Etude de l’expression de l'homéoprotéine Engrailed dans l’hippocampe et de ses effets sur la complexité dendritique

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Etude de l’expression de l’homéoprotéine Engrailed dans

l’hippocampe et de ses effets sur la complexité

dendritique

Asma Soltani

To cite this version:

Asma Soltani. Etude de l’expression de l’homéoprotéine Engrailed dans l’hippocampe et de ses effets

sur la complexité dendritique. Médecine humaine et pathologie. Université René Descartes - Paris V,

2014. Français. �NNT : 2014PA05T006�. �tel-01124327�

Remerciements

Me voici arrivée au moment, tant attendu, d’ écrire les remerciements, j’ espère n’ oublier personne.

Je remercie vivement les membres du jury qui me font l’ honneur d’ accorder leur attention et leur

expertise à ce travail. Merci au D

_{Thierry Galli d’ avoir accepté de présider ce jury. Je remercie P}

Dominique Müller et le P

_{Alain Trembleau d’ avoir accepté d’ évaluer mon travail de thèse et d’ en être}

les rapporteurs, ainsi que le D

_{Florence Maschat pour avoir accepté le rôle d’ examinatrice.}

Je remercie chaleureusement mon directeur de thèse, le P

_{Olivier Stettler, sans qui ce travail n’ aurait pu}

se faire. Merci de m’ avoir accompagnée durant ces trois années à travers les phases, loin d’ être toutes

faciles, de la thèse. À ton contact j’ ai énormément appris – bien plus que les nombreuses expressions

idiomatiques que tu aimes tant ! Merci pour ton optimisme à toute épreuve, ton enthousiasme, ta

patience, ton souci de la pédagogie, et la confiance que tu m’ as accordée pour mener ce travail. Un

directeur aussi disponible et investi, c’ est loin d’ être la norme, j’ ai eu de la chance et je t’ en remercie.

Merci au D

_{François Darchen de m’ avoir accueillie au sein du laboratoire et de son équipe. Je te}

remercie pour ta disponibilité, ton souci permanent de la cohérence, ta rigueur et ta sympathie.

À Olivier et François, merci d’ avoir relu avec attention ce manuscrit, d’ y avoir consacré du temps ;

j’ aurais appris jusqu’ au bout !

Je remercie chaleureusement les P

_{Jean-Claude Chottard et Philippe Ascher dont la persévérance}

a permis la création de la Filière Médecine Sciences au sein de l’ Université Paris-Descartes, qui m’ a

permis cette bifurcation vers la recherche dès ma deuxième année d’ études de médecine et d’ enrichir

ma formation médicale. Je remercie également tous les professeurs de la filière.

Merci à Mylène Bisson pour ton dévouement ta bienveillance et ta gentillesse. Je remercie tous mes

camarades de la filière Médecine Sciences et de l’ Ecole de l’ INSERM pour leur soutien et les discussions

toujours enrichissantes. Un merci particulier à Gabriella, Timothée et Skerdi !

J’ aimerais remercier tous nos collaborateurs, les D

_{Marcel Lauterbach et Marc Guillon pour les}

nombreuses heures passées dans la pièce du fameux STED et les belles images d’ épines dendritiques,

ainsi qu’ à leur équipe dirigée par D

_{Valentina Emiliani. Merci aux D}

_{Vivien Chevaleyre et Rebecca}

Piskorowski, pour leur expertise et leur sympathie. Merci au futur D

_{Giulia Zunino pour les}

interminables comptages d’ épines dendritiques, sa bonne humeur et sa gentillesse ainsi qu’ au P

_Yuri

Bozzi. Merci aux D

_{Rajiv Joshi, D}

_{Alain Joliot, D}

_{Julia Fuchs, D}

_{Ken Moya et P}

_{Alain Prochiantz}

pour leur expertise et les nombreuses discussions, ainsi que leur accueil durant les deux mois que j’ ai

passés au Collège de France dans leur laboratoire.

Mes remerciements vont aux membres de l’ équipe «  Dynamique Membranaire et Maladies

Neurologiques » : au D

_{Claire Desnos pour ton expertise, ton humour, ta disponibilité et les nombreuses}

et ta patience face à ma maladresse ; à D

_{Isabelle Franget, merci pour ton efficacité. Merci également}

aux futures D

_{Zahra Jaffal et D}

_{Dany Khamsing, ainsi qu’ à Solène Lebrun, mes adorables collègues}

de bureau, pour les cafés, les restau’ japonais, votre précieux soutien, les longues soirées passées au

laboratoire, les fous rires, les coups de blues et tout le reste.

Je remercie les autres membres de l’ unité UMR8192  : D

_{Bruno Gasnier responsable de l’ équipe}

« Transporteurs Intracellulaires » pour ta bienveillance, les nombreuses discussions scientifiques, et tes

conseils ; Carole Sens, merci pour ton soutien, ta gentillesse et ton efficacité, ta bienveillance avec moi

qui remplissait si mal les bons de commande et les fiches de mission ; Cécile Debacker pour tes conseils

toujours avisés et ta compétence ; Seana O’ Reagan pour ton soutien, ta joie de vivre communicative

et les longues discussions le dimanche au laboratoire ; Caroline Bertrand pour ta disponibilité et ta

bonne humeur ; le futur D

_{Adrien Jézégou pour les discussion théoriques autour de la vie de thésard ;}

le futur D

_{Xavier Leray pour les discussion autour de l’ électrophy et pour m’ avoir fait découvrir le}

gâteau à la praline ; merci enfin au D

_{Christine Anne, à Christophe Ribes et à Eli Berda.}

À mes co-externes à l’ hôpital Sofia, Tiphaine et Thomas, merci pour les cafés et les discussions autour

de la médecine, de l’ ECN et autres charmantes perspectives, votre soutien dans la dernière ligne droite

m’ a été précieux.

Merci au Ministère l’ Enseignement Supérieur et de la Recherche pour ma bourse de thèse, à

l’ Association France Alzheimer pour le financement de nos projets.

!"

_{Call it a clan, call it a network, call it a tribe, call it a family. Whatever you call it, whoever you are,}

you need on »

J. Howard

Ces remerciements ne seraient pas complets sans un mot pour les amis dont le soutien a été précieux :

le futur D

_{Rima Seddiki pour m’ avoir soutenue et encouragée sans cesse, Saida et Ghofran ainsi que}

ma seconde famille, la famille Ben Bdira de m’ avoir supportée pendant la période mouvementée de

l’ écriture. À tous les autres qui ont été là durant ces trois années et dont le soutien a été précieux :

Khaoula A., Khaoula B., Emina, Eya, Hayette, Leila, Fatiha, Maya, Abderahmene, Anissa, Nour,

ainsi que Jamila B. et Samia D., les moments passés à Initiatives et Changements ont été de véritables

bouffées d’ air frais.

À mes sœurs : Chayma grâce à qui Word n’ a plus aucun secret pour moi, Nouçayba pour les sms

d’ encouragements et Mimi pour le soutien moral et les blagues. À mes adorables petits frères Rayen

et Idris pour qui les mots stubby et spines ne sont plus des mots « bizarres », je vous pardonne pour le

boucan.

