Développement, test et mise au point d’un système de mesure des flux atmosphériques de bactéries

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Développement, test et mise au point d’un système de

mesure des flux atmosphériques de bactéries

Morganne Domengé

To cite this version:

Morganne Domengé. Développement, test et mise au point d’un système de mesure des flux atmo-sphériques de bactéries. [Stage] Université de Bordeaux (UB), FRA. 2016, 87 p. �hal-02796374�

Rapport de stage de deuxième année de DUT :

4 Avril – 17 Juin 2016

Développement, test et mise au point d’un système de mesure

des flux atmosphériques de bactéries

Présenté par Morganne DOMENGE

Équipe :

Chercheur : Yves BRUNET

Maître de stage et Ingénieur : Jean-Marc BONNEFOND

Technicien : Didier GARRIGOU

Remerciements

Tout d’abord, je remercie, Laurence DENAIX, directrice d’ISPA, de m’avoir accueillie comme stagiaire au sein de l’unité.

Je souhaite également remercier Yves BRUNET de m’avoir accordé sa confiance pour son projet.

Je remercie aussi INSU et Labex Cote de m’avoir fournit le financement nécessaire afin de pouvoir mettre en place mon dispositif.

Je tiens à remercier vivement mon maître de stage, Jean-Marc BONNEFOND, pour son accueil, le temps passé ensemble, sa bonne humeur et ses conseils avisés tout au long du stage.

Mais j’aimerais aussi remercier Didier GARRIGOU et Frédéric DELMAS, qui m’ont apporté leur soutien, leur aide et leur disponibilité durant mon stage.

Pour finir, je remercie également toute l'équipe d’ISPA pour leur accueil et de m’avoir permis de travailler dans un environnement agréable.

Abstract

The pollution associated to the human activities results in considerable exchange of pollutants from the surface to the atmosphere (emissions) and secondly from the atmosphere to the surface (deposition). The study of these exchanges and their quantification are important for estimating their impact on the environment and on the climate.

Is the REA method (Relaxed Eddy Accumulation) more appropriate that the gradient method for the measurement of bacteria air flow ?

The Gradient technique is based on a difference in concentration of bacteria, a temperature gradient and a height difference whereas the REA method is based on the conditionnal sampling of the vertical component of the wind, a difference of temperature and a difference in concentration of bacteria.

The Environmental Mechanical Team of ISPA wishes to address the issue by trying to develop a system for the REA method by trapping bacteria by the solid medium impaction on bio-impactors.

According to our results, the REA method is more adapted than the method of the Gradient because qualitatively they are equivalent, but quantatively the REA method is better than that of the Gradients.

However, we think that the counting of the UFC is not a good method to quantify the concentrations and that it would be necessary to us a method which uses the ADN of bacteria.

Résumé

La pollution liée aux activités humaines entraîne des échanges considérables de polluant d’une part de la surface à l’atmosphère (émissions) et d’autre part de l’atmosphère à la surface (dépôts). L’étude de ces échanges et leurs quantifications sont importantes pour estimer leurs impacts sur l’environnement et sur le climat.

La méthode REA ( Relaxed Eddy Accumulation ), est-elle plus adaptée que la méthode des Gradients pour la mesure des flux bactériens ?

La technique des Gradients est basée sur une différence de concentration de bactéries, d’un Gradient de température et d’une différence de hauteur alors que la méthode REA est basée sur l’échantillonnage conditionnel de la composante verticale du vent, de l’écart-type de la composante verticale du vent, d’une différence de concentration de bactéries.

L’équipe Mécanique environnementale d’ISPA souhaite étudier la question en développant un système pour la méthode REA et comparer les résultats obtenus avec la méthode généralement utilisée : la méthode des Gradients.

D’après nos résultats, le système semble fiable d’un point de vue technique et les mesures de flux semblent cohérents pour les deux méthodes.

Cependant, nous pensons que nous ne devrions plus compter les UFC pour quantifier les concentrations, une autre méthode semble plus appropriée : PCR Quantitative.

Table des matières

Page de présentation...1

Remerciements...2

Abstract...3

Résumé...4

I. Présentation de l'institut et de l'unité...7

1.ISPA...7

Historique et localisation géographique de l’unité :...7

Missions de l’UMR ISPA :...7

Organisation :...7

2.INRA...8

Présentation :...8

L'INRA en chiffres :...8

Missions de l'INRA :...8

Organisation :...8

II. Notion théorique sur le flux et la mesure des flux :...10

Contexte :...10

Description des échanges entre la surface et l’atmosphère :...10

Micro-météorologie et mesures des flux (Cf R.Calvet) :...11

Notion de gradients (Cf A Tuzet) :...12

Notion de flux turbulent (Cf.Y Brunet) :...12

Les techniques de mesure de flux micro-métrologique :...13

Choix de la méthode :...16

III. Objectifs :...16

IV. Description de notre système :...17

Introduction :...17

Mesure et Récupération des données :...17

Sélection des bio-impacteurs et pilotage des électrovannes pour la méthode REA :...18

Programme :...20

Schéma de principe du pilotage des électrovannes :...20

Choix des bio-impacteurs, Capture et Mise en culture des bactéries :...21

V. Vérification du matériel mis à notre disposition...24

1. Étalonnage de la centrale d'acquisition :...24

2. La stérilité des boîtes de Petri et qualité du milieu de la gélose :...26

3. L'homogénéité des bio-impacteurs :...26

a) 1er test d'homogénéité :...26

b) 2ème test d'homogénéité :...28

c) Incertitude sur les comptages (Cf. JF Perrin) :...30

d) Vérification du programme de l’ensemble du système :...32

e) Définition de la zone d’exclusion [-wo ; wo] :...34

f) Vérification du débit à l’ouverture et à la fermeture d’une électrovanne :...34

VI : Comparaison de la méthode REA avec la méthode des Gradients...36

VII : Conclusion...39

Références...40

Synthèse personnelle...41

Annexe 1 : Programme CrBasic...42

Annexe 2 : Protocole de la fabrication des géloses pour collecter des bactéries...47

Annexe 3 : Protocole pour étalonner en tension les entrées unipolaire (SE) et différentielles

figure 1 : Programme...51

figure 2 : Câblage pour mesurer les tensions...53

sur les entrées différentielles :...53

figure 3 : Câblage pour mesurer les tensions...54

sur les entrées unipolaires:...54

Annexe 4 : Résultats de l'étalonnage de la CR1000...55

Annexe 5 : Protocole d’expérimentation pour le premier test d’homogénéité des bio-impacteurs

