détermination.

 Principe

L’échantillon est titré à l’aide d’une solution acide étalonnée à des valeurs fixes, des points de virage de 8,3 à 4,5. Les points de virage, qui sont déterminés visuellement ou potentiométriquement, sont les points d’équivalence sélectionnés pour la détermination des trois composants principaux : hydrogénocarbonate, carbonates et hydroxyde. Le point de virage pH 8,3 s’approche par approximation des concentrations équivalentes de carbonate et de dioxyde de carbone et représente le titrage d’environ tout l’hydroxyde et de la moitié du carbonate présent. Le point de virage pH 4,5 s’approche par approximation du point d’équivalence pour les ions hydrogène et l’hydrogénocarbonate et permet la détermination de l’alcalinité totale de l’échantillon.

 Matériels

-

HCl 1/50 N

-

Indicateur mixte

-

Eau distillée

-

Erlenmeyer de 250ml - Pipette jaugée

-

Agitateur magnétique

-

Barreau aimanté

-

Rincer abondamment un Erlenmeyer de 250ml et une pipette jaugée de 100ml à l’eau de robinet et à l’eau distillée ;

-

Prélever à l’aide de la pipette de 100ml l’échantillon dans l’Erlenmeyer et y ajouter un barreau aimanté préalablement rincé à l’eau de robinet et à l’eau distillée ;

(30)

-

Ajouter 3 à 5 gouttes de l’indicateur mixte, on obtient une couleur bleue ;

-

Titrer avec l’HCl 1/50 N jusqu’au virage du bleu à une couleur de peau d’oignon ;

-

Noter le volume d’HCl1/50 N utilisé.

TAC1 (°F) = VHCl (1/50 N) ml consommé par l’échantillon

NB : Il faut ajouter 1 goutte de thiosulfate de sodium 0,1N avant d’ajouter l’indicateur mixte dans le cas où l’eau à analyser est une eau traitée au chlore.

 Dosage des chlorures

Le chlorure (Cl-) est un ion négatif du chlore (Cl) ; cet élément est très abondant dans l’environnement. Le chlorure est présent à l’état naturel dans les eaux souterraines en raison de l’altération météorique et la lixiviation des roches sédimentaires et des sols, ainsi que de la dissolution des dépôts de sel. Le chlorure présent dans l’eau potable ne comporte généralement pas d’effets nocifs pour la santé. À des concentrations supérieures à 250 mg/L, le sodium associé au chlorure peut être une préoccupation pour les personnes qui suivent un régime appauvri en sel. Le chlorure peut également augmenter les matières totales dissoutes (MTD) présentes dans l’eau potable, ce qui peut avoir des effets sur le taux de corrosion de l’acier et de l’aluminium. Le chlorure peut favoriser la corrosion de certains métaux qui entrent dans la fabrication des canalisations, des pompes, des raccords de plomberie et des chauffe-eaux.

 Principe

Dosage du chlore combiné à l’état de chlorure par le nitrate d’argent, en présence de chromate de potassium comme indicateur.

 Matériels

-

Erlenmeyer de 250ml

-

Pipette jaugée de 100ml

-

Nitrate d’argent ammoniacal 1/25N

-

Barreau aimanté

-

Agitateur magnétique

-

Poire d’aspiration

-

Chromate de potassium

(31)

-

Rincer abondamment un Erlenmeyer de 250ml et une pipette jaugée de 100ml à l’eau de robinet et à l’eau distillée ;

-

Prélever à l’aide de la pipette 100ml de l’échantillon, l’introduire dans l’Erlenmeyer et mettre le barreau aimanté préalablement bien rincé avec l’eau de robinet et à l’eau distillée ;

-

Poser l’Erlenmeyer sur un agitateur magnétique et y ajouter quelques gouttes (3 à 5 gouttes) de chromate de potassium, on obtient une coloration jaune ;

-

Titrer le mélange avec du nitrate d’argent ammoniacal 1/25 N jusqu’au virage de la couleur jaune à la couleur rouge brique ;

-

Noter le volume de nitrate d’argent ammoniacal utilisé.

[Cl-] mg/l=Vnitrate d’argent (ml) consommé par l’échantillon X 14,2

 La dureté totale TH

La dureté d'une eau est relative à sa concentration en cations Ca²⁺ et en Mg²⁺. La dureté totale d'une eau est égale à la somme de sa dureté calcique et de sa durée magnésienne (Calcique se rapporte aux ions calcium Ca²⁺ et Magnésienne se rapporte aux ions magnésium Mg²⁺).

