BILAN COPROLOGIQUE DES ELEVES EN MILIEU SCOLAIRE URBAIN ET RURAL :

REPUBLIQUE DU BENIN

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MINISTERE CHARGE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI

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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI

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DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE

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RAPPORT DE STAGE DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE

Thème

Présenté par :

OGOUGBE Abou Nadège et VITOEKPON M. Damienne Tuteur : Superviseur :

M. Cyriaque HOUNGUE Docteur, Pascal S. ATCHADE, Technologiste biomédical Parasitologie-mycologie

Physiopathologie Médecine tropicale,

Maitre Assistant des Universités/ CAMES/

UAC/EPAC.

BILAN COPROLOGIQUE DES ELEVES EN MILIEU SCOLAIRE URBAIN ET RURAL : CAS DES ECOLES DE

LA COMMUNE DE LOKOSSA.

LA COMMUNE DE LOKOSSA EN 2015

Année académique : 2014-2015

8^ème promotion de Licence Professionnelle.

REPUBLIQUE DU BENIN

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MINISTERE CHARGE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR, DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

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UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI

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ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI

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DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE

DIRECTEUR : Professeur Félicien AVLESSI

DIRECTEUR-ADJOINT : Professeur Clément A. BONOU

CHEF DU DEPARTEMENT : Docteur Casimir AKPOVI

Année Académique : 2014-2015

LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DE GENIE DE LA BIOLOGIE HUMAINE (GBH).

 ENSEIGNANTS PERMANENTS

N° Nom et Prénoms Matières enseignées

01 AHOYO Théodora Angèle Microbiologie Générale et Médicale

02 AIKOU Nicolas Biochimie

03 AKPOVI D. Casimir Physiologie humaine et Biochimie

04 ANAGO Eugénie Biochimie Structurale et Métabolique 05 ATCHADE Pascal Parasitologie

06 BANKOLE Honoré Bactériologie Appliquée

07 DOUGNON T. Victorien Microbiologie Générale et Médicale

Méthodologie de la recherche 08 LOKO S. Frédéric Biochimie Clinique

09 LOZES Evelyne Immunologie Générale

10 SECLONDE Hospice Immuno-Hématologie et Transfusion Sanguine 11 SEGBO A. G. Julien Biologie Générale, Biochimie Structurale,

Biochimie Métabolique et Biologie Moléculaire 12 TOPANOU Adolphe Hématologie Générale

13 Yovo KOKOU Physiologie Humaine, Pharmacologie et Toxicologie

 ENSEIGNANTS VACATAIRES

N° NOM et Prénoms Matières enseignées 01 ABLEY Sylvestre Déontologie Médicale 02 ADISSODA Cyrille Anglais

03 ADOMOU Alain Physique

04 AGBANGLA Clément Génétique Moléculaire

05 AGOSSOU Gilles Législation et Droit du Travail 06 AKOGBETO Martin Entomologie Médicale

07 ALITONOU Guy Chimie Organique

08 ANAGONOU Sylvère Education Physique et Sportive 09 AVLESSI Félicien Chimie Générale

10 AVOGNON I. K. Jérôme Anglais

11 BINAZON Claude César Soins Infirmiers et Phlébotomie 12 DARBOUX Raphaël Histologie

13 DESSOUASSI Noël Biophysique

14 DOSSEVI Lordson Techniques Instrumentales

15 DOSSOU Cyriaque TEMC

16 FOURN Léonard Santé Publique 17 HOUNNON Hyppolite Mathématiques

18 HOUNSOSSOU Hubert Biométrie et Anatomie Générale 19 MASLOKONON Vincent Histologie Générale

20 SENOU Maximin Histologie

21 SOCLO Henri Chimie Organique

22 YANDJOU Gabriel TEMC

DEDICACE

A l’Eternel Dieu tout puissant,

pour ses bienfaits et sa lumière qu’il ne cesse de faire briller

sur nous.

Remerciements

Mes sincères remerciements vont à l’endroit de:

 Dr Pascal S .ATCHADE,

C’est un honneur pour nous que vous ayez accepté malgré vos multiples occupations, de diriger ce travail. Merci et que Dieu tout puissant vous bénisse.

 Mon père OGOUGBE A. Pierre,

Pour vos multiples sacrifices et votre détermination à faire de moi une femme battante, que le Tout Puissant vous bénisse et vous accorde une santé durable.

 Ma mère AYEDA Philomène,

Pour votre attention à ma personne et votre amour, pour les nombreux sacrifices, recevez ce travail qui est le fruit de toutes vos peines. Que Dieu tout puissant vous accorde longue vie afin que vous puissiez en jouir pleinement.

 Mes sœurs Clotilde OGOUGBE, Inès OGOUGBE, mon frère Archimède OGOUGBE. mes cousins, mes cousines et toutes la famille OGOUGBE, GBEDJI et AYEDA, merci pour le soutien.

 Mes tantes et oncles, en particulier mon oncle Gilbert OGOUGBE merci pour vos conseils

 Mon cher Alphonse ATEGUI en souvenir des joies et des peines vécues ensemble.

Merci pour ton soutien et que l’Eternel te comble de ses Grâces et Bénédictions.

 Mes amis : Iréné A, Aubierge E, Damienne V. Kismath O, Diane S…pour vos soutiens.

 Tous les bio-technologistes du laboratoire de l’hôpital de zone de Lokossa en particulière Mme Rita ADJOUAN et Mme Clotilde AKOHO, je vous remercie de votre soutien et que le Seigneur vous le rendre au centuple.

Nadège A .OGOUGBE

Nous tenons à remercier du fond du cœur:

 Dr Pascal S .ATCHADE,

Pour nous avoir fait l’honneur de diriger ce travail, merci et que Dieu Tout Puissant vous bénisse.

 Cyriaque HOUNGUE, chef service du laboratoire de l’hôpital de zone de LOKOSSA.

Pour vos conseils lors de notre stage, pour vos apports dans la réalisation de ce travail, je vous en suis très reconnaissante et que Dieu le Père Tout Puissant vous bénisse, vous garde et vous comble de toutes ses grâces.

 Tout le personnel de laboratoire et plus précisément Mme Rita ADJOUAN et Clotilde AKOHO pour leur accueil joyeux tout au long de la période du stage.

 Ma très chère maman Yaoitcha KPOVIESSI, pour ses sacrifices, ses conseils, ses prières et ses grandes vertus. Je demande au seigneur de lui donner une longue vie et que sa vie soit comblée de toutes ses grâces et bénédiction divine.