Last but not least, merci à mes parents, votre soutien est sans faille ; y compris lorsque j’ ai fait des

choix qui vous paraissaient incompréhensibles, il n’ a pas faibli. Merci de m’ avoir transmis la passion

d’ apprendre sans cesse. Enfin, votre courage et votre combat pour votre pays et votre liberté sont une

source inépuisable d’ inspiration. Je termine en disant merci à ma mamie qui, même à des centaines de

Table des matières

I. Introduction ... 1

I. Mise en place de l’ architecture dendritique du neurone ... 2

1. Les acteurs de la dendritogenèse ... 2

A. Le cytosquelette ... 5

B. Les RhoGTPases ... 6

C. Le BDNF ... 6

D. Les facteurs de transcription ... 7

2. Rôle de l’ arborisation dendritique dans la propagation des signaux excitateurs ... 12

II. Les synapses ... 15

1. Généralités ... 15

A. Les synapses excitatrices glutamatergiques ... 15

B. Les cellules inhibitrices GABA-ergiques ... 16

C. Les synapses inhibitrices GABA-ergiques ... 18

2. Les épines dendritiques, support de la plasticité synaptique ... 19

A. Description morphologique et classification ... 19

B. Description des constituants moléculaires des épines dendritiques ... 22

a. La densité post-synaptique ... 22

b. Le spinosquelette et ses régulateurs ... 25

C. Morphogenèse des épines dendritiques ... 34

a. Le modèle de Sotelo ... 34

b. Le modèle de Miller/Peters ... 34

c. Le modèle filopodial ... 35

d. Vers un modèle de spinogenèse unifié ... 37

D. Dynamique des épines dendritiques dans la plasticité synaptique ... 38

a. Les différentes formes de plasticité ... 38

i. La plasticité à court-terme ... 38

ii. La plasticité à long-terme ... 39

La LTP ... 39

La LTD ... 40

iii. La métaplasticité ... 42

iv. La plasticité homéostatique ... 43

b. Le rôle de la plasticité morphologique des épines dendritiques ... 43

i. Influence du volume de la tête d’ une épine dendritique ... 43

ii. Changements morphologiques de la tête de l’ épine dendritique et LTP ou LTD ... 44

iii. Changements morphologiques induits par l’ apprentissage ... 44

c. Plasticité des différents types d’ épines dendritiques ... 45

i. La plasticité des épines thin et mushroom ... 45

ii. La plasticité des épines stubby ... 47

d. Les acteurs de la plasticité des épines dendritiques ... 48

i. Le rôle du spinosquelette dans la plasticité ... 48

ii. Distribution des organites au sein des épines dendritiques ... 49

iii. Synthèse protéique locale dans la plasticité ... 49

iv. Trafic des protéines membranaires ... 50

III. Les pathologies affectant l’ arborisation dendritique et les épines dendritiques ... 53

1. La schizophrénie ... 55

2. La maladie d’ Alzheimer ... 56

3. Les Troubles du Spectre Autistique (TSA) ... 59

A. Les TSA : symptômes et comorbidités ... 59

B. Mécanismes moléculaires et modèles animaux ... 60

C. L’ autisme et les anomalies des épines dendritiques ... 62

D. L’ autisme et les anomalies de la traduction ... 63

E. Le déséquilibre inhibition/excitation dans l’ autisme ... 64

F. Le syndrome de l’ X Fragile ... 64

IV. L’ homéoprotéine Engrailed dans la plasticité neuronale ... 66

1. Généralités : de l’ homéoboîte à l’ homéoprotéine ... 66

2. L’ homéoprotéine Engrailed ... 67

3. Expression cérébrale d’ Engrailed au cours de l’ embryogenèse et à l’ âge adulte ... 68

A. Structure d’ Engrailed ... 69

B. Engrailed, facteur de transcription ... 70

a. Fonction et localisation sub-cellulaire ... 70

b. Gènes cibles ... 72

C. Engrailed, facteur de traduction ... 74

a. Rôle d’ eIF4E ... 74

b. Engrailed dans le guidage axonal ... 75

c. Engrailed dans la maladie de Parkinson ... 76

4. Engrailed, une molécule de signalisation ... 76

A. Internalisation ... 76

B. Sécrétion ... 77

C. L’ exemple d’ Otx2 ... 77

5. Rôle des homéoprotéines dans la morphogenèse et plasticité neuronales ... 79

6. Engrailed, gène de susceptibilité à l’ autisme ... 80

Procédures expérimentales ... 83

1. Culture cellulaire ... 84

A. La préparation des cellules d’ hippocampe ... 84

B. Préparation du milieu conditionné ... 85

C. Préparation des lamelles recouvertes de poly-D-lysine ... 86

D. La transfection ... 86

2. Préparation de cellules d’ hippocampe de souris TG2576 ... 87

A. Génération des souris TG2576 ... 87

B. Culture cellulaire... 87

C. Génotypage des souris TG2576 ... 88

3. Immunomarquages et Imagerie ... 88

A. Imagerie en épifluorescence ... 89

B. Imagerie confocale ... 89

C. Analyse des images et classification des épines dendritiques

Utilisation du logiciel IMARIS ... 89

4. Western blot... 91

5. SuNSET ... 92

A. Protocoles de stimulation de la traduction et traitement à la puromycine ... 93

B. Immunofluorescence et quantification des images ... 93

Table des illustrations et des tableaux

Illustrations

Figure 1 : Illustration de Ramón y Cajal montrant différents types neuronaux ...3

Figure 2 : Dynamique des dendrites et épines dendritiques au cours du développement ...4

Figure 3 : Les épines dendritiques ...4

Figure 4 : Différentes classes de molécules impliquées dans la régulation de l’ arborisation dendritique ...8

Figure 5 : Structure des neurones pyramidaux de l’ hippocampe et domaines d’ input synaptique (rat) ...13

Figure 6 : Relations entre le cytosquelette du dendrite et de l’ épine dendritique ...14

Figure 7 : Synapse excitatrice ...16

Figure 8 : Synapse inhibitrice ...18

Figure 9 : Visualisation de la morphologie des épines dendritiques dans un neurone pyramidal de la région

CA3 de l’ hippocampe ...21

Figure 10 : Limite de la classification morphologique des épines dendritiques...22

Figure 11 : Protéines de la densité post-synaptique d’ une synapse glutamatergique ...24

Figure 12 : Cytosquelette d’ actine dans une épine de type thin ...27

Figure 13 : Organisation du spinosquelette d’ actine ...27

Figure 14 : Voies de signalisation stabilisatrices et déstabilisatrice des épines dendritiques ...28

Figure 15 : Les trois modèles de spinogenèse ...37

Figure 16!" LTP et LTD dépendantes des récepteurs NMDA dans la région CA1 ...41

Figure 17!" Modèle du trafic des récepteurs AMPA durant la LTP et LTD ...42

Figure 18!" Diffusion latérale des récepteurs AMPA dans les épines dendritiques et morphologie du cou ...46

Figure 19!" Voie de signalisation de remodelage du spinosquelette d’ actine ...49

Figure 20!" Modèle de consolidation de la LTP à la synapse via la matrice extracellulaire ...51

Figure 21 : Évolution putative de la densité des épines dendritiques et des synapses au cours de la vie

chez l’ Homme ...54

Figure 22 : Altérations de l’ architecture dendritique et mécanismes impliqués dans la schizophrénie ...56

Figure 23 : Altérations de l’ architecture dendritique et mécanismes impliqués dans la maladie d’ Alzheimer ...58

Figure 24 : Principales protéines associées aux TSA et description des déficits dans les modèles

animaux correspondants ...61

Figure 25 : Altérations de l’ architecture dendritique et mécanismes impliqués dans les TSA ...62

Figure 26 : Altérations de l’ architecture dendritique et mécanismes impliqués dans le FXS ...65

Figure 27 : Expression des gènes Hox et organisation génomique ...67

Figure 28 : Structure de la protéine Engrailed-2 et ses différents domaines d’ interaction (A) et de

l’ homéodomaine (B) ...71

Figure 30 : Mécanisme d’ initiation de la traduction selon la voie cap-dépendante ...75