 Matériels

-

Erlenmeyer de 250ml

-

Ammoniac pur (28%)

-

EDTA titrant ou liqueur complexométrique

-

Pipette graduée de 10ml

-

Agitateur magnétique - Barreau aimanté

-

Comprimé tampon

-

Rincer abondamment un Erlenmeyer de 250ml et une pipette jaugée de

(32)

100ml à l’eau de robinet et à l’eau distillée ;

-

Prélever à l’aide de la pipette 100ml de l’échantillon à mettre dans l’Erlenmeyer ;

-

Ajouter un barreau aimanté préalablement rincé correctement à l’eau de robinet puis à l’eau distillée ;

-

Ajouter un (01) comprimé tampon ;

-

Ajouter 2ml d’ammoniac pur (28%) à l’aide de la pipette jaugée préalablement rincée à l’eau de robinet et à l’eau distillée ;

-

Titrer avec l’EDTA jusqu’au virage à la couleur verte ;

-

Noter le volume d’EDTA titrant utilisé.

[TH][°F]= VEDTATitrante utilisé * 17,8

 Dosage du calcium et du Magnésium

L'eau constitue une source d'apport en sels minéraux et en oligoéléments : calcium, magnésium, fluor... Contrairement aux idées reçues, l'eau du robinet en contient bien évidemment. Dans son parcours naturel, au contact des sols et des roches, elle se charge en sels minéraux et oligoéléments. L'eau étant un produit local, elle présente, selon les régions, des teneurs différentes de ces composants. Dans les révisions des directives de l'OMS pour la qualité de l'eau potable, appelées "Risques sur la santé de la consommation d'eau déminéralisée" par F. Kozisek, les possibles conséquences sur la santé de la consommation d'une eau de faible teneur en minéraux sont divisées en catégories: effets directs sur les muqueuses intestinales, la prise d'eau de concentration pratiquement nulle en calcium et magnésium, la prise d'eau de concentration faible en d'autres éléments, manque en calcium, magnésium et d'autres éléments essentiels dans la nourriture préparée, plus grande ingestion diététique possible de métaux toxiques, croissance bactérienne possible.

 Principe

Les ions Ca²⁺et Mg²⁺ seront dosés par complexométrie par une solution d’EDTA.

L’EDTA ou acide éthylène diamine tétracétique dont la formule est donnée ci-contre sera noté pour plus de commodité H4Y.

L’EDTA est un tétracide. Sa forme la plus basique est l’ion Y^4-.

(33)

Les ions Y^4-forment des complexes avec les ions Ca²⁺ et Mg²⁺ selon les réactions ci- dessous : Ca²⁺ + Y^4- = [CaY]^2-et Mg²⁺ + Y^4- = [MgY]^2-

L’indicateur coloré utilisé est le NET (Noir Eriochrome T). L’utilisation de cet indicateur est optimale lorsque le pH est entre 9 et 10. Il peut, lui aussi, donner des complexes avec les ions Ca²⁺ et Mg²⁺ selon les réactions ci-dessous :

Ca²⁺ + NET = [CaNET]²⁺ et Mg²⁺ + NET = [MgNET]²⁺

[CaNET]²⁺ est moins stable que [MgNET]²⁺, lui-même moins stable que [MgY]^2-qui est moins stable que [CaY]^2-.

Dans l’eau contenant les ions Ca²⁺ et Mg²⁺, on ajoute un peu de chlorure d’ammonium et un peu d’ammoniaque.

 Matériels

-

Erlenmeyer de 250ml

-

Pipettes jaugées de 5ml ou graduées de 10ml

-

Tachiro

-

HCl 1/3

-

NaOH 400g/l

-

Murexide

-

EDTA Titrante 1/25N

-

Ammoniac pur (28%)

-

Indicateur NET (Noir Eriochrome T)

-

Prélever 100ml de l’échantillon à l’aide d’une pipette jaugée de 100ml ;

-

Ajouter (05) gouttes de Tachiro. On obtient une coloration verte ;

-

Ajouter le nombre de gouttes d’HCl 1/3 pouvant faire changer la couleur verte du mélange au rose ;