 Mon père Albert Okou VITOEKPON qui s’est sacrifié pour moi et qui m’a aidée dans ses prières, qu’il soit rempli du Saint Esprit afin que tout son rêve se réalise dans sa vie.

Amen !

 Mes frères Cosme VITOEKPON, et Victor VITOEPKON, mes sœurs Yolande VITOEKPON, et Judith KPOVIESSI, ma cousine Nicole HOUSSOU, tous mes oncles en particulier Damien KPOVIESSI et mes tantes.

 Mon père adoré Dr Paul KINDAFOKE. d’avoir toujours été présent dans ma vie pour ses sacrifices, ses soutiens et ses aides. Que le seigneur lui prête une longue vie dans son travail afin que ses rêves soient réalisés. Amen!

 Mes amis Moise ABIODOU, en particulier Vanessa GLELE, Aurore FANTODJI, Amy WATARA et Prudence KOTOUNOU, pour vos soutiens.

 Magloire SACLA AIDE, que Dieu te bénisse et te comble de toutes ses grâces et bénédictions.

Damienne M. VITOEKPON

HOMMAGES

 Au Président du jury

C’est un honneur que vous nous faites en présidant le jury de notre soutenance. Veuillez recevoir nos hommages respectueux.

 Aux membres du jury

Pour avoir accepté de siéger dans ce jury et de juger ce travail. Veuillez recevoir nos hommages respectueux.

Liste des abréviations et sigles

AKOP : Amibes- Kystes- Œufs-Parasites.

A. lumbricoides : Ascaris lumbricoides.

A.duodenale : Ankylostoma duodenale.

DDS : Direction Départementale de la Santé.

DDEMP : Direction Départementale de l’Enseignement Maternel et Primaire.

EPS : Examen Parasitologique des Selles. . E. histolytica: Entamoeba histolytica.

E. coli: Entamoeba coli.

ED : Examen direct.

ECBU : Examen Cytobactériologique des Urines.

ECB-LCR : Examen Cytobactériologique du Liquide Céphalo- rachidien.

GE-DP : Goutte Epaisse Densité Parasitaire.

G. intestinalis: Giardia intestinalis.

GS-RH : Groupage Sanguin ŔRhésus.

EPP : Ecole Primaire Publique.

HZ-L : Hôpital de Zone de LOKOSSA N. americanus : Necator americanus S.stercoralis: Strongyloïdes stercoralis.

S.mansoni: Schistosoma mansoni.

T. trichiura : Trichirus trichiura.

Liste des figures :

Figure 1 : Répartition des écoliers dans les deux écoles ... 19

Figure 2 : Prévalence des parasitoses dans chacun des deux écoles ... 20

Figure 3 : Prévalence des parasitoses en fonction de l’âge à l’EPP Houin Logbo. ... 21

Figure 4 :Prévalence des parasitoses en fonction de l’âge à l’EPP la Référence ... 22

Liste des tableaux

Tableau 2: Répartition des parasites chez les écoliers de l’EPP Houin Logbo ... 19

Tableau 3: Prévalence des parasitoses en fonction du sexe dans les 2 écoles ... 19

Tableau 4: Prévalence des parasitoses en fonction de la classe dans les deux écoles ... 21

Résumé

Les parasitoses intestinales constituent un problème de santé publique au Bénin. La présente étude ayant pour objectif de vérifier l’état parasitaire des élèves en milieu scolaire a été réalisée à l’hôpital de zone de Lokossa. Le matériel biologique utilisé est composé des selles provenant de ces écoliers âgés de 3 à 10 ans dans des Ecoles Primaires de « Houin Logbo » et la « Référence » à Lokossa. Trois cent échantillons de selles ont été examinés par la technique de Willis et de Baillenger. Les résultats révèlent 35% de kyste d’Entamoeba histolytica et 22% de kyste d’Entamoeba coli à l’EPP la « Référence » puis 24% de kyste d’Entamoeba histolytica et 16% de kyste d’Entamoeba coli à l’EPP Houin Logbo. Dans les deux écoles, la prévalence globale de la parasitose est de 54% à l’EPP Houin Logbo et 71%

à l’EPP la référence. Les enfants de 9 à 10 ans constituent la tranche d’âge la plus touchée:

55.3% à l’EPP Houin logbo et les enfants de 3 à 5 ans constituent la tranche d’âge la plus touchée: 81.4% à l’EPP la référence. Cette étude a permis d’évaluer le niveau d’endémicité de la parasitose intestinale chez les écoliers(ères) de la commune de Lokossa et d’évaluer l’efficacité du traitement.

Mots clés

ABSTRACT

Intestinal parasitic infections are a public health problem in Benin. This study aimed to verify the parasitic state of students in schools was conducted in Lokossa area hospital. The biological material used is composed of stools from these schoolchildren aged 3 to 10 years in Primary Schools "Houin Logbo" and "Reference" in Lokossa. Three hundred stool samples were examined by the technique of Willis and Baillenger. The results show 35% of cyst of Entamoeba histolytica and 22% of Entamoeba coli cyst in the EPP "Reference" and 24% cyst of Entamoeba histolytica and 16% of Entamoeba coli cyst in EPP Houin Logbo. In both schools, the overall prevalence of parasitic infection was 54% in EPP Houin Logbo and 71%

to the reference EPP. Children 9 to 10 years old are the most affected age group: 55.3% to the EPP Houin Logbo and children 3 to 5 years are the most affected age group: 81.4% in the EPP reference. This study assessed the level of endemicity of intestinal parasitosis among schoolchildren (eras) of the town of Lokossa and assess treatment efficacy.

Keywords: protozoa, helminths, students, Willis, Baillenger

SOMMAIRE INTRODUCTION

PARTIE I: GENERALITES SUR LES PARASITOSES INTESTINALES COURANTES

1.1 DEFINITIONS

1.2 PROTOZOOSES INTESTINALES 1.3 HELMINTHIASES INTESTINALES PARTIE II : MATERIEL ET METHODES 2.1- CADRE

2.2-MATERIEL 2.3-METHODES

PARTIE III: RESULTATS ET COMMENTAIRE 3.1- RESULTATS

3.2- COMMENTAIRE

CONCLUSION ET SUGGESTIONS REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ANNEXES

INTRODUCTION

Les parasites sont responsables des affections appelées parasitoses. Ils appartiennent à différentes classes pouvant coloniser le tube digestif de l’homme [1]. Bien que certains parasites, soient cosmopolites, la parasitose varie d’une région à une autre. Cette différence est due à plusieurs facteurs notamment : les habitudes alimentaires, le niveau socio- économiques, les mauvaises conditions d’hygiène. Elles demeurent ainsi l’un des problèmes majeurs de santé publique [1] dans les pays en développement.