Figure 31 : Représentation schématique des voies « non-cell-autonomous » et « cell-autonomous » ...78

Figure 32 : Positions des 5 SNPs du gène EN2 et des sites supposés de liaison des facteurs de transcription ...82

Figure 33 :

Schéma des voies de signalisation de mTOR

...132

Tableaux

Tableau 1 : Molécules de régulation de la morphologie des dendrites (Vertébrés) ...8

Tableau 2 : Acteurs moléculaires de la morphologie des épines dendritiques ...28

Tableau 3 : Expression d’ Engrailed-1 et 2 au cours du développement embryonnaire et à l’ âge adulte

(Souris) ...69

Tableau 4 : Gènes cibles potentiels d’ Engrailed ...74

Tableau A1 : Milieu NB27 d’ ensemencement des neurones d’ hippocampe murin ...86

Tableau A2 : Milieu de culture des gliales d’ hippocampe murin ...87

Tableau A3 : Milieu HTD de trypsinisation des neurones d’ hippocampe ...87

Tableau B : Anticorps et dilutions utilises ...91

Tableau C : Anticorps utilisés (SuNSET) ...94

Tableau II.3 : La traduction induite par Engrailed n’ est pas inhibée par AβO ...118

Tableau II.4 : Engrailed maintient la néo-synthèse protéique dans les neurones TG2576 ...119

Abbréviations

#

4E-BPs : Eukaryotic translation

initiation factor 4E binding

protein

A

AβO : Oligomères d’ Aβ

Abp1 : Actin Biding Protein 1

AMPA(R) : α Amin

3-hydroxy-5

Methylisoazol-4-Propionate Acid (Receptor)

Arp2/3 : Actin related protein 2/3

ASD : Autism Spectrum Disorder

(voir TSA)

B

BDNF : Brain Derived

Neurotrophic Factor

β PIX : β -Pak-Interacting

eXchange factor

C

CA : Corne d’ Ammon

CaBP : Molécule de liaison au

calcium

CB ou CALB : Calbindine

CCK : Cholecystokinine

CaMK : Calcium/CalModuline

Kinase

CaMKK : CaMK Kinase

CAMs : Celular Adhesion

Molecules

Cdc42 : Cell division control 42

CDK : Cyclin Dependant Kinase

CREB : C-AMP Response

Element-binding protein

Cy3 : Cyanine (fluorophore rouge)

D

DG : Dentate Gyrus

DISC1 : Disrupted In

Schizophrenia 1

DIV : Day In Vitro

DR1 et DR2 : Dopamine Receptor

1 et 2

E

E : jour Embryonnaire

E-LTP : Late-Long Term

Potentiation

EB3 : End-binding protein 3

ECM : ExtraCellular Matrix

eIF4E : eurkaryotic Initiation

Factor 4E

En1, En2 : Engrailed-1,

Engrailed-2

ErbB4 : V-Erb-A Erythroblastic

Leukemia viral oncogene homolog

EPSP : Excitatory Postsynaptic

Potential

F

F -actine : actine Filamenteuse

FITC : Fluorescéine Iso Thio

Cyanate (fluorophore vert)

Fmr1 : gène Fragile X Mental

Retardation 1

FMRP : Fragile X Mental

Retardation Protein

FRAP : Fluorescence Recovery

After Photobleaching

FRET : Fluorescence Resonance

Energy Transfer

FXS : Fragile X Syndrome

G

GABA : b-AminoButirique Acid

GAD67 : Glutamic Acid

Decarboxylase

GAG : Glycosaminoglycanes

GAP : GTPase Activating Proteins

GEF : Guanine Exchange Factor

(E)GFP : (Enhanced) Green

Fluorescent Protein

GIT1 : G-protein coupled receptor

kinase InTeracting protein 1

GKAP : Guanylate

Kinase-Associated Protein

H

HD : Homeodomaine

HP : Homéoprotéine

HRP : Horse Radish Peroxydase

I

IRM : Imagerie par Résonance

Magnétique

IRMf : Imagerie par Résonance

Magnétique fonctionnelle

K

KO : knock out

L

L-LTP : Early- Long Term

Potentiation

LTD : Long Term Depression

LTP : Long Term Potentiation

M

Protein 2

MAPK : Mitogen-activated

protein kinase

ME : Microscopie électronique

MEC : Matrice extracellulaire

Mecp2 : Methyl CpG binding

protein 2

mGluR : metabotropic Glutamate

Receptor

miRNA : micro RNA

MMP : Matrix metallopeptidase

MP : Maladie de Parkinson

MSBs : MultiSynaptic Boutons

mTOR : mammalian Target Of

Rapamycin

MTs : Microtubules

N

NGF : Nerve Growth Factor

NF : Neurofibromatose I

NLGN : Neuroligine

NMDA(R) : N Methyl D Aspartate

(Receptor)

NP : Neuropeptide

NPY : Neuropeptide Y

NRG : Neureguline

NRXN : Neurexine

NT-3 et 4 : Neurotrophine 3 et 4

P

P : jour Postnatal

p75 NTR : P75 Neurotrophin

Receptor

PA : Potentiel d’ Action

Pak 1 : p21 activating kinase 1

PALM : PhotoActivated

PCR : Polymerase Chain Reaction

PDZ : Post synaptic density

protein, Drosophila disc large

tumor suppressor, and Zonula

Occludens- 1

PI3K : Phosphatidylinositide

3-kinase

PIP2 : Phosphatidylinositol

4,5 bisPhosphate

PNN : Peri-Neurona Nets

PS1 : Préséniline 1

PSD : PostSynaptic Density

PSD-95 : PostSynaptic Density

protein 95

Phospho-Tau : forme

phosphorylée de tau

PTEN : Phosphatase and TENsin

homolog

PV : Parvalbumine

R

Rac1 : Ras related C3 botulinum

toxin substrate 1

RCPG : Récepteur Couplé aux

Protéines G

Rheb : Ras homolog enriched in

brain

RhoA : Ras homologous member

A

ROCK : Rho-Associated Protein

Kinase

RT-PCR : Reverse Transcription

PCR

RT-qPCR : Reverse Transcription

quantitative PCR

S

shRNA : small hairpin RNA

siARN : small interfering RNA

SNC : Système Nerveux Central

Polymorphism

SOM : Somatostatine

STED : Stimulated Emission

Depletion

T

TEA : Tétraéthylamonium

TARP : Transmembrane AMPA

Receptor Protein

TIRFM : Total Internal Reflection

Fluorescence Microscopy

TrkA, B : récepteur Tyrosine

kinase A, B TSA : Troubles du

Spectre Autistique (voir ASD)

TSC : Tuberous Sclerosis Complex

U

Ube3a : Ubiquitin-protein ligase

E3A

V

VGluT1, 2 : Vesicular Glutamate

Transporteur 1, 2

W

WASP : Wiskott Aldrich Syndrome

Protein

Wnt : Wingless-type MMTV

integration site

I.