-

(34)

-

Ajouter une pincée de Murexide, on obtient une coloration rose ;

-

Titrer avec l’EDTA jusqu’à l’obtention d’une couleur violette caractéristique des ions calcium ;

[Ca²⁺ (mg/l)]= VEDTATitrante * 1,78 * 4,008

-

Continuer le dosage en ajoutant 5ml d’HCl 1/3 ;

-

Laisser réagir pendant 05 minutes pour avoir une coloration rose claire ;

-

Ajouter 5ml d’ammoniac pur (28%), on obtient une coloration verte ;

-

Ajouter une petite pincée d’indicateur NET, on obtient une coloration violette ;

-

Titrer à l’EDTA jusqu’à l’obtention d’une teinte bleue caractéristique des ions magnésiums.

[Mg²⁺ (mg/l)]= VEDTATitrante (ml)* 1,78 * 2,43

NB : La somme des tombées de burettes de calcium et de magnésium doit être égale à celle de la dureté totale pour le même échantillon.

 Dosage de la teneur en matière organique : L’oxydabilité

La mesure de l'oxydabilité permet de façon indirecte d'évaluer la quantité de matière oxydable contenue dans l'eau (surtout les matières organiques mais aussi, quand ils sont présents, des composés minéraux réduits). La nouvelle directive européenne de 1998 n'impose pas cette mesure si le carbone organique total est mesuré. L'oxydabilité est mesurée après 10 minutes en milieu acide. Ce paramètre doit être recherché lorsque le carbone organique total (C.O.T) n’est pas analysé.

 Matériels

-

Erlenmeyer de 250ml

-

Pipettes jaugées de 5ml et de 10ml

-

NaOH 400g/l

-

Permanganate de potassium 0,01 N

(35)

-

Acide oxalique 0,01N

-

Acide sulfurique 1/2

-

Plaque chauffante

-

Prélever 100ml de l’échantillon ;

-

Mettre au feu ;

-

Ajouter (05) gouttes de NaOH 400g/l et laisser bouillir ;

-

Ajouter dès que l’échantillon boue 15ml de permanganate de potassium 0,01N ;

-

Laisser bouillir pendant 10minutes au feu doux ;

-

Ajouter 15ml d’acide oxalique 0,01N ;

-

Ajouter 5ml d’acide sulfurique ½ ;

-

Le mélange se décolore ;

-

Titrer avec le permanganate de potassium 0,01N jusqu’au virage au rose claire.

[KMnO4] mg/l= Vpermangante de potassium * 0,74

 Dosage des nitrates

Les nitrates des eaux proviennent essentiellement de l'activité humaine, ce sont des éléments de base dans les matières employées comme engrais soit sous forme d'amendement

« chimiques », soit surtout sous forme d'amendements « naturels » (lisier de porc, fumier et purins). Ces nitrates traversent les sols par percolation, atteignent les nappes phréatiques et les cours d'eau, puis finissent sur notre table. Les nitrates sont une des principales sources d'azote pour les végétaux. La recherche de rendement maximum dans l'agriculture a poussé à l'utilisation excessive d'engrais azotés chimiques. Mais les nitrates, très solubles sont entraînés dans les eaux de ruissellement et polluent les cours d'eaux, et les nappes phréatiques, particulièrement dans les zones d'agriculture intensive. Les nitrates ne sont pas toxiques directement, mais ils favorisent la prolifération des algues (eutrophisation) ayant pour conséquence une baisse de la teneur en dioxygène de l'eau et donc une action sur la vie aquatique.

En outre ils sont susceptibles de se transformer en nitrites (par réduction) et en nitrosamines

(36)

 Matériels

-

Fiole jaugée de 100ml

-

Plaque chauffante

 Réactifs

-

Eau distillée

-

Azoture de sodium

-

Acide acétique cristallisable pur

-

Salicylate de sodium

-

Acide sulfurique concentré

-

Solution alcali

-

Prélever 10ml de l’échantillon dans une fiole de 100ml ;

-

Ajouter 0,5ml d’azoture de sodium ;

-

Ajouter 0,2ml d’acide acétique ;

-

Laisser réagir pendant (05) minutes puis faire évaporer les mélanges à sec sur plaque chauffante ;

-

Ajouter 1ml de salicylate de sodium ;

-

Homogénéiser et faire évaporer à sec (au feu) ;

