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VARIABLES
PRE-ANALYTIQUES DE LA COAGULATION
S. Hadjali, K.Guenounou, I.Frigaa
Centre d’Hémobiologie Transfusion sanguine
CHU Mustapha
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La phase pré-analytique
• La fiabilité des résultats dépend étroitement des conditions pré-analytiques.
• Des recommandations du pré-analytique établies : ü Organisation mondiale de la santé (OMS),
ü Groupe d'étude français sur l'hémostase et la thrombose (GFHT) ü Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI)
ü Société internationale de thrombose et d'hémostase (ISTH)
ü British Committee for Standard in Hematology (BCSH) M
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La phase pré-analytique
• les erreurs pré-analytiques représentent près de 60 % à 70 % de toutes les erreurs survenant dans le laboratoire d’hémostase.
• Les échantillons pour les tests d'hémostase sont particulièrement vulnérables aux variables pré-analytiques, ce qui peut finalement conduire à des résultats de tests inappropriés.
• Stratégies pour atténuer les problèmes potentiels dans la phase pré-analytique
Heyer NJ et al. “Effectiveness of practices to reduce blood sample hemolysis in EDs: A laboratory medicine best practices systematic review and meta-analysis”
Clinical Biochemistry, 2012.
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1/ Fiche de prescription
Fait partie de la phase pré-analytique et participe à la qualité de l’analyse, non sur le plan
technique, mais plutôt de sa pertinence et de ses conséquences diagnostiques ou thérapeutiques pour le patient.
Nom et prénom, sexe, date de naissance, la nature des analyses prescrites, les renseignements cliniques et thérapeutiques relatifs au patient, la date et l’heure de prélèvement.
Toutes ces informations doivent être libellées de manière précise, lisible et non équivoque afin d’éviter tout risque d’erreur.
A/ Le prélèvement
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• Toute aide technologique proposée de manière fiable pour limiter le risque d'identification erronée dans les services de santé devrait être encouragée.
2. Identification du patient
• la vérification de l’identité du patient et l’étiquetage des tubes doivent se faire au moment du prélèvement avec le plus grand soin.
• Il faut s’assurer de la concordance du nom et prénom du patient avec celui marqué sur la demande d’analyse et l’étiquette qui sera collée sur le tube.
• Prévoir une procédure particulière pour les patients inconscients
• L’erreur d’identification est considérée comme rare, mais elle est probablement sous-estimée car souvent méconnue.
Recommandations pré-analytiques en hémostase - GEHT Révision partielle octobre 2015
(mise à jour décembre 2018) Favaloro EJ, et al. “Pre-analytical Variables in Coagulation Testing Associated With
Diagnostic Errors in Hemostasis” Laboratory Medicine, 2012. M-DZ-00000417
En dehors des situations urgentes, il est indispensable de respecter certaines modalités afin de minimiser les erreurs d'interprétation des résultats de laboratoire; à savoir :
Ø Horaire
Le moment de prélèvement privilégié en hémostase est généralement le matin entre 7 h et 9 h.
Ø Jeûn
Un repas léger dépourvu de matière grasse ne perturbe pas le bilan de coagulation
Magnette A et al. “Pre-analytical issues in the haemostasis laboratory: guidance for the clinical laboratories”Thrombosis Journal, 2016
Ø Sans stress
Il augmente les protéines de la phase aiguë dont le facteur von Willebrand (VWF), le facteur VIII et le fibrinogène sont les plus importants (en particulier dans le bilan de l'hémophilie ou de la MvW).
3/ Conditions générales du prélèvement
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Ø Repos
• Condition importante
• Activité physique même modérée dans les 2 heures précédant le prélèvement sanguin n'est pas recommandée.
activation de la coagulation et de la fibrinolyse
• Indispensable que le prélèvement soit réalisé sur un patient au repos depuis plus de 5 minutes.
• Etude de la fibrinolyse, un repos de 20 à 30 minutes est nécessaire pour obtenir des résultats fiables.
Magnette A et al. “Pre-analytical issues in the haemostasis laboratory: guidance for the clinical laboratories”
Thrombosis Journal, 2016
3/ Conditions générales du prélèvement
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Ø Posture
• Doit être standardisée afin d’obtenir des références plus homogènes.
• Prélèvement sanguin est alors effectué par convention en position assise confortable pour le patient.
• Changement de position du patient (assis / debout) s’accompagne d’une variation des résultats du TP, TCA et fibrinogène.
• Ces variations peuvent altérer à la fois le raisonnement diagnostique et le suivi thérapeutique.
Lippi G et al. “Influence of posture on routine hemostasis testing”
Blood Coagulation & Fibrinolysis,2015.