...59

figure 4 : Installation...61

figure 5 : Câblage du débitmètre...62

Annexe 6 : Protocole d’expérimentation pour le deuxième test d’homogénéité des

bio-impacteurs...63

Figure 7 : Câblage du débitmètre...65

Annexe 7 : Suivi de la mise en culture des bactéries de la 2ème mesure sur le test

d'homogénéité des bio-impacteurs...66

Annexe 8 : Récapitulatif des incertitudes sur le comptage des bactéries pour les tests sur

l’homogénéité des bio-impacteurs...69

Annexe 9 : Protocole d’expérimentation du système...71

Annexe 10 : Résultats du test du système :...74

Annexe 11 : Programme Traitement des données en C...75

Annexe 12 : Glossaire...87

I. Présentation de l'institut et de l'unité

1.ISPA

Historique et localisation géographique de l’unité :

L’unité Interactions Sol Plante Atmosphère (ISPA) a été créée en janvier 2014. C'est une UMR (Unité Mixte de Recherche) INRA et Bordeaux Science Agronomie. Cette UMR est implantée sur le centre de recherche INRA Bordeaux-Aquitaine. Elle est située sur trois sites : INRA La Grande Ferrade à Villenave d’Ornon, INRA Pierroton à Cestas et le campus de Bordeaux Sciences Agro à Gradignan.

Missions de l’UMR ISPA :

Améliorer, en quantité et qualité, la production végétale pour les écosystèmes agricoles et sylvicoles en respectant l’environnement, dans un contexte de changement global et de pollution diffuse. Cette mission vise à comprendre et à modéliser la croissance végétale, à différentes échelles, analyser et modéliser la réponse des écosystèmes aux changements globaux et comprendre les transferts d’éléments, de particules et de contaminants, de l’échelle de la plante à l’échelle du paysage.

Organisation :

Les recherches se décrivent en trois axes transversaux :

1. l’optimisation de l’utilisation des ressources pour la production végétale 2. les transferts de matière et qualité de l’environnement et des récoltes 3. les impacts des contraintes environnementales sur le fonctionnement des écosystèmes

Ces axes de recherche sont développés au sein de cinq équipes thématiques : BIOGET « BIOGéochimie des Éléments Traces »

BIONUT « BIOGéochimie des NUTriments »

ECOFUN « Relations hydriques et fonctionnement des écosystèmes » ME « Mécanique Environnementale »

2.INRA

Présentation :

L’Institut National de la Recherche Agronomique (INRA) est un organisme de recherche scientifique public finalisé, placé sous la double tutelle du ministère délégué à l'Enseignement supérieur et à la Recherche et du ministère de l’Agriculture et de la Pêche.

L’INRA a été fondé en 1946, au lendemain de la fin de la seconde guerre mondiale, afin de répondre à la question "comment nourrir la France" alors que la pénurie alimentaire s'étend sur le territoire.

Ses recherches concernent les questions liées à l’agriculture, à l’alimentation et à la sécurité des aliments, à l’environnement et à la gestion des territoires, avec un accent tout particulier en faveur du développement durable.

L'INRA en chiffres :

L'INRA est présent dans 20 centres régionaux, y compris en outre-mer. Actuellement, 1.828 chercheurs et 1.784 thésards travaillent à l'Institut national de la recherche agronomique, ainsi que 2.427 ingénieurs et 4.249 techniciens. Par ailleurs, l'INRA accueille chaque année 1.000 chercheurs étrangers et stagiaires.

Missions de l'INRA :

Les principales missions de l'INRA sont :

• Produire et diffuser des connaissances scientifiques

• Concevoir des innovations et des savoir-faire pour la société

• Mettre son expertise au service des décisions des acteurs publics et privés • Développer la culture scientifique et technique

• Former à la recherche et par la recherche Organisation :

Les recherches de l'INRA s’articulent autour de différentes thématiques réparties au sein de 13 départements scientifiques :

• Environnement et agronomie

• Écologie des forêts, prairie et milieux aquatiques • Alimentation humaine

• Biologie et amélioration des plantes

• Caractérisation et élaboration des produits issus de l’agriculture

• Génétique animale

• Mathématique et informatique appliquées • Microbiologie et chaîne alimentaire

• Physiologie animale et systèmes d’élevage • Santé animale

• Santé des plantes et environnement • Science pour l'action et le développement

II. Notion théorique sur le flux et la mesure des flux :

Contexte

:

Des quantités d’énergies et de matières sont échangées entre la surface terrestre et l’atmosphère. Ces échanges ont un rôle important pour le climat, l’écologie et pour la santé des êtres vivants. La pollution liée aux activités humaines entraîne aussi des échanges considérables de polluants de la surface vers l’atmosphère (émissions) et dans un second temps de l’atmosphère vers la surface (dépôt). L’étude de ces échanges et leur quantification sont importantes pour comprendre les phénomènes en jeu, estimer l’impact sur l’environnement et sur le climat.

Description des échanges entre la surface et l’atmosphère :

Notion de flux (Cf. Yves Brunet ) :

Un flux est le transport de masse ou d’énergie d’un point à un autre. Pour ce faire, trois modes de transport coexistent : la radiation où le transport peut s’effectuer sans support (i.e. la lumière dans le vide sidéral), la conduction, le transport s’effectue au sein du support (i.e. la chaleur dans le sol) et la convection, le transport se fait à l’intérieur du support accompagné d’un déplacement du support (i.e. les mouvements thermiques de l’air). C’est ce dernier mode de transport qui nous intéresse principalement dans notre étude.

La couche limite atmosphérique (CLA) :

Elle est la première couche de l’atmosphère. En contact direct avec la surface, la CLA est le siège des échanges d’énergie et de matière entre la surface terrestre et l’atmosphère.