Les parasites intestinaux sont regroupés dans deux grandes familles [2], les protozoaires, responsables des protozooses et les helminthes responsables des helminthiases.

Au niveau mondial, l’amibiase, l’ascaridiose, l’ankylostomiase et la trichocéphalose sont comptées parmi les dix affections parasitaires les plus fréquentes [3]. Le plus grand nombre de cas est observé en Afrique subsaharienne, en Amérique, en Chine et en Asie orientale [3].

L’ascaridiose touche 1,221 milliards de personnes, la trichocéphalose 795 millions et les ankylostomasies 740 millions [3]. Les schistosomiases couvrent actuellement 76 pays dans le monde, avec plus de 200 millions de personnes atteintes et environ 600 millions exposées [3]

au risque d’affection. A l’heure actuelle, plus de 85 % des personnes sont infectées.

Les amibiases affectent 500 millions de personnes par an, particulièrement dans les Pays en Voie de Développement.

Selon les estimations de l’Organisation Mondiale de la Santé (OMS) pour l’année 2002, le nombre de personnes infectées par les parasites intestinaux, avoisine 3.5 milliard [4].

En 2012, les statistiques montrent que près de 10 millions de personnes, surtout des enfants, sont exposées au risque de schistosomiases et de filarioses lymphatiques.GI

Au Bénin, les parasitoses intestinales occupent une place de choix importante parmi les affections parasitaires. Elles représentent collectivement 20 % de la mortalité dans tous les groupes d’âge [3].

L’objectif général de ce travail est de :

 Vérifier l’état parasitaire des élèves en milieu scolaire.

Pour ce fait, il s’agit spécifiquement de :

 déterminer la prévalence au niveau scolaire des différents types de parasitoses intestinales diagnostiquées dans les arrondissements étudiés.

 vérifier l’efficacité de l’automédication et du traitement ambulatoire à l’échelle communautaire.

PREMIERE PARTIE

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE SUR LES

PARASITOSES INTESTINALES COURANTES

I. Définition 1.1. Parasite

C’est un être vivant animal ou végétal qui vit aux dépens d’un ou de plusieurs êtres vivants, animaux ou végétaux. Les échanges se font dans le sens unique, de l’hôte vers le parasite y a donc préjudice pour l’hôte et bénéfice pour le parasite [5].

1.2. Hôtes intermédiaires

C’est un hôte qui permettra aux parasites de passer par une succession de stades intermédiaires aboutissant à la forme infestante du parasite. Cet hôte intermédiaire peut être un acarien, un mollusque etc.… [5]

1.3. Hôtes vecteurs

Ce terme tombe en synonyme avec l’hôte intermédiaire, à la seule différence qu’ici il s’agit d’un insecte (diptère) qui apporte la maladie vers l’hôte définitif [5].

1.4. Hôtes définitifs

C’est l’hôte qui héberge la forme adulte sexuellement mature du parasite [5].

1.5. Coprologie parasitaire

La coprologie parasitaire est un examen de base consistant à examiner les selles sur le plan macroscopique et microscopique. Il permet le diagnostic d’un grand nombre de parasites intestinaux (vers ou protozoaires) et extra-intestinaux (œufs de douves des voies biliaires voire du poumon , œufs de schistosomes) pour lesquels les selles constituent le véhicule normal de leur forme de dissémination dans le milieu extérieur [4].

1.6. Parasitisme intestinal

Un sujet est reconnu comme étant parasité lorsque l’examen coprologique révèle la présence d’au moins un parasite intestinal ou de ses œufs [4].

1.7. Protozoaires intestinaux

Ce sont des êtres unicellulaires doués de mouvement : selon les cas ils se déplacent grâce à des plasmopodes (rhizopodes), des flagelles, membrane ondulante ou des cils .Ils se présentent sous forme asexuée ou à potentiel sexué, mobile ou enkysté, intra ou extracellulaire [3].

1.8. Helminthes intestinaux.

Ce sont des êtres pluricellulaires possédant des tissus différenciés. Ils sont reconnus sous forme adulte des deux sexes, sous forme larvaire, embryonnaire ou ovulaire [3].

1.2. PROTOZOOSES INTESTINALES 1.2.1. Amibiase

C’est une parasitose cosmopolite très largement répandue dans le monde. On estime qu’elle arrive au troisième rang après le paludisme et les bilharzioses. Elle est causée par les amibes, un protozoaire qui infecte majoritairement l’homme et se manifeste sous deux formes principales [5] :

 Amibiase intestinale

 Amibiase hépatique 1.2.1.1. Agent pathogène

Huit espèces d’amibes peuvent parasiter l’homme ; sept d’entre elles ont pour habitat le colon .Parmi celles-ci, seul Entamoeba histolytica possède un pouvoir pathogène [5]. Il est un rhizopode qui se présente sous deux formes : les formes végétatives ou trophozoïtes et une forme kystique [3].

1.2.1.2. Forme végétative ou trophozoïtes

Les trophozoïtes se présentent sous deux formes :

 Forme minuta

Celle-ci est non invasive, non hématophage et non pathogène. Elle est commensale de la lumière colique [3] et se retrouve dans les selles des sujets apparemment sains. Elle mesure 10 à 15μm. Elle est moins mobile que la forme invasive (photo 1, annexe1).

 Forme histolytica histolytica

C’est une forme invasive. C’est la forme virulente et pathogène. Elle est hématophage. On retrouve des hématies en digestion dans l’endoplasme. Elle mesure de 20 à 40μm, est mobile à l’état frais grâce à ses pseudopodes et se retrouve dans les selles dysentériques. Elle est très sensible à la dessiccation (photo 2, annexe1).

 Forme de résistance: le kyste

Il provient de la transformation de la forme minuta dans le tube digestif de l’homme. C’est

sphérique de 10 à 13μm de diamètre et est immobile. Il est entouré d’une coque épaisse, résistante et réfringente. Cette forme est résistante à la chaleur (photo3, annexe1).

1.2.1.3. Mode de contamination

Il est lié aux matières fécales et assurée par les kystes. Il s’effectue par les mains et les ongles sales des porteurs de kystes, par le sol et l’eau souillés par les excrétas, les aliments contaminés (surtout les crudités) et les mouches [6].

1.2.1.4. Diagnostic

Le diagnostic biologique de l’amibiase intestinale repose sur l’examen parasitologique des selles fraîchement émises sans conservateur, la recherche des formes végétatives et des kystes. Il impossible de différencier E. histolytica et E. dispar (identification moléculaire nécessaire) avec la présence éventuelle de formes végétatives hématophages [6]. L’examen microscopique doit être complété par l’utilisation des méthodes de concentrations.