3/ Conditions générales du prélèvement
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Recommandations pré-analytiques en hémostase - GEHT Révision partielle octobre 2015
(mise à jour décembre 2018)
Paramétre Recommandé Acceptable Non conforme
q Tube • Tube sous "vide", stérile
• Tube citrate : PET étanche, polypropylène
• Tube CTAD : PET ou verre siliconé
• Volume d'air résiduel ≤ 20%
• Respect strict des dates de péremption
• Verre siliconé • Autres
4. Choix du tube
Les tubes utilisés pour l’étude de l’hémostase ne doivent pas activer la coagulation
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5. Anticoagulant
Recommandations pré-analytiques en hémostase - GEHT Révision partielle octobre 2015 (mise à jour décembre 2018)
L’anticoagulant de référence en hémostase est le citrate de sodium Citrate, Théophylline, Adénosine, Dipyridamole CTAD
Paramètres Recommandés Acceptables Non conformes
q Concentration
q Rapport anticoagulant / sang
q PH
• Citrate 3,2%
• CTAD : dont citrate 3,2%
• ISI: citrate 3,2%( OMS) pas de citrate 3,8%
• Le GEHT et le CLSI sont en faveur de l’utilisation de la concentration la plus faible (3,2%)
• 1 pour 9
• 7,3-7,45
PH de l’anticoagulant 5,1-5,3
• Citrate 3,8%( CLSI, GFHT):
un allongement du TQ et du TCA et des discordances dans les valeurs de l’INR
Autres
• Autres:
allongement des temps par excès ou insuffisance de calcium
Autres: allongement du TP
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le sang doit être prélevé avec précaution pour éviter une pression excessive ou un stress dû au cisaillement, qui sont associés à une lésion ou à une rupture des cellules sanguines, en particulier des érythrocytes, conduisant à des échantillons inadéquats ; hémolysés avec activation du système de coagulation et des plaquettes.
Recommandations pré-analytiques en hémostase - GEHT Révision partielle octobre 2015
(mise à jour décembre 2018)
Paramètre Recommandé Acceptable Non conforme
q Aiguille • 19 à 22 gauge … • 23 gauge : les enfants,
les patients difficiles à piquer et les patients à veines fragiles,, , à condition que la tubulure soit courte (inférieure à 6 cm) et que le volume mort dans la tubulure soit inférieure à 10 % du volume final du tube
• < 19 gauge
• >25 gauge
6. Aiguille
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7. Garrot
Recommandations pré-analytiques en hémostase - GEHT Révision partielle octobre 2015
(mise à jour décembre 2018)
Paramètre Recommandé Acceptable Non conforme
q Garrot • < 1 min
Peu serré
• Entre 1 à 3 min • >3 min trop serré
Risque:
• Augmentation du risque d’hémolyse
• Hémoconcentration
• Augmentation du fibrinogène et des facteurs VII, VIII, XII
• Activation des cellules endothéliales ( FvW)
Lippi G et al. “Influence of the needle bore size on platelet count and routine coagulation testing”
Blood Coagulation & Fibrinolysis, 2006.
Heyer NJ et al. “Effectiveness of practices to reduce blood sample hemolysis in EDs: A laboratory medicine best practices systematic review and meta-analysis”
Clinical Biochemistry, 2012.
Pour un prélèvement sans effet indésirable sur les paramètres mesurés:
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8. Hématocrite
Paramètre Recommandé Acceptable Non conforme
q Hématocrite • 20% (0,2) à 55%(0,55) • > 55%
• <20%
Un hématocrite du patient < 20% ou >55 %
Diminution ou augmentation de la concentration plasmatique du citrate Temps faussement raccourcis ou prolongés du TQ , du TCA
et des résultats erronés des tests de coagulation dépendant du calcium ( PC/ P S , facteurs de coagulation ).
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(mise à jour décembre 2018) M-DZ-00000417
8. Hématocrite
Mesure du volume de l’anticoagulant : Mc Gann :
Volume anticoagulant (mL) = 0,00185 × volume final de sang en mL × [100 -
hématocrite (%)]
Ingram :
Volume d’anticoagulant (mL) = volume de sang (mL) × (100 - hématocrite(%))/[595-
hématocrite (%)]
Paramètre Recommandé Acceptable Non conforme
q Hématocrite • 20% (0,2) à 55%(0,55) • > 55%
• <20%
Une nouvelle phlébotomie doit être réalisée, à l'aide d'un volume de citrate de sodium adapté à l’ajustement de l'hématocrite élevé ou abaissé (Ht > 55% ou <20%). (recommandations du CLSI (5ème édition)).