Notion de stabilité et d’instabilité (Cf. Jean-Marc Bonnefond):

La convection, en milieu naturel, existe sous trois formes : la convection libre liée au différence de densité de l’air, la convection forcée ou les échanges se font sous l’influence mécanique du vent et la convection mixte, le cas le plus fréquent où les deux premières formes sont présentes. Afin de qualifier les régimes de convection nous utilisons une grandeur appelée la Stabilité Atmosphérique. Cette grandeur fait intervenir la hauteur du lieu d’observation et une longueur caractéristique de la turbulence, le longueur de Monin-Obukhov. La stabilité atmosphérique peut être positive, négative ou nulle. Si elle est négative, nous observons alors un gradient de température où les couches chaudes sont près du sol. Plus le vent sera faible, plus la stabilité atmosphérique sera négative et plus nous serons dans un régime de convection libre avec des mouvements ascendants de bulles d’air chaud. Nous aurons donc

une atmosphère instable. A l’opposé, si la stabilité atmosphérique est positive, nos observons un gradient de température où les couches les plus froides sont près su sol, il y a donc à ce moment une stratification de l’atmosphère et la turbulence est inhibée. L’atmosphère est donc qualifiée de stable. Si la stabilité atmosphérique est nulle, nous sommes dans un régime particulier de neutralité thermique où il n’y a donc plus de gradient de température de l’air car celle-ci est homogénéisée par le vent. Nous sommes, dans ce cas, en présence de convection forcée. Il y a bien sûr des cas intermédiaires où coexistent des gradients de température et de vent.

Exemple de flux rencontrés dans l’atmosphère :

Sous l’influence du rayonnement atmosphérique, soleil et température apparente du ciel : • Rn : Flux d’énergie radiative absorbé par le couvert végétal.

• H : Flux de chaleur sensible, quantité d’énergie échangée par convection entre le couvert et l’atmosphère sous forme de chaleur.

• lE : Flux de chaleur latente, quantité d’énergie échangée entre le couvert et l’atmosphère par convection nécessaire à l’évapotranspiration.

• G : Flux de chaleur par conduction dans le sol

Bilan d’énergie : Rn = H + lE + G + J

J n’est pas un flux mais le stockage de l’énergie par le couvert végétal (variation de la température de l’air et des végétaux, quantité d’énergie nécessaire à la photosynthèse, variation de changement de phase de l’eau, etc.)

D’autre flux sont présents dans l’atmosphère ce sont des flux de composés gazeux atmosphériques (gaz carbonique, ozone, méthane, composés azotés, etc.) ou de particules biotiques (champignons, bactéries, etc.) ou abiotiques (poussières, aérosols, etc.)

Micro-météorologie et mesures des flux (Cf R.Calvet) :

La micro-météorologie est un domaine de la météorologie où l’on s’intéresse aux processus de petites échelles temporelles (< 1 jour) et spatiales (< 1 km). La CLA est le principal objet d’étude de la micro-météorologie car les phénomènes de petite échelle y sont dominants.

Origine de la turbulence dans la CLA :

Un écoulement est dit turbulent lorsqu’il présente des mouvements tourbillonnaires désordonnés dans l’espace et dans le temps. A l’opposé, l’écoulement laminaire est régulier.

écoulements turbulents, le nombre de Reynolds (Re) caractérise la transition d’un régime laminaire à un régime turbulent.

Notion de gradients (Cf A Tuzet) :

Par analogie à la conduction en régime stationnaire où la densité de flux thermique s’écrie : f = - l DT/Dz où l est la conductivité thermique du matériau.

nous écrivons dans le cas du flux convectif de chaleur sensible H :

H = -rCp KH DT/Dz où rCp est la capacité calorifique de l’air, KH est le coefficient de diffusivité turbulente associé à H, DT est le gradient thermique vertical entre deux points séparés de Dz De façon plus générale, la densité de flux de la grandeur X de concentration CX peut donc s’écrire

F = - KX DCX/DZ, où KX est le coefficient de diffusivité turbulente associé à la grandeur X.

Les coefficients de diffusivité turbulente, KH, et KX de façon générale, présente la particularité d’être quasi-identiques à la neutralité thermique qui est la cas de stabilité atmosphérique le plus fréquemment rencontré durant la journée.

Notion de flux turbulent (Cf.Y Brunet) :

On utilise généralement la notion de densité de flux qui caractérise une quantité transportée par unité de surface et de temps (i.e. kg.m-2_.s-1_).

Au dessus d’un couvert plat, uniforme et suffisamment grand, les échanges de masses et d’énergie se font dans le sens vertical car les quantités entrantes et sortantes du système dans le sens horizontal en absence d’advection sont identiques et leur différence est donc nulle.

Ce qui nous intéresse est donc d’associer la densité de flux avec la composante verticale de la vitesse du vent, pour cela nous jouons avec les unités, telles que :

kg.m-2_.s-1 _{= kg.m}-3 _m3_s-1 _m-2

La densité de flux instantanée peut alors s’écrire : F = c w

Nous nous intéressons au flux moyen F=c w Morganne DOMENGE P

12

Concentration

Densité

Vitesse

Débit

Surface

pour cela nous utiliserons la décomposition de Reynolds où toute grandeur X peut s’écrire sous la forme :

X= X +X '

avec

X

valeur moyenne de X sur la période t et X’ l’écart à la moyenne. La décomposition de Reynolds possède deux propriétés :

X =X

et

X '=0

Nous obtenons alors :

F=w c=w ' c '=cov (w c )

Les techniques de mesure de flux micro-métrologique :

Les méthodes micro-météorologiques permettent de mesurer les échanges entre la surface et l’atmosphère sans perturber l’environnement du système étudié.

Parmi les techniques de mesure de flux par micro-météorologie, on distingue les techniques directes ou indirectes, selon qu’elles requièrent une paramétrisation ou non, voici quelques méthodes :

•

La méthode Eddy Covariance (EC) (Cf. Y Brunet & Jean-Marc Bonnefond ) :

Considérée comme une référence, dans la technique EC le flux est estimé à partir du calcul de la covariance entre la concentration C d'un composé quelconque et la composante verticale de la vitesse du vent, w. Elle représente les notions expliquées précédemment.

Cette relation peut s’écrire sous la forme d’une intégrale sur la durée de mesure (T) :

Fb=ρ⋅w ' C '=

ρ⋅

1

T

⋅

∫

w '(t)⋅C '(t)dt

La période (T) sur laquelle est calculé le flux doit être suffisamment longue pour capturer un nombre important de tourbillons énergétiques et suffisamment courte pour pouvoir considérer les conditions stationnaires durant toute la période (Foken and Wichura, 1996). Une période de 30 min est généralement utilisée mais peut se limiter à 20 min lorsque les vents sont forts et s’étendre à 1 heure lorsque les vents sont très faibles.

L’énergie transportée par les tourbillons correspondant à une échelle temporelle de quelques dixièmes de seconde, elle n’est pas négligeable, ce qui implique que la fréquence des mesures doit être supérieure ou égale à 10 Hz pour ne pas perdre une partie de l’information (Théorème de Shannon).