Mise en place de l’ architecture dendritique du neurone

Les neurones sont des cellules excitables très spécialisées et polarisées, qui présentent des régions

distinctes sur le plan de leur organisation cytologique. On distingue classiquement : 1) le soma, 2)

l’ arborisation dendritique plus ou moins ramifiée, 3) l’ axone en général unique, isolé ou non par une

gaine de myéline. Ces régions neuronales présentent des variantes morphologiques, Ramón y Cajal

a été le premier à essayer de les classer

(figure 1)

: elles sont adaptées aux fonctions des neurones

concernés. D’ une manière générale, une des caractéristiques majeure des cellules nerveuses est de

pouvoir former des réseaux interconnectés via l’ établissement de contacts synaptiques principalement

axo-dendritiques, mais aussi axo-somatiques et axo-axonaux. Les dendrites d’ un neurone donné

portent des connexions axonales afférentes établies par d’ autres cellules nerveuses plus ou moins

nombreuses. Le nombre total de ces connexions est fonction en particulier de la taille de l’ arborisation

dendritique laquelle permet au neurone d’ intégrer un nombre plus ou moins important d’ informations

distinctes. L’ axone établit avec d’ autres neurones un ou plusieurs contacts synaptiques et transmet une

information sortante (efférente), parfois sur de longues distances. La mise en place et la stabilisation

des circuits connectant les neurones entre eux est une étape cruciale du développement du système

nerveux central, de son bon déroulement va dépendre le développement harmonieux des fonctions

cérébrales. Dans ce contexte, le développement des dendrites est particulièrement critique, la taille,

mais aussi la morphologie de l’ arborisation dendritique, déterminent la formation des contacts

synaptiques. Plusieurs molécules jouant un rôle dans la croissance de l’ arborisation dendritique

pendant le développement ont été caractérisées à ce jour, nous les détaillerons plus loin. Nous verrons

que ces molécules participent à des voies de signalisation qui peuvent être altérées dans différentes

maladies neurologiques.

La grande majorité des connaissances sur les mécanismes moléculaires qui régulent l’ arborisation

dendritique viennent de l’ étude des neurones excitateurs (glutamatergiques) du cortex et de

l’ hippocampe. Les dendrites de ces neurones ont la particularité de présenter des protrusions,

appelées épines dendritiques

(figure 3)

, constituant des compartiments post-synaptiques hautement

spécialisés en regard desquelles se positionnent des boutons axonaux présynaptiques, l’ ensemble

formant ainsi les synapses. La section II est consacrée à leur description

(figure 3)

.

1.

Les acteurs de la dendritogenèse

La cellule neuronale est très polarisée avec des compartiments dendritiques et axonaux bien

individualisés. Cette différenciation morphologique correspond à une différenciation fonctionnelle

et s’ établit très tôt au cours du développement embryonnaire. Les mécanismes qui sous-tendent

la formation des dendrites et des axones sont également distincts, ici nous nous intéresserons

exclusivement aux premiers. Au cours du développement du cerveau, les dendrites sont très

dynamiques et connaissent de nombreux remodelages

(figure 2)

. La formation des dendrites débute

restreint d’ entre eux poursuivra sa croissance et se différenciera en dendrite

[Dailey et al., 1996 ; Wu et al.,

1999 ; Wong et Wong, 2000]

.

Les dendrites constituent un support physique pour la formation des synapses. La propagation des

signaux afférents se fait par l’ intermédiaire des synapses et de l’ arbre dendritique lui-même.

De nombreuses classes de molécules interviennent dans la mise en place de l’ arborisation dendritique

(tableau 1)

. Les différents mécanismes auxquels elles contribuent sont régulés dans le temps et l’ espace

pour aboutir à une arborisation caractéristique du type de neurone. La phase de développement

dendritique s’ étend de l’ âge embryonnaire (E15) à quelques semaines (P21) après la naissance chez

la souris

[Wu et al., 1999]

, et est maximale entre six mois de grossesse et les premiers mois de vie chez

l’ homme, bien qu’ il existe des variations de développement dans les différentes régions du cerveau

[Huttenlocher et Dabholkar, 1997]

. La plasticité des filopodes qui forment les dendrites diminue fortement

à mesure que le circuit neuronal devient plus mature au cours des 60 premiers jours post-nataux

chez la souris

(figure 2)

. Au-delà de cette période les dendrites se stabilisent tandis que les épines

dendritiques continuent de se mettre en place tout en conservant leurs capacités plastiques

[Oray et al.,

2004 ; Majewska et al., 2006 ; Holtmaat et al., 2006 ; Holtmaat et al., 2005 ; Trachtenberg et al., 2002]

.

Figure 1 : Illustration de Ram

ó

n y Cajal montrant différents

types neuronaux

A) Schéma du neurone.

B) illustration de Ramón y Cajal du début du siècle dernier. La figure illustre les différents types de neurones selon la

forme des somas, de leur arborisation dendritique, la longueur de l’ axone. Les images ont été réalisées à partir de coupes

de tectum de poulet marquées avec la méthode de Camillo de Golgi.

Figure 2 : Dynamique des dendrites et épines dendritiques au

cours du développement

A) Au cours du développement précoce chez la souris (du 15

_{jour embryonnaire (E15) au 21}

_{jour post-natal (P21)),}

les branches dendritiques sont très dynamiques, avec l’ extension de nouveaux embranchements (en vert) et le retrait de

branches existantes (rouge). Mais sans formation de contacts synaptiques fonctionnelles (insert : les segments dendritiques

rouges) il y a une diminution des épines et la rétraction de la branche dendritique ; les branches plus stables (insert : les

segments dendritiques verts) contiennent un mélange d’ épines stables, de nouvelles épines et d’ épines de plastiques.

B) Au cours de l’ adolescence (P21-P60), certaines branches des dendrites se stabilisent, tandis qu’ une partie des épines

dendritiques restent très dynamiques, avec une perte nette d’ épines.

C) À l’ âge adulte, la dynamique des épines dendritiques est moins marquée et la plupart des épines restent stables.

Adapté de Koleske, 2013.

Figure 3 : Les épines dendritiques

A) et B) Les épines dendritiques forment le compartiment post-synaptique, elles sont connectées aux boutons axonaux

présynaptiques B).

C) Neurone glutamatergique d’ hippocampe portant de nombreuses épines (marquage EGFP).

A. Le cytosquelette

Les premières étapes de la mise en place des dendrites impliquent le cytosquelette d’ actine  : les

filopodes sont constitués de faisceaux d’ actine filamenteuse (actine-F)

[Da Silva et Dotti, 2002]

. Ces

protrusions peuvent être secondairement investies par un microtubule (MT). En effet, l’ inhibition

de la polymérisation de l’ actine-F lors des premiers stades du développement empêche la formation

des prolongements dendritiques

[Lafont et  al., 1993  ; Dent et  al., 2007]

, en revanche après la mise en

place de l’ arbre dendritique son inhibition n’ influe plus sur la morphologie des dendrites. Une fois

les dendrites primaires formées, des filopodes en émergent et selon le même processus participent à

la formation et la stabilisation de dendrites secondaires, et ainsi de suite pour les dendrites d’ ordre

supérieur jusqu’ à la formation d’ une arborisation complexe

[Hely et al., 2001]

. Plusieurs protéines sont

impliquées dans la formation de ces embranchements dendritiques dont le complexe Actin-related

proteins 2/3 (Arp2/3) qui permet la nucléation des nouveaux filaments d’ actine

[Da Silva et Dotti, 2002 ;

Insall et Machesky, 2009]

. Les dendrites néoformées sont rapidement investies par des microtubules

associés à de nombreuses protéines (les MAPs, Microtubule Associated Proteins). Ce réseau de

microtubules confère non seulement aux dendrites une stabilité structurale mais sert aussi de point

d’ ancrage pour des moteurs moléculaires permettant le transport d’ organelles à distance du soma

[Conde et Caceres, 2009]

. Contrairement à l’ axone, dont les microtubules présentent tous leur extrémité

(+) (polymérisation active) orientée vers sa partie distale, les dendrites contiennent des microtubules

orientés dans les deux sens. Cela permet le trafic d’ organelle dans les sens soma/dendrite et dendrite/

soma par le jeu de moteurs moléculaires différents selon l’ orientation des microtubules

[Baas et al.,

1988 ; Burton, 1988]

.