Le diagnostic de l’amibiase extra-intestinale se fait par la sérologie, car l’examen de selle peut être négatif.

1.2.2. Flagelloses 1.2.2.1. Giardiase

C’est une parasitose intestinale due à l’infestation par Giardia intestinalis, provoquant des douleurs abdominales avec diarrhées abondantes, jaunâtres, mousseuses, mais sans glaire ni sang [7]. Elle est cosmopolite, endémique dans le monde entier et détermine sporadiquement des épidémies.

1.2.2.1.1. Agent pathogène

L’agent pathogène est un protozoaire flagellé, Giardia intestinalis qui se présente sous deux formes : la forme végétative ou trophozoïte et la forme kystique.

 Forme végétative

Le trophozoïte a une forme de cerf-volant et mesure entre 10 et 20μm. Vu de face, il se présente sous forme de poire et vu de profil, il a la forme d’une cuillère. Il est constitué d’un noyau bilobé, de 8 flagelles dirigés vers l’arrière, d’un faux axostyle, de deux blépharoblastes situés entre les deux noyaux, d’un ou de deux corps en virgule. Il a une mobilité

caractéristique en chute de feuille. Le trophozoïte, est non infectieux [7] et ne peut pas survivre hors de l’hôte à cause de sa fragilité (photo4, annexe1).

 Forme kystique

Le kyste est ovoïde (9-15 x 7-10μm). Il a une coque lisse à double paroi, quatre noyaux (2 pour les formes pré-kystiques) généralement groupés à une extrémité. Parfois, des restes de flagelles en forme de S persistent. Les kystes, formes infectieuses, sont très résistants dans la nature et survivent dans diverses conditions environnementales défavorables (photo5, annexe 1).

1.2.2.1. 2. Mode de contamination

La contamination se fait par ingestion des formes kystiques. Elle peut être directe par voie féco-orale [6] ou indirecte par l’intermédiaire des mains, de l’eau ou des aliments souillés par la matière fécale.

1.2.2.1.3. Diagnostic

Le diagnostic biologique repose sur des examens parasitologiques des selles répétés qui mettent fréquemment en évidence les kystes et plus rarement les trophozoïtes [6].

L’examen microscopique doit être complété par l’utilisation des méthodes de concentration.

1.2.2. 2. Trichomonose intestinale

La trichomonose intestinale est une parasitose cosmopolite très fréquente dans les pays tropicaux [7]. L’agent pathogène ne forme pas de kystes et ses formes végétatives surviennent plusieurs jours dans les selles humides.

1.2.2.2.1. Agent pathogène

La forme végétative de Trichomonas intestinalis est mobile, incolore réfringente à l’état frais mesure 10-15µm de long sur 7µm de large. Il n’existe pas de forme kystique. Elle a une forme en amande, pointue aux deux extrémités. L’un des bords latéraux déformé par les mouvements continuels de la membrane ondulante [7]. Elle possède cinq flagelles antérieurs:

quatre flagelles se dirigent vers l’avant et un flagelle vers l’arrière formant avec le corps une membrane ondulante longue plissée qui dépasse l’extrémité postérieure. Un axostyle qui traverse la cellule (photo6, annexe 2).

1.2.2.2.2. Mode de transmission

La contamination se fait nécessairement par voie orale ou digestive par l’intermédiaire des mains sales ou des aliments souillés [5].

1.2.2.2.3. Diagnostic biologique

Il repose sur la découverte des parasites dans les selles au cours des examens parasitologiques des selles à l’état frais [5].

1.3. HELMINTHIASES INTESTINALES

L’helminthiase est le terme générique utilisé pour toute forme de maladie impliquant l’infection par des helminthes [8]. C’est en fait les troubles causés par les vers intestinaux.

1.3.1. Ascaridiose.

C’est une infestation provoquée par la présence dans l’intestin grêle d’un vers rond, Ascaris lumbricoïdes [9]. Elle est cosmopolite mais, plus fréquente dans les zones tropicales et subtropicales.

1.3.1.1. Agent pathogène.

L’agent pathogène, Ascaris lumbricoïdes, est un vers blanc rosé. Le mâle mesure jusqu’à 15 cm et présente une extrémité postérieure recourbée et pourvue de spicule [9]. La femelle mesure jusqu’à 20 cm avec une extrémité rectiligne. L’œuf ovoïde, possède les dimensions de 60-70 x 30-40μm. Il a une double coque brune avec coque externe mamelonnée (photo7, annexe 2).

1.3.1.2. Mode de contamination.

Le mode de contamination de l’ascaridiose est oro-fécale et se fait par l'ingestion des œufs du parasite avec les aliments souillés ou la terre [10].

1.3.1.3. Diagnostic

Le diagnostic d’orientation repose sur l’hyperéosinophilie pendant la phase de migration larvaire. Le diagnostic de certitude repose sur la mise en évidence d’œufs, voire d’adultes dans les selles [9]. Le diagnostic sérologique a peu d’intérêt.

1.3.2. Ankylostomiase

L’ankylostomiase est une infestation causée par deux espèces d’ankylostomes,

Ankylostoma duodenale et Necator americanus [11]. Elle est pratiquement répandue dans la zone tropicale et intertropicale.

1.3.2.1. Agent pathogène

Ankylostoma duodenale et Necator americanus sont les deux espèces d’ankylostomes qui parasitent l’homme [11]. Les vers adultes présentent une extrémité antérieure recourbée vers la face dorsale et mesurent entre 5 et 11mm pour le mâle et 9 et 13mm pour la femelle (photo 8), (annexe 2). Les œufs, ovales ou elliptiques, sont segmentés à la ponte (photo 9, annexe 2) (quatre blastomères chez A. duodenale contre huit chez N.americanus). Ils présentent une coque fine, et transparente. Ils mesurent 60 μm sur 40 μm environ chez A.duodenale et 70 μm sur 40 μm chez N. americanus.

1.3.2.2. Mode de contamination

La transmission se fait par pénétration transcutanée des larves infestantes (strongyloïdes) contaminant le sol pour les deux formes d’ankylostome [11], ou par ingestion des larves avec les végétaux contaminés dans le cas de A. duodenale.

1.3.2.3. Diagnostic

Le diagnostic d’orientation repose sur l’épidémiologie et la clinique ; celui de certitude sur la coprologie [12] (recherche des œufs ou des larves dans les selles).