Cette méthode nécessite l’utilisation d’un anémomètre et d’un analyseur capables de mesurer au minimum à cette fréquence. Un anémomètre sonique répond parfaitement à cette condition, mais dans le cas des bactéries il n’existe par contre pas d’analyseur capable d’effectuer cela. Cette méthode ne sera donc pas utilisée, du moins pour la mesure du flux de

• La méthode d’Eddy Accumulation (EA) (Cf Desjardin) :

Cette méthode est similaire à la précédente, mais on remplace la mesure rapide de concentration par un échantillonnage rapide dépendant du signe de la composante verticale de la vitesse du vent, les concentrations peuvent alors être mesurées, a posteriori, à l’aide d’un analyseur « lent ».

wq=

∫

q⋅dVup

−

∫

q⋅dVdown

A⋅Δ t

L’inconvénient de cette méthode est qu’il faut d’une part asservir à la direction de la composante verticale de la vitesse du vent et d’autre part asservir la quantité prélevée à la valeur de cette composante. Techniquement, cela impliquerait d’utiliser un régulateur PID rapide qui soit n’existe pas, soit serait trop cher. Nous n’utiliserons donc pas cette méthode dans notre étude.

•

La méthode Relaxed Eddy Accumulation (REA) :

En l’absence d’analyseurs rapides d’autres techniques peuvent être utilisées, comme la REA. Cette technique indirecte provient de la technique directe "Eddy Accumulation" (EA) proposée par Desjardins (1977) et qui consiste à séparer l’air de l’échantillon dans deux réservoirs selon que cet air circule depuis la surface vers l’atmosphère (w > 0) ou bien de l’atmosphère vers la surface (w < 0). Avec la technique directe EA l’air doit être échantillonné de manière à ce que le débit de pompage soit proportionnel au vent vertical, ce qui est techniquement difficile à réaliser. Pour la REA, le débit d’échantillonnage est constant et un coefficient β est introduit en compensation de cette perte d’information sur le vent vertical (Businger and Oncley, 1990). De plus, une zone d’exclusion où l’air n’est pas prélevé est introduit, lorsque la valeur de la composante verticale de la vitesse du vent est proche de zéro est définie. Le flux est alors calculé en utilisant la différence de concentrations entre les deux réservoirs, l’écart-type de la composante verticale de la vitesse du vent sur la période de mesure et le coefficient β.

F_B=w ' C '_B=β∗σ_W∗(C_Bh−C_Bb)

avec Cbh, concentration dans le réservoir lorsque w>+w0, Cbb, concentration dans le réservoir lorsque w<-w0, sW, écart-type de la valeur de la composante verticale de la vitesse du vent et

β=W ' T ' /(σ W∗(T_h−T_b)) obtenu en simulant la REA sur les valeurs instantanées de T.

•

La méthode des Gradients :

Le flux est calculé à partir du gradient de concentrations moyennes entre deux hauteurs de mesures :

F

_B

=

K

B

∗Δ

C

B

Δ

Z

Comme déjà indiqué, les coefficients de diffusivité turbulente, sous

certaines conditions, sont identiques quel que soit le scalaire considéré. On peut donc écrire : KH = KB où KH est est le coefficient de diffusivité turbulente associé à la température et KB celui associé aux bactéries.

Si nous reprenons la méthode EC :

H=ρCp w ' T '

par la méthode des gradients : H = rCp KHDT/Dz

d’où

K

_H

=

w ' T '

Δ

T /Δ Z

=

K

B

Nous pouvons donc écrire que :

F

_B

=

w ' T '

Δ

T / Δ Z

∗Δ

C

B

Δ

Z

Cette technique est utile lorsque les analyseurs sont trop lents pour être utilisés en EC, mais présente des désavantages. En, effet, la méthode des gradients repose sur des hypothèses de stabilité atmosphérique assez contraignantes. C’est cette méthode qui est actuellement utilisée par les équipes qui ont essayé de quantifier les densités de flux de bactéries. Notre étude porte donc sur la possibilité d’effectuer cette estimation par la méthode REA.

Choix de la méthode :

Nous avons choisi d'utiliser la méthode REA car nous n’avons pas d’analyseur rapide à notre disposition. Cependant, cette méthode reposant sur la mesure de la différence de concentrations des micro-organismes présents dans l’air, elle nécessite une bonne précision de mesures de ces concentrations, de même que pour la méthode des gradients.

III. Objectifs :

L’objectif de ce stage est dans un premier temps, de développer une solution technique pour la mise en œuvre de la méthode de mesure de flux dite Relaxed Eddy Accumulation (REA) (Bowling, 1998) en s'appuyant sur les travaux réalisés au sein du laboratoire les années précédentes (A. Daydé, 2010). Puis, il s’agit dans un second temps de comparer les résultats obtenus par la méthode REA à ceux obtenus par la méthode des Gradients qui est habituellement utilisée. Nous pourrons alors considérer que notre système de mesure est fiable si d’une part les résultats obtenus avec la méthode REA ne diffèrent pas des résultats avec la méthode des gradients d’un point de vue qualitatif et d’autre part si les résultats obtenus avec la méthode REA donnent des résultats quantitativement supérieurs à ceux obtenus avec la méthode des Gradients.

IV. Description de notre système :

Introduction :

Comme expliqué précédemment, la méthode REA et la méthode des Gradients reposent sur une différence de concentrations de bactéries. Ce qui diffère dans ces deux méthodes, c’est le fait que pour la méthode REA, le prélèvement d’air se fait par une sélection suivant la direction de la composante verticale de la vitesse du vent dans deux bio-impacteurs différents placés à la même hauteur, alors que pour la méthode des gradients le prélèvement est effectué en continu dans deux bio-impacteurs disposés à deux hauteurs différentes. Pour la réalisation d’un système utilisant ces deux méthodes, nous prévoyons un débit d’aspiration constant et par conséquent un coefficient β sera calculé. De plus, pour la méthode REA, il existe une zone dite d’exclusion, [-w0 ; +w0], w0 étant défini comme étant un pourcentage de l’écart-type de la valeur de la composante verticale de la vitesse du vent. Lorsque w est dans cette zone, nous ne faisons pas de prélèvement dans les bio-impacteurs, l’air est alors rejeté dans l’atmosphère.