Bien que la structure globale des dendrites soit stable durant des mois voire des années, le cytosquelette

de microtubules reste dynamique. En effet, 75 % de la tubuline qui les constitue sont recyclés toutes les

10 minutes

[Okabe et Hirokawa, 1990 ; Edson et al., 1993]

, les 25 % restants étant recyclés sur une période

de temps un plus longue, de l’ ordre de l’ heure

[Okabe et Hirokawa, 1990 ; Edson et al., 1993]

. Ce turn over

très rapide des microtubules n’ empêche pas la stabilisation des dendrites car seule une fraction des

microtubules est recyclée en un temps donné tandis que le reste de l’ architecture microtubullaire

est stabilisée et sert de support à de nouvelles molécules. Dans ce processus, les protéines MAP :

MAP1A et MAP2, stabilisent les microtubules en liant les filaments de microtubules entre eux

[De

Camilli et al., 1984 ; Huber et Matus, 1984 ; Bloom et al., 1984]

. L’ augmentation de leur expression augmente

la polymérisation des microtubules et leur stabilisation, leur knock out chez la souris entraîne la

désorganisation structurale des dendrites et une diminution significative de l’ étendue de l’ arborisation

dendritique

[Teng et al., 2001 ; Harada et al., 2002]

. Les MAPs stabilisent les microtubules en les protégeant

de l’ activité de protéines qui favorisent leur dépolymérisation comme la katanine, ou la famille

kinésine-13 de microtubule dépolymérases

[Sudo et Baas, 2010 ; Peris et al., 2009]

(figure 6)

. La cypine

est une autre molécule de stabilisation des MTs. Elle lie les hétérodimères de tubuline et favorise la

polymérisation des MTs formant ainsi de nouveaux filaments. Elle est en compétition avec la snapine,

qui déstabilise les MTs, pour la liaison à la tubuline

[Chen et al., 2005]

. La surexpression de la cypine

de son expression par des ARNm non fonctionnels (inhibition de la maturation de l’ ARNm de la

cypine par des small nuclear RNA portant une mutation) montre une simplification de l’ arborisation

dendritique

[Akum et al., 2004]

. Par ailleurs, des molécules d’ échafaudage de la densité post-synaptique

sont impliquées dans la formation des prolongements dendritiques : PSD-95, Shank ou Homer

[Vessey

et Karra, 2007]

. La surexpression de PSD-95 entraîne une diminution du nombre d’ embranchements

dendritiques dans les neurones en développement indiquant un rôle non-synaptique de cette protéine

à des étapes très précoces du développement

[Chen et al., 2005]

. La PSD-95 peut aussi lier EB3

(End-Biding protein 3) qui l’ empêche de se lier aux MTs et diminue ainsi leur stabilité

[Sweet et al., 2011]

.

B. Les RhoGTPases

Les protéines, RhoGTPases : Rac1 (Ras related C3 botulinum toxin substrate 1), Cdc42 (Cell division

control 42) et RhoA (Ras homologous member A), régulent la formation, la croissance et le branching

des dendrites essentiellement en modulant le cytosquelette d’ actine mais aussi le cytosquelette

formé par les microtubules

[Luo et al., 2002 ; Leemhuis et al., 2004]

. Les protéines RhoGTPases agissent

par diverses voies de signalisation

[de Curtis, 2008]

, elles activent entre autres le complexe Arp2/3 qui

favorise la polymérisation de l’ actine

[Insall et Machesky, 2009]

.

Lorsque Rac1 est constitutivement activé, il induit une augmentation du nombre de dendrites

primaires et favorise la dynamique des branchements dendritiques

[Threadgill et al., 1997]

, l’ expression

d’ un dominant négatif de Rac1 cause une forte diminution (50 %) du nombre de dendrites primaires

[Threadgill et al., 1997]

. De la même manière, l’ expression d’ un dominant négatif de Cdc42 diminue le

nombre de dendrites primaires

[Threadgill et al., 1997 ; Li et al., 2000]

. Rac1 et Cdc42 régulent également

de manière positive le cytosquelette de microtubules via l’ effecteur Pak1 (p21-activating kinase 1), des

expériences dans des neurones de poulet ont montré que l’ activation de Rac1 inhibe la dépolymérisation

des microtubules dans les dendrites

[Grabham et al., 2003]

. À l’ inverse, RhoA est un régulateur négatif

de la croissance et l’ organisation dendritique : l’ expression d’ une forme active de RhoA provoque une

simplification de l’ arbre dendritique

[Li et al., 2000 ; Nakayama et al., 2000]

. RhoA agit en liant la protéine

kinase ROCK et la Profiline IIa ce qui déstabilise les filaments d’ actine et augmente l’ élimination

des dendrites

[Kakayama et al., 2000 ; Da Silva et al., 2003]

. Enfin, RhoA contrôle de manière négative la

formation des embranchements en diminuant le taux de protéine cypine ce qui diminue la formation

et la stabilisation de nouveaux MTs

[Chen et Firestein, 2007]

.

C. Le BDNF

Le BDNF (Brain Derived Neurotrophic Factor) fait partie de la famille des facteurs neurotrophiques

(neurotrophines), avec le NGF (Nerve Growth Factor), et les NT-3 et NT-4 (Neurotophine 3 et 4),

qui joue un rôle important dans la dendritogenèse. Ces facteurs sont sécrétés et agissent en liant les

récepteurs membranaires de la famille Trk (A, B, C) et le récepteur p75 aux neurotrophines (p75

₎

[Kumar et al., 2005 ; Salama-Choen et al., 2005]

. Le BDNF est un régulateur positif de la croissance et de

la stabilisation des dendrites : il augmente le nombre de dendrites dans les neurones pyramidaux

le SNC cause une forte diminution de longueur et de la complexité de l’ arborisation dendritique des

neurones excitateurs corticaux

[Gorski et al., 2003 ; Tolwani et al., 2002 ; Xu et al., 2000]

. Le BDNF agit

en activant différentes voies de signalisation : Ras/MAPK, PI3 kinase/Akt et IP3 qui aboutissent à

l’ augmentation de l’ expression des protéines stabilisatrices des MTs par le facteur de transcription

CREB : MAP1A, MAP2 et la cypine

[Bloom et al., 1984 ; Vaillant et al., 2002 ; Chao et al., 2003 ; Szebenyi et al.,

2005]

. La sécrétion du BDNF est augmentée de manière NMDA-dépendante, suggérant que l’ activité

neuronale excitatrice représente un facteur de la stabilisation dendritique

[Hartman et al., 2001 ; Kohara

et al., 2001 ; Kojima et al., 2001]

. Aux côtés du BDNF d’ autres molécules sécrétées exercent des fonctions

autocrines et paracrines qui régulent différents aspects de la dendritogenèse. Elles constituent un

moyen efficace de communication intercellulaire. Les récepteurs membranaires à ces facteurs ainsi que

les molécules d’ adhésion participent activement à cette voie de communication. Le BDNF, la Reeline

[Niu et al., 2004 ; Lambert de Rouvroit et Goffinet, 2001 ; Gonzalez-Billault et al., 2005]

, les molécules de la

famille Wnt

[Rosso et al., 2005 ; Terabayashi et al., 2007]

et leurs récepteurs sont autant d’ acteurs permettant

d’ intégrer les signaux extracellulaires, et d’ activer des cascades de signalisation qui influencent la

croissance et la formation de nouveaux embranchements dendritiques.