-

Laisser refroidir à température ambiante ;

-

Ajouter 1ml d’acide sulfurique pur en agitant légèrement ;

-

Laisser réagir pendant 10 minutes ;

-

Ajouter 10ml de solution d’alcali ;

-

Compléter à 100ml avec l’eau distillée ;

-

Passer à la lecture au spectrophotomètre

 Dosage des nitrites

Les nitrites sont considérés comme polluant très nuisible à la santé de l'être humain et au animaux (le taux de NO2 devient nocif quand il dépasse 0.5 mg/l). Le taux doit être contrôle régulièrement, un taux important survient en générale lorsque l'eau est sûr chargée

(37)

en matières organique, et que les bactéries ne sont pas suffisantes pour les transformer en nitrates.

Les nitrites sont toxiques particulièrement chez les nourrissons et les jeunes enfants car ils peuvent réduire l'hémoglobine en méthémoglobine la rendant impropre au transport de l'oxygène : maladie bleue du nourrisson. En effet les nourrissons ne possèdent pas de méthémoglobine réductase qui réduit la méthémoglobine en hémoglobine.

 Matériels

-

Pipette graduée de 5ml ou 2ml

 Réactifs

-

Ammoniac pur (28%)

-

Réactif de Zambelli

-

Prélever 50ml de l’échantillon dans une fiole jaugée de 100ml ;

-

Ajouter 2ml de réactif de Zambelli et agiter ;

-

Laisser réagir pendant 10 minutes ;

-

Ajouter 2ml d’ammoniac pur et remuer ;

-

Faire la lecture au spectrophotomètre

 Dosage des sulfates

Le sulfate (SO42-) est composé de soufre (S) et d’oxygène (O). Cet élément est présent à l’état naturel dans le sol et la roche. Dans l’eau souterraine, la plupart des sulfates proviennent de la dissolution de minéraux comme le gypse et l’anhydrite. L’invasion d’eau salée et l’exhaure de roches acides sont également des sources de sulfates dans l’eau potable.

Les sources artificielles comprennent les rejets industriels ainsi que les dépôts de combustibles fossiles. À des concentrations supérieures à 500 mg/L, le sulfate peut modifier le goût de l’eau. À des concentrations supérieures à 1 000 mg/L, le sulfate peut avoir un effet laxatif.

(38)

En général, l’eau potable ne contient pas de telles concentrations. Les minéraux sulfatés peuvent favoriser la corrosion de la plomberie ainsi que des matériaux de construction des puits. Les bactéries de soufre peuvent entraîner la formation de matières visqueuses de couleur sombre ou de dépôts d’oxydes métalliques provenant de la corrosion des tuyaux. Ces matières ou ces dépôts peuvent obstruer la plomberie et tacher le linge.

 Principe

Précipitation des ions sulfates en présence de chlorure de baryum en milieu chlorhydrique à l’état de sulfate de baryum. Stabilisation du précipité à l’aide d’un agent stabilisant. Mesurage néphélométriques de la solution d’essai à une longueur d’onde de 650 nm. Détermination de la concentration à l’aide d’une courbe d’étalonnage.

 Matériels

-

 Réactifs

-

HCl 10%

-

Chlorure de baryum stabilisé

-

Ajouter 1ml de HCl 10% ;

-

Ajouter 5ml de chlorure de baryum stabilisé ;

-

Agiter énergiquement ;

-

Laisser reposer 15 minutes et faire la lecture au spectrophotomètre

 Dosage du Phosphore

Les phosphates sont des composés phosphorés. Dans la nature, le phosphore (P) est généralement présent sous forme de molécules de phosphates. Parmi les phosphates présents dans l’eau, on distingue couramment : les ortho phosphates, les polyphosphates (ou phosphates condensés), les phosphates organiques. Dans l’eau, les phosphates inorganiques

(39)

(ortho phosphates et poly phosphates) et les phosphates organiques peuvent se retrouver sous formes dissoutes et/ou particulaires (associés aux particules en suspension, de sédiment, ou de sol). Lors de la détermination des concentrations en phosphates dans une matrice quelconque (eau, sol), suivant les cas, la teneur en phosphates est exprimée en grammes de PO4, de P2O5 ou de P par litre. Si les composés phosphorés utilisés à hautes concentrations dans l’industrie (phosphore blanc qui est par exemple un constituant de la mort-aux-rats, P rouge, P noir, etc.) peuvent avoir des effets très toxiques sur l’homme, les concentrations normalement observées dans l’eau ou dans l’habitat semblent ne pas présenter de risque direct pour la santé humaine (Carpenter et al, 1998). C’est surtout par l’intermédiaire des nombreuses perturbations des écosystèmes aquatiques qui sont imputables aux pollutions par les phosphates que cet élément a des répercussions sur l’être humain.