CAP : Checklist Hématologie et Coagulation (2015) M-DZ-00000417
9. Site de ponction
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Paramètre Recommandé Acceptable Non conforme
q Site de ponction • Veineux • Artériel
• Prélèvement sur cathéter : après rejet d'un volume de sang qui tient compte de l'espace mort que représente le cathéter
(environ 5 à 10ml)
Autres
• Le principal site du prélèvement du sang est représenté par le réseau veineux superficiel de la fosse cubitale de l'avant-bras.
• Le site de ponction doit être désinfecté, éloigné de toute perfusion et de toute plaie.
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Paramètre Recommandé Acceptable Non conforme
• Ordre des tubes • 2ème tube après un tube de
"purge" (neutre sans additif) ou un tube sec (sans activateur de l'hémostase) ou après des
hémocultures
• Lors des prélèvements avec une aiguille épicrânienne, le tube de purge est recommandé.
• 1er tube, pour des tests courants de coagulation (TQ en particulier) non affectés par l'activation endothéliale
• En cas de prélèvement avec aiguille épicrânienne, à
défaut d'un tube de purge, il est recommandé de
s'assurer obligatoirement du volume de remplissage
acceptable (volume mort de la tubulure < 10% du volume final du tube)
• après tube sec avec activateur ou
anticoagulant autre que citrate
Cornes M et al. “Order of blood draw: Opinion Paper by the European Federation for Clinical Chemistry and Laboratory Medicine (EFLM) Working Group for the Preanalytical Phase (WG-PRE)” Clinical Chemistry and Laboratory Medicine ( CCLM), 2017
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10. Ordre de prélèvement des tubes
Paramètre Recommandé Acceptable Non conforme
• Remplissage des tubes • ≥ 90% • ≥80% • < 80%
11. Remplissage des tubes
Un remplissage insuffisant : ü Dilution de l'échantillon
ü Temps de coagulation faussement prolongés ü Sous-estimation des résultats quantitatifs
(dosage des facteurs).
Favaloro EJ, et al. “Pre-analytical Variables in Coagulation Testing Associated With Diagnostic Errors in Hemostasis” Laboratory Medicine, 2012.
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Paramètre Recommandé Acceptable Non conforme
• Homogénéisation du tube après le prélèvement
• Dès la fin du remplissage
du tube, par retournements lents et complets( GFHT,CLSI)
• Homogénéisation du tube par retournements non
réalisée ou décalée par rapport à la fin du prélèvement.
• Agitation vigoureuse
12. Homogénéisation
La présence d'un additif signifie que le tube doit être mélangé de manière appropriée pour garantir la miscibilité totale entre le sang et l'anticoagulant, et éviter ainsi une coagulation excessive.
• Agitation insuffisante : microcaillots
• Agitation intense et ou prolongée: hémolyse,
activation de la coagulation et des plaquettes
Parenmark A, Landberg E. “To mix or not to mix venous blood samples collected in vacuum tubes?” Clinical Chemistry and Laboratory Medicine (CCLM), 2011 Recommandations pré-analytiques en hémostase - GEHT
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Paramètre Recommandé Acceptable Non conforme
• Transport de sang total
• Non réfrigéré
• 15 à 25°C
• Le GEHT recommande de minimiser les chocs et les vibrations pour éviter de
dénaturer les protéines et limiter l'activation plaquettaire (CLSI 5ème édition)
• Pour les températures intermédiaires le GEHT préconise d'associer lors de la maitrise des risques la température et la
durée du transport.
• Réfrigéré (2 à 8°C)
• Glace
• >37 °C
B/ Le transport des prélèvements
Le transport pneumatique : Tests de coagulation
Fonctions plaquettaires
Adcock Funk D, et al“Quality Standards for Sample Processing,
Transportation, and Storage in Hemostasis Testing”Seminars in Thrombosis and Hemostasis, 2012
Subbarayan D et al.“The Effects of Sample Transport by Pneumatic Tube System on Routine Hematology and Coagulation Tests” Advances in Hematology, 2018 Recommandations pré-analytiques en hémostase - GEHT
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C/ Réception et prétraitement des prélèvements au laboratoire
Ø L’échantillon est transmis au laboratoire, réceptionné, vérifié puis enregistré.
Ø Etape de tri et de pré-traitement avant d’être engagé au niveau du processus analytique.
Ø L’accueil des tubes par le laboratoire s’accompagne obligatoirement de vérification des points de conformité pré-analytique.