D. Les facteurs de transcription

Plusieurs facteurs de transcription ainsi que leurs gènes cibles

(tableau  1)

ont été identifiés

comme participants à la dendritogenèse, parmi eux Cux1 et Cux2, deux protéines de la famille des

homéoprotéines. Deux études récentes montrent l’ implication de Cux1 dans la dendritogenèse des

neurones du cortex avec des conclusions apparemment contradictoires

[Li et al., 2010 ; Cubelos et al.,

2010]

. Li et al., montrent que Cux1 diminue la complexité dendritique et la longueur des dendrites :

la diminution de son expression par des ARN interférents augmente la complexité dendritique et sa

surexpression a l’ effet inverse. Les auteurs identifient le gène de la kinase p27

_{comme cible de Cux1,}

qui elle-même inhibe la GTPase RhoA

[Li et al., 2010]

. À l’ inverse, Cubelos et al., montrent que Cux1

augmente la complexité dendritique : l’ inhibition de son expression par des shRNA par transfection

in utero chez des souris, diminue l’ étendue de l’ arborisation dendritique, sa surexpression produit

l’ effet inverse

[Cubelos et al., 2010]

. Les auteurs identifient les gènes cibles murins Xlr3b et Xlr4b qui

sont des gènes de remodelage de la chromatine. La surexpression de Xlr3b chez la souris constitue

un modèle du syndrome de Turner, un type de retard mental lié à l’ X

[Davies et al., 2005]

. Le rôle de

Cux2 est lui aussi controversé : Li et al., concluent à l’ absence d’ effet sur la dendritogenèse, tandis que

Cubelos et al., montrent un effet identique à celui de Cux1

[Li et al., 2010 ; Cubelos et al., 2010]

. L’ étude

de Li et al. est faite sur des neurones dissociés de cortex de rat en culture (DIV4 à DIV6), tandis que

l’ étude de Cubelos et al. est faite sur des tranches de cortex de souris (P21), ce qui pourrait expliquer

du moins en partie les différences observées. Dans tous les cas, ces deux études montrent que ces

homéoprotéines sont impliquées dans la dendritogenèse. Par ailleurs, ces deux facteurs agiraient sur

la morphologie des épines dendritiques, ce qui sera détaillé dans la section II.

Figure 4 : Différentes classes de molécules impliquées dans la

régulation de l’ arborisation dendritique

Arikkath, 2012.

Arikkath Molecular mechanisms of dendrite morphogenesis

FIGURE 2 | Schematic of neuron showing various classes of molecules with some of the more recent examples that have been implicated in dendrite arborization.

via the PDZ domain of Disheveled in association with Rac and Jnk, but independent of the canonical signaling pathway and Rho. In addition, Wnt-3a promotes the recruitment of Par1b/MARK2, a polarity regulating kinase, to the membrane which then pro-motes the phosphorylation of MAP2 which is selectively localized to dendrites (Terabayashi et al., 2007). Interestingly, the expres-sion of another Wnt, Wnt2, that also promotes dendrite arboriza-tion is regulated by synaptic activity (Wayman et al., 2006), suggesting that Wnts may play key roles in the regulating dendrite morphogeneis in an activity dependent manner.

EPHRINS AND Eph RECEPTORS

The Eph receptor tyrosine kinases and their ligands, the ephrins, play critical roles in various aspects of axon and synapse devel-opment and function. The Eph receptor tyrosine kinases are subdivided into two major families, the EphA and EphB. The ephrin ligands are anchored to the plasma membrane via a GPI linked anchor (Ephrin-A) or transmembrane domain (Ephrin-B). Interestingly, the Eph-Ephrin signaling is bidirec-tional and both forward and reverse signaling mechanisms are important in various aspects of CNS development and func-tion (Klein, 2009). Indeed, loss of EphB1, EphB2 and EphB3 in a mouse model results in a reduction in dendritic arborization (Hoogenraad et al., 2005) in mature neurons, suggesting that Ephs play important roles in regulating dendrite arborization. This can be partly attributed to the necessity of EphB to be traf-ficked to the surface membrane via a KIF5 (a microtubule motor protein) and GRIP1 (glutamate receptor interacting protein 1) dependent mechanism (Hoogenraad et al., 2005).

SEMAPHORINS

Semaphorins form a large family of a group of proteins that include both secreted and transmembrane proteins. The major receptors for Semaphorins are members of the Plexin family of transmembrane proteins. The Neuropilins may also serve as coreceptors for semaphorins. While several members of the fam-ily play critical roles in axon guidance (Kolk et al., 2009) and spine morphogenesis (Tran et al., 2009) and dendrite guidance, it is now becoming clear that multiple semaphorins also reg-ulate dendrite outgrowth and architecture at different stages during development. Recent studies indicate that Sema3A reg-ulates the initial step of neuronal polarization and promotes the origin of dendrites (Shelly et al., 2011), while suppress-ing axon formation, both in vivo and in vitro. Mechanistically, Sema3A promotes the elevation of cGMP, but reduces the lev-els of cAMP and activity of protein kinaseA. Interestingly, loss of Sema3A increases the bifurcation of dendrites within the stratum pyramidale (Nakamura et al., 2009). Sema3A also promotes the complexity of basal dendritic arbors via neu-ropilin2 and PlexinA3 (Tran et al., 2009). Sema4D promotes dendritic branching in hippocampal neurons via the PlexinB1 receptor, PI3 Kinase and mTor pathways (Vodrazka et al., 2009).

NOTCH

Notch is a cell surface receptor that when cleaved releases an intra-cellular fragment that translocates to the nucleus and regulates gene expression. Two families of ligands, Delta and Jagged are known to activate Notch. Signaling via the Notch receptor has

Frontiers in Cellular Neuroscience www.frontiersin.org December 2012 | Volume 6 | Article 61| 6

Tableau 1 : Molécules de régulation de la morphologie des dendrites

(Vertébrés)

Molécule

Fonction dans la morphogenèse dendritique

Références

Régulateurs transcriptionnels

CREST

(Calcium-Responsibe

Transactivator)

Un transactivateur qui régule la croissance des dendrites de

manière Ca

_{- dépendante dans les neurones corticaux et}

pyramidaux.

Aizawa et al., 2004

NEUROD1 (protéine

helix-loop-helix

(bHLH))

Régule la morphogenèse des dendrites de manière

activité-dépendante.

Gaudilliere

2004

et al.

,

Nf-κB

Augmente la longueur des dendrites et favorise la formation

_{d’ embranchements dendritiques.}

2005 ; Bonini et al.,

Gutierrez et al.,

2011

Cux1 (Facteur de

transcription à

homéoboîte)

a) Diminue la complexité dendritique en agissant via p27

_RhoA

(modèle in vitro).

b) Augmente la complexité dendritique des neurones de la couche

II-III du cortex (modèle in vivo).

a) Li et al., 2010

b) Cubelos et al.,

2010

Cux2 (Facteur de

transcription à

homéoboîte)

a) Cux2 n’ a pas d’ effet sur la complexité dendritique

b) Augmente la complexité dendritique des neurones de la couche

II-III du cortex. Cible : gènes Xlr3b et Xlr4b (modèle in vivo).

Gènes homologues humain : FAM9. FAM9B est potentiellement

impliqué dans l’ autisme [Thomas et al., 1999] et la schizophrénie

[Milunsky et al., 1999].

a) Li et al., 2010

b) Cubelos et al.,

Molécule

Fonction dans la morphogenèse dendritique

Références

CREB (c-AMP

response

element-binding protein)

Régule la morphogenèse des dendrites de manière

activité-dépendante en se liant aux éléments de réponse cAMP.

Wayman et al., 2006 ;

Redmond et al., 2002

Neurogenine 2

(protéine bHLH)

Régule la morphogenèse des dendrites des neurones pyramidaux

et corticaux.