 Principe

Réaction des ions ortho phosphates avec une solution acide contenant des ions de molybdate et d’antimoine pour un complexe d’antimonyl-phosphomolybdate.

Réduction du complexe par l’acide ascorbique pour former un complexe de molybdène fortement coloré en bleu. Mesurage de l’absorbance de ce complexe pour déterminer la concentration en ortho phosphates présents.

 Matériels

-

 Réactifs

-

Acide ascorbique 10%

-

Molybdate acide

-

Ajouter 1ml d’acide ascorbique 10 % (sa durée de vie est d’une semaine) ;

-

Attendre 30 secondes ;

-

Ajouter 2ml de molybdate acide ;

(40)

-

Compléter à l’eau distillée jusqu’à 50ml ;

-

Lire au spectrophotomètre

 Dosage de l’azote ammoniacal

L'ammonium dans l'eau traduit habituellement un processus de dégradation incomplet de la matière organique. L'ammonium provient de la réaction de minéraux contenant du fer avec des nitrates. C'est donc un excellent indicateur de la pollution de l'eau par des rejets organiques d'origine agricole, domestique ou industriel.

L’ammonium n'est pas très toxique. Ces effets directs sur la santé sont encore assez méconnus. L'ammonium est le plus fréquemment rencontré sous forme de chlorure d'ammonium. Cette substance n'est pas réellement dangereuse pour la santé. Néanmoins son inhalation peut provoquer des toux, son contact avec la peau ou les yeux des rougeurs, son ingestion des nausées, des maux de gorge, des vomissements. Aussi en cas d'inhalation il est préférable de rester à l'air frais au repos et de consulter un médecin. En cas de contact avec la peau ou les yeux il faut rincer abondamment avec de l'eau.

 Matériels

-

 Réactifs

-

Tartrate double de potassium et de sodium

-

Réactif de Nessler

-

Prélever 50ml de l’échantillon dans une fiole jaugée de 100ml

-

Ajouter 2ml de tartrate double de potassium et de sodium

-

Mélanger

-

Ajouter 2ml de réactif de Nessler et mélanger

-

Laisser réagir pendant 10 minutes

-

 Dosage du fer

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Le fer est l’un des métaux les plus abondants de la croûte terrestre. Sa présence dans l’eau est due principalement au lessivage des sols (avec dissolution des roches et minerais), aux rejets industriels et à la corrosion des canalisations métalliques. A l’état de trace, le fer est un oligoélément indispensable à la santé humaine. Des concentrations en fer même élevées, ne constituent pas de risques pour la santé humaine. Néanmoins, leur forte concentration dans l’eau est source de désagrément : goût métallique, odeurs putrides, tâches sur le linge et les sanitaires, dépôts ferrugineux bouchant les canalisations et corrosion liée au développement de bactéries.

 Matériels

-

Tubes à essai

-

Pipette graduée de 10 ml

-

Réactif Fer1, Fer 2, Fer3.

-

L’échantillon à analyser

-

Prélever 5ml de l’échantillon dans un grand tube à essai ;

-

Y ajouter 0,2 ml de Fer 1 puis mélanger ;

-

0,1ml de Fer 2 puis mélangé ;

-

4,5 ml d’eau distillée puis mélangé ;

-

0,2 ml de Fer 3 puis mélangé ;

-

Laisser réagir pendant 10 à 15 minutes et faire la lecture au Spectrophotomètre à 510 nanomètres (nm).

NB : Notons que la durée de vie de Fer3 est d’une semaine

 Dosage du manganèse

Le manganèse est également présent naturellement dans le sol, bien que moins abondant que le fer, sa présence dans l’eau est liée à l’érosion des roches, ou à certains rejets industriels.

 Matériels

-

Tubes à essai (grand)

(42)

 Réactifs

-

Réactif Mn1 (mélanger A et B puis porter le mélange à 200 ml.