Mesure et Récupération des données :

Pour la REA :

Le système étant asservi à 10 Hz à la direction de la composante verticale de la vitesse du vent, nous utiliserons un anémomètre sonique tri-dimensionnel GILL R3 Reaserch. Cet instrument permet de mesurer en instantané, jusqu’à 100 Hz, les 3 composantes de la vitesse du vent et la température de l’air. Deux bio-impacteurs SKC seront installés à la même hauteur que le sonique 3D afin de piéger les bactéries.

Pour la méthode des gradients :

Deux thermocouples Cuivre-Constantan mesureront les températures Thaut et Tbas pour la mesure du gradient de température.

Deux bio-impacteurs SKC placés à la même hauteur que les thermocouples afin de piéger les bactéries.

Les données sont récupérées par une centrale d’acquisition Campbell CR1000 via une liaison série RS232 pour les données de l’anémomètre et via les entrées différentielles 1 et 2 pour les thermocouples. Ces données sont stockées dans un fichier texte pour être traitées soit par un tableur ou un programme informatique en fonction de nos besoins.

par conséquent nous avons dû placer un convertisseur entre la centrale et l’anémomètre pour pouvoir transformer le signal au format RS232 afin de communiquer avec la centrale. De plus ce convertisseur permet également d’alimenter l’anémomètre, cet instrument est un PCI (Power and Communication Interface).

Sélection des bio-impacteurs et pilotage des électrovannes pour la

méthode REA :

Pour la méthode des Gradients, il n’y a pas de sélection des bio-impacteurs suivant la direction de la vitesse du vent, de ce fait, pour cette méthode, il y a deux bio-impacteurs,haut et bas, et deux électrovannes en amont des pièges qui permettent juste de commander le début et la fin du prélèvement.

Pour la méthode REA, en revanche, les électrovannes sont pilotées en fonction de la direction et de la vitesse de la composante verticale de la vitesse du vent : w. Trois électrovannes sont donc nécessaires, une lorsque w est supérieur à wo, une lorsque w est inférieur à -wo et une lorsque w est compris entre ces deux valeurs. Les électrovannes sont commandées en mode exclusif, seule une électrovanne ne peut être ouverte à la fois.

Pour le pilotage, nous utilisons les ports de la centrale qui envoie un état logique 0 pour fermer une électrovanne et un état logique 1 pour ouvrir une électrovanne

• Port 1 (noté C1 sur la CR1000) pour l’électrovanne du bio-impacteur haut de la méthode REA

• Port 2 (noté C2 sur la CR1000) pour l’électrovanne du bio-impacteur bas de la méthode REA

• Port 3 (noté C3 sur la cr1000) pour l’électrovanne de mise à l’air libre, ou de relâche de la méthode REA

• Port 4 (noté C4 sur la CR1000) pour l’électrovanne du bio-impacteur haut de la méthode des Gradients

• Port 5 (noté C5 sur la CR1000) pour l’électrovanne du bio-impacteur bas de la méthode des Gradients

Cependant, la centrale d’acquisition ne fournissant que des états logiques et pas de puissance, nous avons dû ajouter des relais de puissance entre chaque port de la centrale et les électrovannes pour assurer le bon fonctionnement des électrovannes.

Voici le câblage de la CR1000 pour pouvoir récupérer les données et piloter les électrovannes :

Programme :

Un programme a été écrit d’une part pour pouvoir récupérer les mesures faites par les thermocouples et l’anémomètre, piloter les ports de commande des électrovannes en fonction de la direction de la composante verticale de la vitesse du vent et visualiser les états de ces ports pour la méthode REA et, d’autre part, commander les électrovannes de départ et d’arrêt de la méthode des Gradients. Le langage de programmation est le Crbasic, il est développé par Campbell Scientific sur la base du Visual Basic et est dédié à la programmation de leurs centrales.

Ce programme peut être décomposé en 6 parties :

• Déclaration des différentes variables et constantes

• Déclaration des entrées différentielles utilisées pour les thermocouples, de la liaison série de l’anémomètre, des ports utilisés pour le pilotage des électrovannes

• Récupération des mesures des thermocouples et de l’anémomètre • Suppression des valeurs aberrantes mesurées par l’anémomètre • Introduction de la zone d’exclusion avec le calcule de wo

• Pilotage des électrovannes en fonction de la valeur de la vitesse verticale du vent mesurée par l’anémomètre

Un Nombre M est introduit dans le programme, il permet d’attendre lesMvaleurs consécutives de la vitesse de vent pour confirmer que nous sommes bien dans la zone définie avant d’ouvrir l’électrovanne voulue.

CF Annexe 1 : Programme en CrBasic page 41 Schéma de principe du pilotage des électrovannes :

Morganne DOMENGE P

20

+ Wo

-Wo

0

Zone 3

Zone 1

Zone 2

Bio-impacteurs REA Bio-impacteurs Gradient

Zone 3 ? Zone 2 ? Zone 1 ?

E1 fermée E2 fermée E3 ouverte E1 fermée E2 ouverte E3 fermée E1 ouverte E2 fermée E3 fermée

Oui

oui

oui

non

non

Vérification du bon positionnement de la zone Vérification du bon positionnement de la zone Vérification du bon positionnement de la zone

W

E4 ouverte E5 ouverte

Bio-impacteurs

Zone 3 : zone d’exclusion Zone 1 : Direction de la composante verticale du vent vers le haut Zone 2 : Direction de la composante verticale du vent vers le bas

Choix des bio-impacteurs, Capture et Mise en culture des bactéries :

La méthode utilisée pour capturer les bactéries est l'impaction en milieu solide. L’impaction se fait avec des bio-impacteurs SKC qui permettent de séparer les micro-organismes du flux par aspiration d'air à l'aide d'une pompe. En effet, l’air aspiré traverse une série d’orifices et les micro-organismes ayant une inertie suffisante viennent s’impacter sur une plaque de collection. Ses orifices permettent un piégeage des bactéries d’un diamètre médian de 0,6 µm. Ces micro-organismes sont alors piégés dans une boîte de Petri placée dans le bio-impacteur. Le débit d'aspiration est de 28,3 l/min, or la pompe mise à notre disposition à un débit plus important. Des vannes micrométriques situées en aval des bio-impacteurs permettent de diminuer le débit fourni par la pompe. Nous le contrôlerons avec un débitmètre.