Hand et al., 2005

Protéines secrétées et récepteurs membranaires

Neurotrophines et

récepteurs tyrosine

kinase

Régulent la croissance et la complexité dendritique.

McAllister et al.,

1995, 1997

BDNF

Régule positivement la dendritogenèse et la stabilisation des

_dendrites.

2000 ; Horch et Katz,

Yacoubian et Lo,

2002 ; Baj et al., 2011

WNT et Dishevelled

Régule la dendritogenèse et la stabilisation des dendrites.

Rosso et al., 2005 ;

Terabayashi et al.,

2007

Semaphorines et

Plexine–Neuropiline

Régule le guidage et le la formation d’ embranchements

dendritiques dans les neurones corticaux.

Komlyama et al.,

2007 ; Nakamura

et al., 2009 ;

Tran et al., 2009 ;

Vodrazka et al.,

2009 ; Shelly et al.,

2011

Notch

Favorise la complexité dendritique.

Breunig et al., 2007 ;

_{Bonini et al., 2011}

Reeline

Régule la croissance et le branching dendritiques dans les neurones

_corticaux.

Lambert de Rouvroit

et Goffinet, 2001 ;

Niu et al., 2004 ;

Gonzalez-Billault

et al., 2005 ;

D’ Arcangelo, 2006

Régulateurs des voies de sécrétion

Sar1 (molécule de

la famille des petites

GTPases)

Régule la longueur des dendrites, en agissant sur la sécrétion et

le trafic de vésicules COPII du reticulum endoplasmique vers

l’ appareil de Golgi

Ye et al., 2007

CLIMP63

dendritiques. Elle régule la mobilité du reticulum endoplasmique

Sa forme phosphorylée augmente le nombre d’ embranchements

aux embranchements.

Cui-Wang et al.,

2012

Cul7

_{Régule l’ arborisation et la longueur dendritiques.}

_{Litterman et al., 2011}

Régulateurs du cytosquelette

Rac1 et Cdc42

Les formes actives augmentent la croissance et la stabilisation des

_dendrites.

Newey et al., 2005 ;

Leemhuis et al.,

2004 ; Luo, 2002 ;

Molécule

Fonction dans la morphogenèse dendritique

Références

RhoA

La forme active diminue la croissance et la stabilisation des

_dendrites.

Chen et Firestein,

2007 ; Luo, 2004 ;

Lee et al., 2000

ARF6

(ADP-ribosylation factor

6, famille des petites

GTPases)

Diminue la croissance des dendrites dans les neurones

d’ hippocampe in vivo et in vitro.

Hernandez-Deviez

et al., 2002 ;

Sagakami et al., 2005

Moteurs moléculaires

KIF5

Régule la morphogenèse des dendrites des neurones

_{d’ hippocampe.}

Hoongenraad et al.,

₂₀₀₅

Dynéine

Régule l’ arborisation et la formation d’ embranchements

_{dendritiques.}

Zheng et al., 2008 ;

_{Satoh et al., 2008}

LIS1 (protéine

d’ interaction avec la

dynéine)

Augmente l’ arborisation dendritique.

Zheng et al., 2008 ;

Vallee et al., 2000 ;

Rab17

(dendrite-specific Rab)

Augmente la croissance et la complexité dendritique dans des

neurones d’ hippocampe in vitro.

Mori et al., 2012

Molécules d’ adhésion

δ-Caténine

(Complexe

d’ adhésion

cadhérine-caténine)

Régule le maintien de l’ arborisation dendritique des neurones

matures du cortex in vivo. Sa mutation est responsable de la

maladie du Cri-du-Chat. Interagit avec PS1 (préséniline1).

Elia et al., 2006 ;

Arikkath et

Reichardt, 2008 ;

Arikkath, 2009 et al.;

Matter et al., 2009

DSCAML1 (Down

Syndrome Cell

Adhesion

Molecule-like 1)

Régule la dendritogenèse et la complexité de l’ arborisation

dendritique. Les souris KO présentent une organisation

anormalement enchevêtrée des dendrites des neurones du cortex.

Fuerst et al., 2009 ;

Maynard et al.,

2012 ;

EphB1, EpHB2 et

EphB3

Favorisent la dendritogenèse et augmentent la complexité de

l’ arborisation dendritique.

Klein, 2009 ;

Hoogenraad et al.,

2005

Molécules de signalisation

Akt

Augmente la croissance et la formation d’ embranchements

_{dendritiques dans les neurones corticaux.}

Jarowski et al., 2005 ;

Kumar et al., 2005 ;

Jossin et al., 2007

PTEN

Régule la morphologie des dendrites. Les souris PTEN

-/-

_ont

des neurones corticaux aux dendrites anormalement épaissis et

allongés.

Kwon et al., 2006

CamKII β

(Calmodulin kinase

2 β)

Inhibe l’ extension dendritique via PCM1 et cdc20

Puram et al., 2011

CRMP (Collapsin

Molécule

Fonction dans la morphogenèse dendritique

Références

CRP1 (Cysteine rich

protein 1)

Régule la croissance dendritique.

Ma et al., 2011

NDR (nuclear Dbf2-

related)

Régule la croissance et la formation d’ embranchements dans les

dendrites proximales.

Ultanir et al., 2012

Stk25 (Serine/

Thréonine Kinase

25)

Régule la longueur de dendrites apicales et l’ épaisseur de dendrites

basales.

Matsuki et al., 2010

CDK5 et protéines

similaires

Protéine kinase, régulent la formation d’ embranchements

dendritiques.

Cheung et Ip, 2007 ;

Cheung et al., 2007 ;

Zhang et al., 2010 ;

Su et Tsai, 2011

Protéines d’ échafaudage à la synapse et leurs régulateurs

PSD-95

Diminue le branching dendritique. Agit comme signal « stop » au

_{branching dendritique via EB3 (End-Biding protein 3).}

Charych et al., 2006

Cypine (Cytosolic

PSD-95 Interacting

protein)

Favorise la formation d’ embranchements dendritiques en liant la

PSD-95 et diminuant sa localisation à la densité post-synatique

Firestein et al., 1999 ;

Akum et al., 2004 ;

Chen et al., 2005 ;

Chen et Firestein,

2007 ; Kwon et al.,

2011

Famille des protéines

LAP

Favorise la formation d’ embranchements dendritiques en agissant

sur les protéines de la famille Shank et la δ-caténine.

Quitsch et al., 2005 ;

Arikkath et al., 2008

Adressage des ARNm et traduction locale

CPEB (Cytoplasmic

Polyadenylation

Element-Binding

protein)

Régule la croissance des dendrites en régulant le trafic des ARNm

de manière activité-dépendante.

Bestman et Cline,

2008

Composants de la machinerie cellulaire

Origin recognition

complex

Augmente la croissance et la complexité dendritiques.

Huang et al., 2005

Anaphase-promoting

complex

Régule la morphogenèse et la croissance des dendrites via Cdc20.

Kim et al., 2009

2.

Rôle de l’ arborisation dendritique dans la propagation des

signaux excitateurs

Les cellules pyramidales sont des cellules excitatrices du SNC, elles ont un corps cellulaire grossièrement

triangulaire, et se distinguent par une arborisation dendritique basale distincte de l’ arborisation apicale

(figure 5)

. On trouve les cellules pyramidales dans différentes régions du système nerveux central :

l’ hippocampe (90 % des cellules neuronales)

[Traub et Miles, 1991]

, le cortex, l’ amygdale, les couches II,

III et V du cortex par exemple ; a contrario elles sont absentes des structures telles que le bulbe olfactif,

le striatum, le métencéphale ou le mésencéphale. Cette distribution sélective suggère que ces cellules

sont associées aux fonctions cognitives supérieures.