A=16g de chlorure d’hydroxylamine à diluer dans 100ml d’eau distillée B=88ml de formol pur)

-

Réactif Mn2 (ammoniac ½)

-

Réactif Mn3 (Titriplex B (EDTA) à 0,1 mol/L ou 37,2 g/l de titriplex B (EDTA))

-

Réactif Mn4 (solution d’hydroxylamine à 10%)

-

Prélever 10ml de l’échantillon dans un grand tube à essai ;

-

Ajouter 4 gouttes de réactif Mn1 et mélanger ;

-

Photo 3 : spectrophotomètre

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 Turbidité Mode opératoire :

Le turbidimètre utilisé ici est un turbidimètre Hanna (Modèle HI-98703). Pour déterminer la turbidité il faut

- Rincer la cuve cylindrique à l’eau distillée et ensuite à l’eau à analyser - Prélever 10 ml de l’échantillon dans la cuve cylindrique

- Introduire la cuve cylindrique dans le turbidimètre

- Procéder à la lecture de la turbidité en appuyant sur le bouton adéquat.

Photo 4 : TURBIDIMETRE

Analyses microbiologiques a) Les analyses bactériologiques

Les analyses microbiologiques réalisées en laboratoire ont pour but de vérifier l’efficacité du traitement de l’eau produite et distribuée par la SONEB.

(44)

Pour ce faire, le laboratoire recherche les germes de la microflore totale, des coliformes totaux principalement E. coli (si la recherche présomptive des coliformes s’avère positive), et les entérocoques, les anaérobies sulfitoréducteur (si la turbidité est supérieure à 5NTU).

 Préparation des milieux de cultures

 Le milieu Mac Conkey

Ce milieu de culture sert à la recherche présomptive de germes coliformes totaux dans les échantillons. C’est un milieu liquide qui se présente sous forme granulée à peser et à préparer à l’eau distillée sur plaque chauffante et à stériliser avant emploi.

-

Petit bécher

-

Balance de précision

-

Bécher ou Erlenmeyer de 1000ml

-

Eau distillée

-

Tubes à essai à capuchon

-

Pipette graduée

-

Stérilisateur

-

Spatule

-

Cloche de durham

-

Papier doux

-

Bien nettoyer un petit bécher à l’eau de robinet et à l’eau distillée puis nettoyer au papier doux. Pareil pour la spatule ;

-

Peser 35g du milieu Mac Conkey pour un volume de 1000ml de milieu de culture à préparer ou la quantité adéquate selon le volume voulu ;

-

Laver l’Erlenmeyer ou le bécher de 1000ml avec de l’eau de robinet puis rincer à l’eau distillée et mettre au feu sur une plaque chauffante ;

-

Une fois que l’eau tiédit, y verser la pesée faite tout en remuant fortement pour éviter les grumeaux ;

(45)

-

Bien rincer l’intérieur du bécher et les bords de l’Erlenmeyer pour récupérer le reste de granulé de milieu qui s’y trouve avant de le remettre au feu ;

-

Laisser cuir et bouillir avant de le descendre ;

-

Compléter à l’eau distillée jusqu’au trait de jauge ;

-

Mettre une cloche de durham dans chaque tube à essai de façon renversée ;

-

Faire la répartition de Mac Conkey dans les tubes à essais à l’aide de la pipette graduée bien lavée à l’eau de robinet et à l’eau distillée ;

-

Fermer les tubes avec leurs capuchons ;

-

Stériliser à l’autoclave à 121°C ;

-

Laisser refroidir les tubes à essai Mac Conkey après la stérilisation ;

-

Conserver les tubes Mac Conkey au réfrigérateur.

 La gélose nutritive

Elle sert à dénombrer les germes totaux à 24heures et 48heures. C’est un milieu solide qui se solidifie à température ambiante. Il se présente sous forme granulée, se prépare avec l’eau distillée sur plaque chauffante. La balance de précision, la gélose nutritive, une spatule, un petit bécher, un grand bécher, un erlenmeyer, une plaque chauffante, des tubes à essai sont les matériels nécessaires pour sa préparation.