Le temps de prélèvement peut être de 20 min, 30 min ou d'1 h, ces temps sont définis en fonction de ce qui s’applique dans le domaine météorologique. Dans notre cas, il faut que ce temps soit élevé car plus le temps de prélèvement est long, plus le nombre de bactéries capturées sera important. De plus, les mesures de flux en régime turbulent se basent sur certaines hypothèses qui nous imposent d’être en régime stationnaire. Des tests permettent de déterminer le temps de prélèvement adéquat pour être en régime stationnaire. Ces tests se font en comparant la covariance (de la vitesse du vent et de la température) au bout d’un certain temps et la somme des covariances (de la vitesse du vent et de la température) sur des petits intervalles de temps (de l’ordre de la minute). Nous sommes en régime stationnaire lorsque ces deux valeurs sont proches. D’après les tests, le temps de prélèvement est de 30 minutes.

Lorsque les prélèvements sont terminés, on procède à une mise en culture des bactéries. Pour cela les boîtes de Petri sont mises dans une étuve à 37°C : c'est à cette température que les bactéries se développent le plus. Elles se développent grâce à un milieu nutritif LB et forment des colonies de bactéries nommées UFC (Unité Formant Colonies). Chaque colonie représente une bactérie piégée dans la gélose. L'ajout de la cycloheximide dans la constitution des géloses permet de diminuer l'apparition de champignons pour pouvoir observer et compter plus facilement les bactéries. Le temps de la culture est de 72 h. En effet, durant ce laps de temps, elles ont absorbé toute la nutrition que leur a procurée le LB et par conséquent, elles ne se développent plus.

Morganne DOMENGE P

22

Photo d'un bio-impacteur fermé

Orifices ou les bactéries viennent s'impacte

r

Emplacement d'une boîte de Petri

V. Vérification du matériel mis à notre disposition

Comme il est expliqué précédemment, notre système est composé de divers matériels de nature électrique, microbiologique ou autre. Pour assurer une bonne fonctionnalité de notre système, nous avons dû préalablement effectuer certaines vérifications sur le matériel mis à notre disposition.

1. Étalonnage de la centrale d'acquisition :

Introduction : La centrale d'acquisition est une des parties les plus importantes de notre système, elle nous permet de piloter les électrovannes mais aussi de récupérer toutes les données des différents capteurs. A l'aide d'un calibreur Fluke 5502E, nous avons décidé d'étalonner les entrées analogiques en tension de la centrale d'acquisition.

Procédure : La centrale possède 8 entrées différentielles qui peuvent être aussi utilisées en entrées unipolaires, soit 16 entrées unipolaires. De plus, toutes ces entrées possèdent plusieurs calibres, nous avons choisi de faire l'étalonnage sur 4 calibres : -5V/+5V, -2,5V/ +2,5V, -250mV/+250mV et -7,5mV/7,5mV. Nous avons dans un premier temps fait l’étalonnage des entrées différentielles et des entrées unipolaires avec le calibreur pour déterminer l'erreur de mesure faite par la centrale d'acquisition. Puis dans un second temps, nous avons calculé l'incertitude élargie en prenant en compte la résolution et la justesse de l'instrument. Nous n'avons pas pris en compte la répétabilité en vue du temps qui nous était imparti. Pour finir, nous avons vérifié que l'erreur mesurée par la centrale d'acquisition était comprise dans l'incertitude élargie préalablement définie.

CF Annexe 3 : Protocole de l'étalonnage des entrées unipolaires et des entrées différentielles de la CR1000 page 49.

CF Annexe 4 : Résultats de l'étalonnage de la CR1000 page 54

Calcul de l’incertitude élargie :

Morganne DOMENGE P

24

Extrait de la

documentation

technique de la

CR1000 :

Résolution dans la documentation technique en fonction du calibre

Calibre Résolution

-5 V / +5 V 1,33 mV

-2,5 V / +2,5 V 667 μV

-250 mV / +250 mV 66,7 μV

-7,5 mV / +7,5 mV 2 μV

Incertitude sur la résolution en fonction du calibre tel que

ur =

r

(2

√

3)

Calibre ur -5 V / +5 V 384 μV -2,5 V / +2,5 V 193 μV -250 mV / +250 mV 19,3 μV -7,5 mV / +7,5 mV 577 nV

Incertitude sur la justesse en fonction du calibre tel que

uj=

(

valeur absolue du calibre)

100

1

√

3

Calibre uj -5 V / +5 V 28,9 mV -2,5 V / +2,5 V 14,4 mV -250 mV / +250 mV 1,44 mV -7,5 mV / +7,5 mV 43,3 μV

Calcul des incertitudes types tel que u² = ur² + uj²

Calibre u² u

-5 V / +5 V 833 μV 28,9 mV

-2,5 V / +2,5 V 208 μV 14,4 mV

-250 mV / +250 mV 2,08 μV 1,44 mV

-7,5 mV / +7,5 mV 1,875 nV 43,31 μV

Calcul des incertitudes élargies tel que U = ku avec k = 2 Calibre U -5 V / +5 V 57,7 mV -2,5 V / +2,5 V 28,9 mV -250 mV / +250 mV 2,89 mV -7,5 mV / +7,5 mV 86,61 μV Résultats :

Dans l'annexe regroupant toutes les mesures avec leurs erreurs respectives, nous avons prélevé pour chaque calibre l'erreur moyenne maximale et minimale des entrées différentielles et unipolaires.

Voici un tableau récapitulatif indiquant l'erreur maximale et minimale et l'incertitude élargie calculée.

Calibre -5 V / +5 V -2,5 V / +2,5 V -250 mV / +250mV -7,5 mV / +7,5 mV

Entrées DIFF SE DIFF SE DIFF SE DIFF SE

Erreur min 865 μV 726 μV 56 μV 336 μV 15,2 μV 59086 μV 372,7 nV 1,072 μV

U 57,7 mV 28,9 mV 2,89 mV 86,61 μV

Nous pouvons observer que les erreurs mesurées par la centrale d'acquisition sont bien comprises dans l'incertitude élargie U, excepté pour l'erreur moyenne maximale des entrées unipolaires pour le calibre -5V/+5V et l'erreur maximale des entrées différentielles pour le calibre -7,5mV/+7,5mV (valeurs en italiques barrées). Cependant, en regardant de plus près les différentes erreurs moyennes de chaque entrée unipolaire et différentielle, nous nous sommes aperçus qu'il y avait une grande différence entre cette erreur moyenne maximale et les autres erreurs moyennes calculées, nous avons donc exclu ces valeurs et nous obtenons bien une erreur qui est comprise dans l'incertitude élargie.