La structure particulière des cellules pyramidales sous-tend différentes fonctions. Il ne s’ agit pas ici

d’ être exhaustif mais de couvrir les éléments les plus pertinents dans le cadre des travaux présentés

dans ce manuscrit. Les cellules pyramidales ont une morphologie caractérisée par

(figure 5)

 :

- un soma de forme grossièrement triangulaire,

- un axone émanant de la base du soma formant des ramifications distales et de nombreuses

synapses dans les régions qu’ il traverse,

- une dendrite apicale longue partant de l’ apex du soma et qui reçoit des afférences axonales de

neurones distants, très ramifiée, on distingue différents patrons de ramification selon la région

où se trouve le neurone,

- de nombreuses dendrites basales partant de la base du soma, ces dendrites sont relativement

courtes et assurent la réception des afférences locales venant de la même région ou de régions

très proches.

Plusieurs travaux ont montré le rôle de l’ organisation dendritique du neurone dans son comportement

électrophysiologique et sa capacité à intégrer les signaux reçus et émettre des potentiels d’ action

[Mainin

et Sejnowski, 1996]

. La propagation antérograde et rétrograde des signaux neuronaux est très sensible

à la morphologie dendritique du neurone, c’ est-à-dire à son étendue, au nombre d’ embranchements,

à la distance du soma à laquelle ces embranchements se font, ou encore à la population des canaux

ioniques et métabotropiques exprimés

[Vetter, 2001 ; Magee, 1998]

.

L’ arborisation dendritique est anormale dans de nombreuses maladies neurologiques comme la

schizophrénie, l’ autisme, la maladie d’ Alzheimer

[revu dans Kulkarni et  al., 2012]

ce qui souligne

Figure 5 : Structure des neurones pyramidaux de l’ hippocampe et

domaines d’ input synaptique (rat)

Chaque type de neurone pyramidal a une arborisation apicale et basale avec une arborisation plus dense au niveau apical

terminal. On peut observer les différences entre les arborisations apicale / terminale – respectivement – de chacun des

neurones. Les dendrites apicales des cellules CA3 sont plus proches du soma que celles de CA1, qui ont une dendrite

apicale principale plus facilement reconnaissable.

Figure 6 : Relations entre le cytosquelette du dendrite et de

l’ épine dendritique

Les dendrites contiennent des microtubules parallèles entre eux et reliés les uns aux autres par des molécules appelées

Microtubule-Associated Proteins (MAPs), comme MAP1A et MAP2. Au site d’ embranchement entre deux dendrites on

trouve un appareil de Golgi (Golgi outpost) ancrés sur les microtubules. Cet appareil de Golgi local pourvoit en vésicules

de transport et reçoit les vésicules qui ont été endocytées à distance, dont le transport est assuré dans les deux sens par les

moteurs moléculaires dynéine et kinésine. Il sert également de centre de nucléation aux microtubules. La cypine favorise

la polymérisation de nouveaux microtubules et leur stabilité. Une épine dendritique est représentée où les filaments

d’ actine-F sont prédominants.

Adapté de Koleske, 2013.

II. Les synapses

Les épines dendritiques sont les petites protrusions que l’ on retrouve sur les dendrites des neurones

excitateurs et qui constituent le compartiment post-synaptique

(figure 3)

. La majorité des neurones

inhibiteurs, n’ a pas ou peu d’ épines dendritiques. Les neurones pyramidaux en particulier ont leurs

dendrites couverts de milliers d’ épines dendritiques (10

_{à 10}

_{par neurone à l’ âge adulte). Une grande}

partie de ces épines dendritiques forment une synapse avec des boutons axonaux glutamatergiques

(10

_{à 10}

_{synapses par neurone), mais une partie d’ entre elles ne pas sont connectées à un bouton}

axonal. Par exemple, dans le néocortex des souris adultes la grande majorité des épines dendritiques

(environ 96 %), forment des contacts synaptiques, 3,6 % d’ entre elles n’ étant pas engagées dans une

synapse

[Arellano et al., 2007]

.

Dans cette section nous allons d’ abord détailler les deux types de synapses majoritaires dans le

SNC, glutamatergique et GABA-ergique puis nous concentrer sur les épines dendritiques et les

acteurs moléculaires qui interviennent dans leur morphogenèse, leur plasticité et le lien entre leurs

changements morphologiques et l’ activité synaptique.

1.

Généralités

Les synapses sont le site de la transmission de l’ influx nerveux entre les neurones. Elles sont de deux

types fonctionnels : excitatrices ou inhibitrices. La synapse est morphologiquement composée de deux

compartiments : 1) un compartiment pré-synaptique, appelé bouton axonal, et 2) un compartiment

post-synaptique qui peut être somatique, dendritique ou axonal selon les cas. Dans le cas des synapses

glutamatergiques des neurones pyramidaux, le compartiment dendritique post-synaptique est un

compartiment à part entière appelé épine dendritique.

Plusieurs paramètres permettent de différencier les synapses excitatrices et inhibitrices, notamment

le type de neurotransmetteur libéré  : inhibiteur ou excitateur. Le glutamate (acide L-glutamique,

Glu) est le principal neurotransmetteur excitateur et l’ acide γ-aminobutyrique (GABA) le principal

neurotransmetteur inhibiteur du SNC. D’ autres neurotransmetteurs existent au sein du SNC,

excitateurs comme la dopamine ou l’ acétylcholine ; inhibiteurs comme la glycine, la sérotonine ou

l’ acide L-aspartique. La morphologie du compartiment post-synaptique est un autre critère pour

distinguer les deux types de synapses

(figure 7 et figure 8)

.

Les neurones inhibiteurs contrôlent l’ excitabilité des neurones pyramidaux et leur synchronisation

Figure 7 : Synapse excitatrice

A) Image en microscopie électronique d’ une synapse excitatrice dans l’ hippocampe (souris). La flèche rouge indique la

zone dense qui caractérise la zone synaptique active.

B) Représentation schématique d’ une synapse excitatrice caractérisée par un compartiment post-synaptique distinct de la

dendrite dont il est issu.

Adapté d’ Arikkath, 2012.

B

A

A. Les synapses excitatrices glutamatergiques

Elles sont caractérisées en microscopie électronique par une morphologie asymétrique : d’ une part

une épine dendritique et d’ autre part un bouton axonal

(figure  7)

. La membrane cellulaire est

électron-dense à la densité post-synaptique et la terminaison axonale remplie de nombreuses vésicules

synaptiques rondes. Dans l’ hippocampe ces synapses sont, dans la très grande majorité des cas,

glutamatergiques.

La cavité qui sépare les deux membranes pré- et post-synaptique est large de 20 nm environ en

microscopie électronique

[Zuber et al., 2005 ; Lucic et al., 2005]

et 200 à 800 nm en longueur

[Carlin et al.,

1980]

. Ces faibles dimensions permettent une grande concentration de neurotransmetteurs qui peuvent

s’ accumuler rapidement suite à la fusion des vésicules pré-synaptiques avec la membrane axonale. Les

cellules gliales émettent des prolongements cellulaires à la synapse qui assurent la recapture d’ une

grande partie des neurotransmetteurs, limitant ainsi leur potentielle neurotoxicité

[Isaacson et Nicoll,

1993 ; Savtchenko et Rusakov, 2007 ; Araque et al., 1999]

. On observe également en microscopie électronique

que de faibles lignes lient les deux membranes qui pourraient être des molécules d’ adhésion comme

la N-cadhérine

[Nager et al., 2007]

.