1.3.3. Trichocéphalose

La trichocéphalose humaine est une parasitose due au trichocéphale Trichuris trichiura [13]. C’est une verminose cosmopolite, plus répandue dans les zones chaudes et humides, touchant surtout les enfants.

1.3.3.1. Agent pathogène.

L’agent pathogène, Trichuris trichiura est un ver rond blanc rougeâtre présentant une partie antérieure très effilée soit les 2/3 du corps. Les adultes mesurent 3 à 5 cm de long [13].

L’œuf éliminé par les selles, a une forme ovalaire caractéristique « en citron ». Il mesure 55μm de long pour 20μm de large. Sa double coque est épaisse et interrompue à chaque pôle par un bouchon muqueux. Il n’est pas embryonné à la ponte et le devient dans le milieu

1.3.3.2. Mode de contamination.

La contamination se fait par voie orale et résulte de l'ingestion d'œufs souillant les mains, les aliments ou polluant l'eau de boisson [14]. Elle est favorisée par les mauvaises conditions d'hygiène.

1.3.3.3. Diagnostic.

Il repose sur l’hyperéosinophilie sanguine [13]. Il est facilement affirmé par la mise en évidence des œufs à l'examen parasitologique des selles [14].

1.3.4. Anguillulose

L’anguillulose ou strongyloïdose est une infestation due à un ver rond, Strongyloïdes stercoralis. C’est une parasitose [15] intestinale bénigne, fréquente dans les régions tropicales et subtropicales.

1.3.4.1. Agent pathogène

L’agent pathogène, strongyloïdes stercoralis, est un nématode de 2 à 3 mm de long qui parasite [16] principalement l’homme.

1.3.4.2. Mode de contamination

La contamination est transcutanée, par passage de larves infestantes lors du contact avec la boue ou le sol humide ou lors des baignades dans une eau contaminée. La transmission [15, 16] par voie sexuelle est possible ; des transmissions par transplantations rénales ont été rapportées.

1.3.4.3. Diagnostic

Le diagnostic d’orientation repose sur l’épidémiologie, la clinique et l’hyper- éosinophilie. Le diagnostic [16] de certitude fait appel à l’examen parasitologique des selles (à répéter plusieurs fois), la coproculture (mise en évidence des œufs) et la sérologie (recherche des anticorps).

DEUXIEME PARTIE

MATERIEL ET METHODES

2.1.3. Le laboratoire

Le laboratoire de l’hôpital de zone de Lokossa est constitué de quatre compartiments.

Le premier destiné aux prélèvements, le second à la Biochimie Ŕ Sérologie, le troisième est destiné à l’Hématologie et le quatrième à la Bactériologie-Parasitologie. Le laboratoire fonctionne 24h / 24 et 7 jours sur 7 avec un système de permanence et de garde.

Notre étude s’est déroulée dans la section de bactériologie-parasitologie où plusieurs examens sont réalisés. Il s’agit de :

 AKOP : pour la recherche des Amibes, Kystes, œufs et parasites

 BAAR : pour la recherche des bacilles acido-alcoolo-résistant

 ECBU : pour le diagnostic des infections urinaires

 ECB-LCR : pour le diagnostic de la méningite

 GE/DP : pour le diagnostic du paludisme

 PV : prélèvement vaginal

 Recherche des œufs de bilharzie

 Rivalta : pour la recherche des protéines dans le liquide de ponction d’ascite et pleural.

 Spermogramme

 Spermocytogramme 2.2. Matériel

2.2.1. Population d’étude

La présente étude a porté sur 200 enfants de l’école primaire privée « la REFERENCE » dans l’arrondissement de Lokossa et 100 enfants de l’école primaire publique de « LOGBO » dans l’arrondissement de HOUIN. Nous avons reçu de chaque école, les selles des élèves choisis qui répond aux critères suivants:

 Etre habitant du village.

 Appartenir à la tranche d’âge compris entre 3 et 10 ans.

 Avoir été traité par des médicaments en 2015 environs six mois (Prasiquantel, Albendozole).

2.2.2. Réactifs Technique de Willis

 Solution de chlorure de sodium saturée Technique de Baillenger

 Tampon acétoacétique

Acétate de sodium cristallisé………15g.

Acide acétique……….3.6ml.

Eau distillée………..100ml Ajuster à PH5 avec de l’acide acétique

L’éther

Formol à 10%

Crésyl Lugol

2.2.2.1. Equipement

 Microscope électronique binoculaire

 Spectrophotomètre

 Centrifugeuse.

2.2.2.2. Matériel

 Flacons

 Lames

 Lamelles

 Marqueurs

 Compresses

 Micro pipette de 100à 1000 µl

 Cône bleu

 Tubes de 5ml

 Portoirs

 Boites de pétri

 Gants en latex

 Détergent 2.3. Méthodes

Ce travail a été réalisé selon un certain nombre d’étapes dont les principales sont :

 Prise de contact avec les autorités en charge de l’éducation dans le département ;

 Sensibilisation des cibles ;

 Procédure de prélèvement des selles ;

 Examen des selles ; 2.3.1. Sensibilisation des cibles

Les directeurs d’écoles, premiers acteurs de la sensibilisation. Après leur speech aux écoliers concernant notre objet de recherche, nous nous sommes intervenu en expliquant davantage aux écoliers l’objet de notre présence.

2.3.2. Prélèvement.

- Remettre à chaque écolier un flacon pour les selles à la veille.

- Demander d’émettre le lendemain, les selles dans le flacon.

- Veillez à ne pas mélanger l’urine et les selles au cours du prélèvement.

- Identifier chaque échantillon lors de la collecte à l’aide d’une fiche d’enquête.

Les échantillons identifié et enregistré sont acheminés au laboratoire pour la manipulation.

2.3.1.1 Echantillonnage

La collecte et la manipulation des échantillons des selles ont été faites du 25 Mai au 14 juillet 2015 et ont pris en compte 200 enfants de l’école primaire privée « la REFERENCE » dans l’arrondissement de Lokossa et 100 enfants de l’école primaire publique de « LOGBO » dans l’arrondissement de Houin. Sur chaque échantillon des selles des sujets qui ont accepté de participer à notre étude, nous avons réalisé sur les selles, l’examen macroscopique, l’examen microscopique direct et les concentrations de Willis et de Baillenger.

2.3.1.2. Examen macroscopique

Permet de noter la consistance, les éléments surajoutés tels que le sang, les mucosités, la glaire, le pus et la présence des parasites visibles à l’ œil nu (anneaux de ténia, oxyures, ascaris…).