Conclusion : N'ayant pas pris en compte l'incertitude sur la répétabilité de l'instrument, les erreurs de mesures faites par la centrale d'acquisition sont acceptables, elle ne perturbera donc pas le fonctionnement de notre système.

2. La stérilité des boîtes de Petri et qualité du milieu de la gélose :

Lors de la préparation, certaines boîtes de Petri ne contiennent pas de cycloheximide, ces boîtes seront nos boîtes de référence, elles nous permettront de discuter sur la stérilisation des boîtes de Petri avec l’apparition ou non de champignons et par conséquent de la qualité de la préparation de la gélose. En vue du nombre de boîtes de Petri que nous allons utiliser, plusieurs préparations devront être faites. Par conséquent, à chaque préparation, des boîtes de références devront être préparées, dans le but de vérifier que le milieu est sain et que la boîte de Petri est bien stérile. Nous utiliserons ces boîtes à chaque prélèvement de bactéries.

3. L'homogénéité des bio-impacteurs :

Introduction :

Le bio-impacteur est un des éléments déterminants dans notre système. En effet, la méthode REA et Gradient reposent sur la différence de concentration des bactéries capturées. De ce fait, si les bio-impacteurs n'ont pas la même efficacité d'impaction alors cette différence ne sera pas significative et par conséquent notre système inopérant. Pour cela nous avons fait un test d'homogénéité, ce test permet d’évaluer les 4 bio-impacteurs mis à notre disposition impactent les bactéries avec la même efficacité.

a) 1er test d'homogénéité :

Procédure : Pour ce test, nous avons choisi un emplacement près des vignes pour avoir un terrain dégagé. Nous avons disposé les bio-impacteurs à la même hauteur, un peu plus haut au-dessus des vignes pour capturer un maximum de bactéries et nous avons effectué trois

prélèvements de bactéries dans des boîtes de Petri à 13h45, à 14h33 et à 15h14. Nous avons choisi ces horaires car, a priori, c’est à ce moment de la journée que la présence des bactéries dans l’atmosphère est la plus élevée. Le temps de prélèvement est de 30 minutes pour s’assurer que nous sommes en régime stationnaire.

CF Annexe 5 : Protocole d'expérimentation pour la 1ère mesure d'homogénéité des bio-impacteurs page 58

Lors de la mise en culture, nous avons procédé au suivi du développement des colonies bactériennes et nous avons prolongé la durée de la mise en culture à 144 h dans le but de vérifier qu'il n'y a pas de bactérie qui se développe après les 72 h normalement prescrites. Enfin, nous avons prélevé une boîte de Petri de référence pour observer son évolution.

Résultats : Voici des diagrammes indiquant le nombres d’UFC compté pour chaque bio-impacteurs, pour chaque prélèvement :

D’après le suivi de la mise en culture des bactéries, nous avons pu observer que :

-les boîtes de Petri des prélèvements effectués de 13h45 à 14h15 et de 14h33 à 15h15, étaient celles qui contenaient le plus de bactéries. Cela nous donne une approximation de l’horaire ou les expériences doivent être effectuées pour avoir un maximum de bactéries piégées.

- quatre boîtes de Petri sur douze ont été contaminées par des champignons.

-en comparant le nombre de bactéries piégées pour les quatre bio-impacteurs pour chaque prélèvement, nous observons une différence d’environ 4 bactéries piégées après 72h de mise en culture. Cependant, il y‘ a eu une augmentation de cette différence soit 14 bactéries après 139 h de mise en culture.

-des UFC sont apparues après les 72 h de mise en culture

-il n’y a pas d’apparition de champignons et de bactéries dans la boîte de Petri de référence Conclusion : La mise en culture des bactéries pendant 72 heures a été très positive. En effet, les bio-impacteurs ont la même efficacité d’impaction car le nombre de bactéries piégées est à peu près équivalent pour chaque bio-impacteur. De même l’efficacité de la cycloheximide a permis de diminuer l’apparition des champignons malgré qu’elle n’ait pas pu bloquer l’apparition de certains champignons.

Cependant, après 139 h de mise en culture, nous nous sommes aperçus qu’il y a eu l’apparition de nouvelles UFC donc de bactéries alors qu’elles ne devaient plus se développer après 72 h de mise en culture. De plus, la différence de bactéries piégées s’est fortement accrue.

Pour finir, du fait qu’il n’y ait pas eu de champignons qui soient apparus dans la boîte de Petri de référence, nous pouvons en conclure d’une part que les boîtes de Petri gélosées préparées sont bien stériles, d’autre part que les champignons qui se sont développés lors de la mise en culture proviennent du prélèvement d’air effectué durant les mesures.

Un deuxième test d’homogénéité a été effectué dans le but de confirmer nos hypothèses sur les résultats des premières mesures.

b) 2ème test d'homogénéité :

Procédure : Pour ce deuxième test, nous avons décidé d'effectuer des prélèvements sur toute une journée, de plus on a augmenté le temps de prélèvement d'une heure pour d'une part observer si l'on se situe toujours en régime stationnaire, et d'autre part, pour vérifier que c’est à la mi-journée qu'il y a le plus de bactéries. L'emplacement reste le même à l'exception de la hauteur des bio-impacteurs qui se situeront plus bas pour augmenter la capture du nombre de bactéries.

CF Annexe 6 : Protocole d'expérimentation pour la 2éme mesure d'homogénéité des bio-impacteurs page 62

Lors de la mise en culture, nous avons, comme pour le 1er test fait, suivi le développement des colonies bactériennes jusqu'à 139 h. Nous avons augmenté la température de l'étude à 37°C d'après l'avis de Frédéric Delmas, microbiologiste à l’INRA. Par ailleurs, lors du rangement à la fin de la manip, nous avons placé une boîte de Petri de référence dans un bio-impacteur pour vérifier que nous ne capturerons pas de bactéries sans le fonctionnement de la pompe. Pour finir, nous voulions vérifier que le comptage des colonies de bactéries ne se différenciait pas d'un opérateur à un autre : nous avons donc effectué un double comptage après 139 h de mise en culture des bactéries.

Cf. Annexe 7 : Suivi de la mise en culture des bactéries du 2ème test d'homogénéité page 65 Voici quelques photo de la mise en place du test d’homogénéité :

Morganne DOMENGE P

29

Raccordement

bio-impacteurs / vannes

Vannes

Vanne de la mise

à l’air libre

Pompe

Régulateur de

débit

Résultats : D’après le suivi de la mise en culture des bactéries, nous avons pu observer que : -les boîtes de Petri des prélèvements effectués le matin et en milieu d'après-midi étaient celles qui contenaient le plus de bactéries.