Ø Le laboratoire doit disposer d’une procédure documentée précisant les critères
d’acceptation et de rejet des échantillons (nature des tubes, volume, délai et température de transport...)(GFHT CLSI)
Ø Tout prélèvement ne répondant pas à ces critères doit être rejeté et l’anomalie doit être tracée par l’ouverture d’une fiche de non-conformité.
Ø Après avoir vérifié la qualité des tubes, il faut les enregistrer sans oublier de noter la date et l’heure exacte de réception
Hawkins R. “Managing the Pre- and Post-analytical Phases of the Total Testing Process”
Annals of Laboratory Medicine, 2012
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Stabilité des paramètres en sang total ( GFHT: Données de la littérature 1997-janvier 2019)
Recommandations pré-analytiques en hémostase – GEHT, 2017,2018,2020
D/ Délai entre le prélèvement et l’analyse
Tests de coagulation Stabilité
en sang total, T°A
Stabilité en sang total sur 6h , T°A
CHTS TP/INR, D-Dimères, fibrinogène,
Antithrombine, FV, FII,FVII,FX, FIX 24 h 6h
TCA 6 h 6h
FVIII F XI
F XII, FXIII, APL
Facteur Willebrand(Ac, Ag) Protéine C, Protéine S L/T, RPCa
Protéine S ac
4h 48h 4h 6 h 24h
4h
PC 6h TCA/ suivie trt héparine
Anti-Xa HNF(CT) Anti-Xa HNF (CTAD) Anti-Xa HBPM
2 h
6h
4h
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E/ Centrifugation
Centrifugation recommandée Acceptable Non conforme
Centrifugation standard
Tests de routine et dosage des facteurs de coagulation
1500 à 2000g et au moins 15min ou
2000 à 2500g et au moins 10min
< 1500g et 15 min
<2000g et 10min
Centrifugation rapide
(TQ, TCA, fibrinogène, D.dimères, temps de thrombine, anti-Xa
HBPM ou dosage anticoagulants oraux directs)
≥3000g et au moins 5 min ou
≥4440g et au moins 2 min
< 3000g ET 5 min
< 4440g ET 2 min
Centrifugation double (< 10G/L) Bilan de thrombose et la
congélation
Deux centrifugations standards successives (avec décantation entre les 2 centrifugations)
Centrifugation standard unique (sous réserve de vérification de l'obtention d'un plasma
avec un nombre résiduel de plaquettes < 10 G/L)
Filtration ou
centrifugation rapide (en première et/ou deuxième centrifugation) Température de centrifugation centrifugeuse à température
contrôlée 15 à 25 °C
les centrifugeuses sans système de refroidissement peuvent être utilisées (sous réserve que la température reste <25°C au cours de l’utilisation)
< 15 °C ou > 25 °C
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F/ Prélèvements rejetés après centrifugation
v Les prélèvements hémolysés :
• L'hémolyse peut affecter certains tests d'hémostase soit : ü présence des substances thromboplastiques,
ü l'interférence du pigment de l'hémoglobine avec les systèmes photo-optiques
• L'hémolyse peut conduire à des augmentations statistiquement significatives du TQ et des
D-dimères. Le TCA peut être faussement prolongé ou raccourci ainsi que la diminution de l'AT et du fibrinogène
• Un prélèvement hémolysé doit toujours être signalé sur la feuille de résultat avec une recommandation de contrôle.
S. Kitchen. Pre-analytical variables in haemostasis. Bad samples are bad for patients.Lilia Brown, et al. Pre-analytical variables in haemostasis: Findings from the United Kingdom2014 National External Quality Assessment scheme for Blood Coagulation (UK NEQAS BC)
haemolysis exercise. Int J Lab Hematol. 2021 M-DZ-00000417
F/ Prélèvements rejetés après centrifugation
S. Kitchen. Pre-analytical variables in haemostasis. Bad samples are bad for patients.2014
Les prélèvements lipémiques et ictériques :
• Affecter les résultats analytiques.
• L’hyperlipémie postprandiale peut perturber certains tests (la réactivité plaquettaire, le taux de FVII et la fibrinolyse) notamment lorsque les tests sont pratiqués avec un appareil à détection photo optique.