2.3.1.3. Examen microscopique

 Etat frais

 Porter une paire de gants ;

 Nettoyer la paillasse;

 Disposer le matériel de travail ;

 Indiquer sur la lame au marqueur le numéro des selles ;

 Déposer au milieu d’une lame porte Ŕobjet propre, une goutte d’eau physiologique ;

 Prendre à l’aide d’un bois un morceau de selles prélevées à différents endroits ;

 Mélanger le morceau de selles à la goutte physiologique de manière à obtenir une préparation homogène et claire ;

 Recouvrir la préparation d’une lamelle en évitant les bulles d’air

 Observer aux microscopes aux objectifs X10 et X40.

 Examen après test au lugol

 Disposer le matériel de travail ;

 Indiquer sur la lame au marqueur le numéro des selles ;

 Déposer au milieu d’une lame porte Ŕobjet propre, une goutte de lugol ;

 Prendre à l’aide d’un bois un morceau de selles prélevé à différents endroits ;

 Mélanger le morceau de selles à la goutte lugol de manière à obtenir une préparation homogène et claire ;

 Recouvrir la préparation d’une lamelle en évitant les bulles d’air

 Observer aux microscopes aux objectifs 10x et 40x ;

2.3.1.4. Concentration parasitaire

 Technique de Willis

 Mettre un flacon.

 Placer un morceau de selles dans le flacon.

 Remplir au quart le flacon avec la solution de Willis ;

 Ecraser le morceau de selles à l’aide d’un applicateur en bois et bien mélanger à la solution ;



 Déposer soigneusement la lame porte objet sur l’orifice du flacon ;

 Vérifier que la lame couvre complètement le liquide, sans bulles d’air ;

 Laisser reposer 10 min.

 Retirer avec précaution la lame à laquelle doit adhérer une goutte du liquide ;

 Recouvrir la lame d’une lamelle ;

 Examiner immédiatement au microscope car la préparation se dessèche très vite.

 Sceller la lamelle à la vaseline bougie.

 Technique de Baillenger

Elle est indiquée pour la recherche des œufs des nématodes de larves d’anguillule Schistosoma mansoni et Schistosoma japonicum, des kystes de protozoaires digestifs et des œufs d’hymenolepis nana.

2.3.1.5. Mode opératoire

- Diluer 2 à 3 grammes de selles dans 5ml de tampon acéto-acétique. Laisser sédimenter une minute.

- Ajouter 5ml d’éther.

- Agiter pour mélanger.

- Centrifuger le tout à 2500 tours par minute pendant 10 minutes.

- Enlever le surnagent.

- Prélever le culot et examiner entre lame et lamelle au microscope.

TROISIEME PARTIE

RESULTATS ET COMMENTAIRE

3.1 Résultats

La taille d’échantillons de cette étude est de 300 dont 200 à l’EPP la Référence et 100 à l’EPP Houin Logbo.

Figure 1 : Répartition des écoliers dans les deux écoles

Tableau 1 : Répartition des parasites trouvés chez les écoliers de l’EPP la Référence

Parasites/Résultat cas positifs cas négatifs

N N

Kyste d’Entamoeba coli 44 (22%) 156

Kystes d’Entamoeba histolytica 70 (35%) 130

Kystes de Giardia lamblia 27 173 Trichomonas intestinalis 01 199 NB : N= Effectifs

L’analyse du tableau 1 montre 35% de kystes d’Entamoeba histolytica et 22% de kystes d’Entamoeba coli sur 200 échantillons de selles collectées.

Tableau 2: Répartition des parasites trouvés chez les écoliers de l’EPP Houin Logbo

Parasites/ Résultat cas positifs cas négatifs

N N

Kyste d’Entamoeba coli 16 (16%) 84

Kyste d’Entamoeba histolytica 24 (24%) 76

Kyste de Giadia lamblia 13 87

larves d'anguillule 01 99

NB : N= Effectifs

Il ressort de l’analyse du tableau 2, 24% de kyste d’Entamoeba histolytica et 16% de kyste d’Entamoeba coli sur 100 échantillons de selles collectées à Houin Logbo.

Ainsi il en résulte que dans les deux écoles les kystes d’Entamoeba histolytica sont les plus retrouvés.

Figure 2 :Prévalence des parasitoses dans chacune des deux écoles

L’analyse de la figure 2 révèle 142 cas positifs à l’EPP la référence situé dans un milieu urbaine, représentant 71% d’échantillons positifs. Tandis que nous observons 54 cas positifs représentant 54% d’échantillons positif à l’EPP Houin Logbo situé dans un milieu rural.

Ainsi nous pouvons conclure da notre cas que les écoliers du milieu urbaine sont plus parasités que ceux du milieu rural.

Tableau 3: Prévalence des parasitoses en fonction du sexe dans les 2 écoles

L’analyse du tableau 3 révèle 40 parasités à l’EPP Houin Logbo chez les écoliers du sexe masculin, représentant une prévalence de 66,7% tandis qu’à l’EPP la Référence nous observons 61 parasités équivalant à une prévalence de 51,3% chez les écoliers de sexe masculin. Il ressort que les écoliers de sexe masculin semblent plus parasités à Houin Logbo qu’à la Référence tandis que la référence présente plus de parasités parmi les filles qu’à Houin Logbo 55,6% contre 35.0%. En général dans les deux écoles la prévalence des parasitoses est de 56.4% chez les écoliers du sexe masculin alors qu’on obtient 48.8% chez les écoliers du sexe féminin. Néanmoins, il n’existe aucun lien significatif entre la parasitémie et le sexe chez les écoliers des deux écoles

Figure 3 : Prévalence des parasitoses en fonction de l’âge à l’EPP Houin Logbo De l’analyse de la figure 3, il ressort que les enfants de [3-5] ans sont moins affectés par les parasites avec une prévalence de 28.6%, ceux de [6-8] ans sont moyennement affectés avec une prévalence de 43.6% puis ceux de [9-10] sont beaucoup plus touchés avec la prévalence de 55.3%.

HOUIN LOGBO Référence Les deux écoles

Parasités total Prévalence Parasités total Prévalence parasités total Prévalence

Masculin 40 60 66.7% 61 119 51.3% 101 179 56.4%

Féminin 14 40 35.0% 45 81 55.6% 59 121 48.8%

Figure 4: Prévalence des parasitoses en fonction de l’âge à l’EPP la Référence

De l’analyse de la figure 4, il ressort que les enfants de [3-5] ans sont plus affectés par les parasites avec une prévalence de 81.4%, ceux de [6-8] ans sont moyennement affectés avec une prévalence de 37,6% puis ceux de [9-10] ans sont moins touchés avec la prévalence de 40,5%.