La méthodologie de préparation d’Agar nutritive est pratiquement la même que celle de Mac Conkey sauf qu’ici nous pesons 20g de granulé de Gélose pour 1000ml de milieu de culture. Ici, les tubes à essai sont plus grands que ceux utilisés pour le Mac Conkey. Mettre la gélose préparée dans un grand bécher et répartir dans les tubes à essai puis recouvrir et passer à la stérilisation comme décrit lors de la préparation du milieu Mac Conkey.

(46)

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

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II

- Synthèse bibliographique

Le but de notre étude est l’évaluation du potentiel de coagulation-floculation des graines de Moringa oleifera dans le traitement des eaux de surface. Moringa oleifera est un arbre tropical de la famille des Moringacées. Il est originaire du nord-est de l’inde dans les vallées au sud de l’Himalaya. On le retrouve tout le long de la zone tropicale et subtropicale.

Le moringa est réputé pour ses nombreuses vertus et sa très grande résistance même dans les conditions les plus arides. Il donne après floraison des gousses qui contiennent des graines. Ce sont en effet ces graines qui feront l’objet de notre étude. Au Bénin, le Moringa oleifera est connu sous le nom de « kpatin » en langue Fon.

2.1- Généralités

2.1.1- Le Moringa oleifera

Le Moringa oleifera, souvent appelé moringa est l’espèce la plus cultivée du genre moringa dans la famille monotypique des moringaceae (Wikipedia, octobre 2018). C’est un petit arbre tropical à usages multiples. Elle est très résistante même dans les conditions les plus durs de sécheresse. C’est d’ailleurs cette résistance qui lui vaut le nom de « Never die tree » en anglais, ce qui signifie « arbre qui ne meurt jamais ». Il pousse rapidement jusqu’à 6 ou 7 m en un an, même dans les zones recevant moins de 400mm de précipitations annuelles (Odee, 1998). Le moringa se retrouve dans les zones semi-arides, tropicales et subtropicales (Wikipédia 2018).

Tableau I : Classification botanique

Règne Plantae

Sous-règne Tracheobionta

Division Magnoliophyta

Classe Magnoliopsida

Sous-classe Dilleniidae

Ordre Capparales

Famille Moringaceae

Genre Moringa

(48)

Description

Dans la famille des moringaceae nous comptons environ 13 espèces. La plus répandue d’entre elle est sans doute le moringa oleifera. C’est un arbre de 10 à 12 m de haut originaire d’Arabie et des Indes. Il possède un feuillage caduc qui peut atteindre une hauteur de 10 à 12 m, avec un diamètre de tronc de 45 cm (Parotta John A., 1993). Son écorce est de couleur grise blanchâtre. Les fruits du moringa oleifera sont des gousses sous forme de capsules pendantes, trigones, devenant brun foncé à maturité et mesurent 20-60 centimètres pour 1 diamètre de 1 centimètre. Elles s’ouvrent en trois parties lorsqu’elles deviennent sèches.

Variétés

Le moringa oleifera est un arbre allant jusqu’à 12 m de haut. Ses feuilles alternes et bi ou tripennées, se développent principalement dans la partie terminale des branches. Elles mesurent 20 à 70 cm de long, sont recouvertes d’un duvet gris lorsqu’elles sont jeunes, ont un long pétiole avec 8 à 10 paires de pennes composées chacune de deux paires de folioles opposés, plus un à l’apex, ovales ou en forme d’ellipse, et mesurant 1 à 2 cm de long (Morton, 1991). Ses fleurs, lorsqu’elles fleurissent, sont très souvent abondantes et dégagent une odeur agréable. Elles ont une couleur blanche et ont des points jaunes à la base. Ses sépales sont au nombre de 5 et entourent 5 étamines. Ses fruits sont des gousses qui contiennent entre 12 et 35 graines. Les graines sont rondes, avec une coque marron semi-perméable. La coque présente trois ailes blanches qui s’étendent de la base au sommet à 120 degrés d’intervalle.

Une graine pèse en moyenne 0,3 g et la coque représente 25% du poids de la graine (Makkar et Becker, 1997).

Origine et distribution

Le moringa est une plante originaire du nord de l’inde et du sri Lanka. Les indous depuis fort longtemps utilisaient le moringa comme fourrage, comme légumes mais aussi dans le domaine médical. Ils utilisaient les graines pour son huile qu’ils savaient comestible. Du fait de sa grande résistance à la sècheresse et du fait de sa croissance rapide, elle s’est très rapidement acclimatée dans beaucoup de régions tropicales.