Lilia Brown, et al. Pre-analytical variables in haemostasis: Findings from the United Kingdom National External Quality Assessment scheme for Blood Coagulation (UK NEQAS BC) haemolysis exercise. Int J Lab Hematol. 2021
Des méthodes mécaniques et/ou
électromécaniques pour la détection des caillots
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G/ Stabilité en plasma frais
Recommandations pré-analytiques en hémostase – GEHT, 2017,2018,2020
Tests de coagulation Stabilité en plasma frais, T°A GFHT
Stabilité en plasma frais, T°A sur 6h CHTS
TP/INR, fibrinogène,
Antithrombine, FV, FII,FVII,FX 24 h 6h
TCA, FXII
FIX 8h
6 h 6h
FVIII F XI FXIII, APL
Facteur Willebrand(Ac, Ag) Protéine C
Protéine S ac, RPCa
4h 48h 4h 6 h
4h 24h
6h TCA/ suivie trt héparine
Anti-Xa HNF(CT) Anti-Xa HNF (CTAD) Anti-Xa HBPM
4 h 4h
6h
4h 4h
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H/ Congélation
Paramètres Recommandés Acceptables Non conformes
Congélation Rapide à T° ≤ -70°C Rapide à T° ≤ -20°C Autres T° > -20°C
Conservation des échantillons congelés
• T° ≤ -70°C
• Délai dépend de l’analyte
• T° ≤ -20°C
• ≤ 15 jours
• T° > -20°C Transport d’échantillon
congelé
• Carboglace: Il est
recommandé de s'assurer de la conformité du transport et du matériel à la réception.
• Glace ou accumulateur de froid (plaque eutectique).
Il est recommandé de s'assurer de la conformité du transport et du matériel à la réception.
• Température
ambiante, fraiche ou réfrigérée
Décongélation Rapide à 37°C au bain- marie, 5 à 10 min
• Température ambiante
• Etuve, Micro- ondes
• > 39°C
Recommandations pré-analytiques en hémostase - GEHT Révision partielle octobre 2015
(mise à jour décembre 2018) Zhao Y et al. “Effects of preanalytical frozen storage time and temperature
on screening coagulation tests and factors VIII and IX activity” Scientific Reports,.2017 Gosselin RC et al. “Effects of storage and thawing conditions on coagulation testing”
International Journal of Laboratory Hematology,.2015.
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I/ Stabilité en plasma congelé
Tests de coagulation Délai pré-analytique en plasma congelé
≤-70°C ≤-20°C
TP/INR
Fibrinogène, Antithrombine,FV FII,FVII,FX
36 mois 24 mois 24 mois
4 semaines 24 mois 12, 6, 4 mois TCA, FXII
FXI 24 mois
18 mois
12, 18 mois 6 mois FVIII
F IX FXIII, APL
Facteur Willebrand(Ac, Ag) Protéine C
Protéine S ac, RPCa D.Dimères
3mois accep 18 mois 3mois
2 mois, 4semaines 7jours,24 mois
24 mois 18 mois, 1 mois
36 mois
7jours accep 15 jours 3 mois
2 mois, 15 jours 7jours, 12 mois
24 mois 12 mois, 15 jours
24mois TCA/ suivie trt héparine
Anti-Xa HNF(CT) Anti-Xa HBPM
-
1 semaine 1 semaine
2 semaines -
24 heures
Recommandations pré-analytiques en hémostase – GEHT, 2017,2018,2020
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J/ Rejet des prélèvements
Ø Identification du patient :
• Erreur d'étiquetage
• Aucun test spécifié sur la fiche de prescription
• Demande illisible
Ø Prélèvements non conformes :
• Prélèvement coagulé.
• Volume insuffisant ou ratio anticoagulant/ sang (1/9) non respecté.
• Tube et ou anticoagulant inappropriés.
Lippi G et al.“Quality Standards for Sample Collection in Coagulation Testing”
Seminars in Thrombosis and Hemostasis.2012
Ø Transport des tubes :
• Conditions de stockage (température non respectée, agitations fortes).
• Tube perdu ou non reçu par le laboratoire.
• Délai prélèvement-réception dépassé.
Ø Les plasmas obtenus après centrifugation non conformes :
• Plasma hémolysé.
• Plasma lipémique. Techniques mécaniques
• Plasma ictérique
v Chaque laboratoire doit avoir des directives pour le rejet des échantillons ; certains critères sont obligatoires
v Tout prélèvement non conforme, ne respectant pas une ou plusieurs recommandations liées à la phase pré-analytique, doit être rejeté, avec
communication écrite de la cause du rejet au service source (services hospitaliers, salle de prélèvement…).
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v L’automatisation, l’informatisation, la mise en place de systèmes de contrôles de qualité internes et externes ont considérablement réduit les risques d’erreurs liés à la phase analytique en
hémostase.
v La phase pré-analytique est la source la plus importante des résultats erronés (60% à 70%) ou non interprétables.
v Elle demeure le maillon faible de la chaîne de traitement des prélèvements, d’autant plus qu’elle
pourrait échapper au contrôle du biologiste qui, pourtant, constitue une cible privilégiée des critiques en cas de résultats aberrants.
Conclusion
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