Tableau 4:Prévalence des parasitoses en fonction de la classe dans les deux écoles Classe Parasités Total Prévalence

[CI- CP] 102 192 53.1

[CE1-CE2] 58 108 53.7

TOTAL 160 300 53.3

De l’étude du tableau 4 il ressort que les classes [CI-CP] ont une prévalence qui est de 53.1% et celui des classes [CE1-CE2] est de 53.7%. Il en résulte de ce tableau que les enfants [CI-CP] ne respectent pas les règles d’hygiènes et cela continue jusqu’en classe de CE2.

3.2. COMMENTAIRE

Cette étude Prospective révèle des cas diagnostiqués dans deux écoles primaires de la commune de LOKOSSA. Les informations sur les cas d’infections diagnostiqués dans ces écoles constituent un indicateur du niveau d’hygiène de la population.

Notre étude a portée sur 300 échantillons biologiques. Pour 200 échantillons collectés à l’école primaire privée la « Référence »,142 contiennent des parasites soient une positivité de 71%. Les 100 échantillons collectés à l’école primaire publique de Houin Logbo ont montré 54 parasites soient une prévalence de 54% (figure 2). Au terme de notre recherche, nous avons constaté que la prévalence des parasitoses intestinales à l’EPP la Référence est beaucoup plus élevée à l’EPP Houin Logbo. Ceci s’explique par le traitement qui été fait au praziquantel et l’albendazole à l’EPP Houin Logbo. Les résultats montrent aussi que dans les écoles de la commune de Lokossa les écoliers sont plus infectés par les kystes d’Entamoeba histolytica et aussi la prévalence des autres protozoaires digestifs dans la population d’étude.

Ceci concordent avec les travaux menés par HAMADI et Coll [26], qui a montré la prédominance des protozoaires dans l’ensemble de la faune parasitaire.

Selon le sexe, dans les deux écoles les garçons semble être plus infectés que les filles (tableau3). Néanmoins, il n’existe aucun lien significatif entre la parasitémie et le sexe chez les écoliers des deux écoles

La répartition selon les classes d’âge : les enfants de [3-5] ans sont les plus infectés dans la zone urbaine (figure 4). Ceci est similaire aux travaux de SENA [27] qui a montré que les enfants de moins de 5ans sont les plus exposés (85.87%), alors que dans le milieu rural ce sont les enfants de [9-10] ans qui sont infectés (figure 3). Nous pouvons penser que l’hygiène voire le lavage des mains ne se fait pas systématiquement dans les écoles. Ces résultats sont renchéris par les études de TCHOUYABE, KINIGBE, APKLA et les études rétrospectives faites au Laboratoire de l’hôpital de zone de LOKOSSA chez les vendeuses d’écoles, de la rue, des restaurants et des hôtels.

Les habitants de la commune de LOKOSSA ont une activité mixte. La population pratique la pèche, l’agriculture et l’exploitation des carrières, or ces activités favorisent les infections parasitaires. C’est pour dire que le milieu scolaire nous donne l’image de

l’infection de la population dont 71% à la Référence et 54% à Houin Logbo (arrondissement de lokossa).

Particulièrement dans les écoles de Houin Logbo où les enfants étaient aussi parasités par la Bilharziose et traités à cet effet, il ressort que les œufs de Shistosoma mansoni n’ont plus été retrouvés dans les selles ni les nématodes. On peut confirmer l’efficacité du traitement par le praziquantel et l’albendazole.

CONCLUSION

Il ressort de cette étude que les kystes d’Entamoeba histolytica, d’Entameba coli sont les parasites les plus dominants chez les écoliers de l’école primaire publique Houin Logbo et de la Référence avec respectivement une prévalence de 30% et de 55%. Cela montre clairement que les parasitoses intestinales constituent un véritable problème de santé publique. Les enfants de 9 à 10 ans sont les plus infectés à l’école primaire publique Houin Logbo et ceux âgés de 3 à 5 ans sont les plus infectés à L’école primaire privée la Référence.

Notons qu’il y a eu une absence totale des Nématodes et de Schistosoma mansoni. Vu la persistance des protozoaires et des flagellées dans les deux écoles, il serait souhaitable que le Ministère de la Santé qui a intégré le Programme National de Lutte contre les Maladies Transmissibles, pense désormais lancer un traitement efficace contre ces parasites observés en s’appuyant sur des résultats d’examen parasitologique des selles.

SUGGESTIONS

 A l’endroit des techniciens biologistes.

De pratiquer au moins la méthode de Willis et la méthode de Baillenger dans la réalisation des examens coprologiques parasitaires.

 A l’endroit de la population.

D’éviter la contamination en mettant en application de façon rigoureuse le lavage systématique à l’eau et au savon.

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

1) Laamrani El Idrissi A, Lyagoubi M, Barkia A, Ayoujil M & Mahjour J : Prévalence des parasitoses intestinales au niveau de trois provinces au Maroc.Eastern Mediterranean Heath Journal 1999, 5 : 86-102.

2) Nimo Ngbabo S:Prévalence des parasitoses intestinales au C.S Boyoma/Kisangani.Thèse de doctorat, Université de Kisangani 2008,56 P.

3) OMS : Chimio prévention des helminthiases chez l’homme. Utilisation

des médicaments anthelminthiques pour les interventions de lutte. Manuel à l’intention des professionnels de la santé et des administrateurs de programmes 2008, 63 P.

4) WHO: Burden of disease in disability-adusted life years (DALYs) by cause, sex and mortality stratum in WHO region. Geneva 2001.

5) ATCHADE S P : Parasitologie générale.GBH, Ecole Poytechnique d’Abomey-Calavi/

Université d’Abomey-Calavi (Bénin) 2013,79 P.

6) Aubry P :Amoebose (amibiase).Médecine Tropicale, Diplôme de Médecine Tropicale des Pays de l’Océan Indien 2010,7 P.

7) Bourée P : Dictionnaire de parasitologie.les Flamands 1989, 126 P.

8) Goarnisson J : Guide médical africain. Médecine tropicale 8è édition, Saint-Paul, France 1972, 743 P.

9) Durand F., Brenier-Pinchart M. P. & Pelloux H : Parasitoses

digestives : lambliase, taeniasis, ascaridiose, oxyurose, amibiase, hydatidose.

Corpus Médical – Faculté de Médecine de Grenoble, 2005, 15 P.

10) Montresor A., Crompton D. W. T., Gyorkos T. W. & Savioli L : Lutte

Contre les helminthiases chez les enfants d’âge scolaire. Guide à l’intention des responsables des programmes de lutte, Organisation Mondiale de la Santé, Genève, 2004, 70 P.

11) Pawlowski Z. S., Schad G. A. & Stott G. J: Infestation et anémie ankylostomiennes. Méthodes de lutte. Organisation Mondiale de la Santé, Genève, 1993,98 P.

12) Schaechter M., Medoff G., Barry I. & Eusentein: Microbiologie et pathologie infectieuse. Paris-Bruxelle.1999, 100 P.

13) Caumes J.L., Bronstein J.A. & Klotz F : Maladies infectieuses .Trichocéphales et trichocéphalose.Encycl. Med. Chir 2005,11 : 8516 Ŕ 8525.

14) Montresor A., Caume J.L: Lutte contre les helminthiases chez les enfants d’âge scolaire. Guide à l’intention des responsables des programmes de lutte. Organisation mondiale de la Santé, Genève ; Trichocéphales et trichocéphalose.Encycl. Med. Chir., Maladies infectieuses.2004 et 2005, (11 Ŕ 70) : 8516 Ŕ 8525.

15) Magnaval J-F : Traitement des parasitoses cosmopolites. Med Trop.2006, 193-198.

16) Nicolas X., Chevalier B. & Klotz F : Anguillule et anguillulose. Maladies Infectieuses.2004, 8 : 511 Ŕ 514.

17) Projet d’établissement de l’hôpital de zone de Lokossa (HZL) à l’horizon 2011-2015 (Développement Médical et Financière).

18) Direction Départementale de Santé Mono-Couffo, Annuaire, 2011-2016.

20) TCHOUTABE L : Prévalences de quelques parasitoses intestinales chez les

élèves de deux Écoles Primaires de l’Arrondissement de Njimom, Région de l’Ouest- Cameroun .2012, 44 P.

21) Luck Derrick., AKPLA Ulrich : Prévalence de la bilharziose uro-génitale et intestinale chez les écoliers de l’arrondissement de Houin, Commune de LOKOSSA rapport de fin de stage. 2014, 31 P.

22) DDPD/MC : Tableau de bord social 2009 des départements du mono et du couffo, profil socio-èconomique et indicateur de développement .(2^ième edition), version finale, octobre 2011.

23) Registre laboratoire périphérique de l’hôpital de zone de la commune de lokossa.

2011,2014.

24) Recensement général de la population, 2012.

25) CDC images des différents parasistes intestinaux. [en ligne] disponible sur : http//www.dpd.cdc.gov/dpdx/Defaut.htlm, consulté le 04 juillet 2015.

26) HAMADIF. , CHOUCH A., KAIS H ., ZAHRAOUI R. :etudes des parasitoses digestives dans la région de (Blida), Nord Ouest d’algérie, Edition Mersenne :volume.

2012, 13 P.

27) APLOGAN A., SCHNEIDER D., DYCK j l, BERGER j : parasitoses digestives chez le jeune enfant en milieu extra-hospitalier tropical, Ann pédiar (paris), 1990, 680 P.

28) SENA F : Prévalence des parasitoses intestinales chez les malades pédiatriques à l’hôpital de zone Saint Jean de Dieu de Tanguieta.Rapport de fin de formation pour l’obtention du diplôme de licence professionnelle, Ecole Polytechnique d’Abomey- Calavi

ANNEXES

Annexe 1

9999

-

Photo

Photo 2 : Trophozoites d’Entamoeba.

histolytica histolytica : Source[18]

Photo 5 : Kyste de Giardia intestinalis : Source : [24]

Photo3 : kystes d’Entamoeba histolytica : Source : [19]

Photo1 : trophozoites d’Entamoeba .histolytica

Source : [19]

Annexe 2

.

Photo 7 : œuf d’Ascaris

Sources : [19]

Photo 9 : œuf d’Ankylostoma

Source : [19]

.

Source : [19].

Source : [24]

Photo 8: Vers adultes d’ankylostome.

Source : [19]

Photo 6 : forme végétatif de Trichomonas intestinalis

Source :

[19]

Annexe 3.

FICHE D’ENQUETE ET DE COLLECTE DE DONNEES DES CAS DE L’ECHANTILLON D’ETUDE

Date : ………

Nom :………prénoms :………...

Age :……… Sexe :………..

Ethnie : ………...

Lieu de résidence : Quartier………... Arrondissement…………...

Ecole :………..

Niveau d’instruction……… Classe………...

Niveau socio économique………

Avez-vous de latrine ? Oui : Non

Si non, ou déféquez vous ?...

Avez-vous été déparasité ? Oui Non

Depuis quand ? Jours Mois Année

Si oui, quel médicament avez-vous pris ?...

Avez-vous l’habitude de fréquenter les points d’eau ?

Oui Non

Si oui, pour quelle raison ?...

Lavez- vous les mains à l’eau et au savon avant de manger ?

Oui Non

Quelle source d’eau utilisez-vous ?

Forage Puits Cours d’eau

Avez-vous jamais fait un examen de selles ?

Oui Non

TABLE DES MATIERES

LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DE GENIE DE LA BIOLOGIE

HUMAINE (GBH). ... i

DEDICACE ... iii

Liste des abréviations et sigles ... vii

INTRODUCTION ... 1

PREMIERE PARTIE ... 3

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE SUR LES PARASITOSES INTESTINALES COURANTES ... 3

I. Définition ... 4

1.1. Parasite ... 4

1.2. Hôtes intermédiaires ... 4

1.3. Hôtes vecteurs ... 4

1.4. Hôtes définitifs ... 4

1.5. Coprologie parasitaire ... 4

1.6. Parasitisme intestinal ... 4

1.7. Protozoaires intestinaux ... 4

1.8. Helminthes intestinaux. ... 5

1.2. PROTOZOOSES INTESTINALES ... 5

1.2.1. Amibiase ... 5

1.2.2. Flagelloses ... 6

1.2.2.1. Giardiase ... 6

1.2.2. 2. Trichomonose intestinale... 7

1.3. HELMINTHIASES INTESTINALES ... 8

1.3.1. Ascaridiose. ... 8

1.3.2. Ankylostomiase ... 9

1.3.3. Trichocéphalose ... 9

1.3.4. Anguillulose ... 10

DEUXIEME PARTIE ... 11

MATERIEL ET METHODES ... 11

2.1.3. Le laboratoire ... 12

2.2. Matériel ... 12

2.2.1. Population d’étude ... 12

2.2.2. Réactifs ... 13

2.3. Méthodes ... 14

2.3.1. Sensibilisation des cibles ... 14

3.2. COMMENTAIRE ... 22

CONCLUSION ... 24

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ... 26

TABLE DES MATIERES ... 32