- trois boîtes de Petri sur vingt-quatre boîtes ont été contaminées par des champignons.

-en comparant le nombre de bactéries piégées pour les quatre bio-impacteurs, pour chaque prélèvement, nous observons une différence d’environ 10 bactéries piégées

-des UFC sont apparues après les 72 h de mise en culture

-deux champignons et deux bactéries sont présents dans la boîte de référence

-Le deuxième opérateur n'a pas compté le même nombre de bactéries que le premier, cependant, la différence moyenne de bactéries reste la même.

Conclusion : Tout d'abord, contrairement aux premiers prélèvements, un nombre important de bactéries piégées se situait le matin et l’après-midi, cela signifie que nous devrons faire des prélèvements sur toute une journée si nous devions appliquer la méthode REA et/ou la méthode des Gradients.

De plus, même si des bactéries se sont développées après les 72 h prescrites, la différence moyenne de bactéries reste d'environ 10 bactéries. Nous savons donc à présent que si la différence de bactéries est inférieure à 10 lors de nos prélèvements avec notre système pour la méthode REA et des Gradients, ces résultats ne seront pas significatifs : cela s'est confirmé avec le deuxième opérateur.

En revanche, d'après les résultats en annexe 7, les bio-impacteurs ont la même efficacité d'impaction, nous pouvons donc en conclure qu'ils sont efficaces et qu'ils ne seront pas remis en cause sur les résultats que nous obtiendrons pour la méthode REA ou Gradient. De même l’efficacité de la cycloheximide a permis de diminuer l’apparition des champignons malgré qu’elle n’ait pas pu bloquer l’apparition de certains champignons.

Pour finir, du fait qu’il y a seulement deux bactéries et deux champignons qui sont apparus dans la boîte de Petri de référence, nous pouvons en conclure que pendant la mise en place des boîtes de Petri, nous ne capturons pratiquement rien avant de lancer la pompe, c'est à dire, avant de commencer le prélèvement.

c) Incertitude sur les comptages (Cf. JF Perrin) :

Bien que la différence moyenne des bactéries pour les deux opérateurs soit la même, nous nous sommes aperçus qu’il existe une erreur sur le comptage des bactéries, nous avons donc décidé d’estimer cette incertitude.

Dans le domaine de la microbiologie, le comptage des bactéries se fait tel que

y=

(

M o y e n n e d ' U F C c o m p t é su r l e s 4 b o î t e s d e P e t r i)⋅t

V o l u me v e r s é d a n s l e s b o î t e s * F a c t e u r d e d i lu t i o n

=

M⋅t

V * F

avec y : la quantité d’UFC / ml V : 15ml

F : n’effectuant pas de dilution dans notre cas F = 1

t : Variable qui indique l’opérateur qui effectue le comptage M: Moyenne d’UFC compté sur les 4 boîtes de Petri

Ces variables étant indépendantes, nous avons alors :

Estimation des incertitudes des différentes variables :

Estimation de l’incertitude sur la moyenne (uM) :

La distribution de Poisson est souvent la loi de probabilité décrivant les comptes de particules. Si les particules sont des individus distribués de façon aléatoire dans l'échantillon concerné par le comptage. Et si ces "individus" n'exercent aucun effet de réglage de position les uns par rapport aux autres, alors on s'attend à une distribution de Poisson pour des comptes répétés. M est la meilleure estimation disponible de la moyenne et sera donc utilisée comme estimation de variance. On aura u(M) = √(M).

Estimation de l’incertitude sur le Volume (uV) :

Pour cela, Il va falloir utiliser les données du fabricant qui annonce une incertitude de 10ml pour les burettes. On utilisera donc la distribution rectangulaire et par conséquent u(V)=10/√3 Estimation de l’incertitude sur l’opérateur (ut) :

Une étude statistique d'effet opérateur a été conduite, durant cette étude, ils ont obtenu un écart-type de 3,3 en % sur ce comptage par 14 techniciens différents. Soit t=1 et u(t)=0,033.

Estimation de l’incertitude élargie U(y) :

Se pose alors la question du facteur d'élargissement à appliquer pour obtenir une incertitude élargie U(y) à la confiance 0,95. En effet, la distribution de Poisson étant la composante majoritaire de l'incertitude-type, l'intervalle de confiance n'est pas, a priori, symétrique avec k=2 selon une loi normale. On applique cependant k=2 pour un taux de confiance à 0,95. CF. Annexe 8 : Récapitulatif des incertitudes sur le comptage des bactéries pour les tests sur l’homogénéité des bio-impacteurs page 68

u( y ( M ,V , t ))= y⋅

√

u M ²

M

+

u V ²

V

+

u t ²

t

d) Vérification du programme de l’ensemble du système :

Avant d’effectuer des manips, nous devons nous assurer que le pilotage des électrovannes se fasse correctement, cela revient à vérifier le bon fonctionnement d’une part du programme mais aussi du câblage électrique et d’autre part du bon fonctionnement des électrovannes. Procédure : Ce test est concrètement un essai du système au complet. Nous avons effectuer des prélèvement de 30 min à 14h, 15h, 16h et 17h. Nous aurions du effectuer des prélèvements sur toute la journée, cependant les conditions météorologiques ne nous ont pas permis de faire de prélèvement le matin.

Depuis un ordinateur de contrôle, nous lançons le programme, le pilotage des électrovannes en fonction de la composante verticale du vent se fait 30 minute après le lancement du programme. Ce temps d’attente nous permet de récupérer les boîtes de Petri et d’en placer des nouvelles entre deux prélèvements sans qu’on ait besoin de stopper le programme. Après les prélèvements, nous faisons une mise en culture des bactéries pendant 72 h pour effectuer un comptage des bactéries.

Voici des photos de l’installation du système :

Morganne DOMENGE P

32

Ordinateur de contrôle

Alimentation 12V / 24V

Cabane

PCI

CR1000

Pompe

Vannes micrométriques

Méthode des Gradients

Vanne

micrométrique

de mise à l’air

libre

CF Annexe 9 : Protocole d’expérimentation du système et Installation page 70

Résultats : Durant le test, nous avons constaté que toutes les électrovannes ainsi que le pilotage des électrovannes fonctionnaient correctement.

Cependant, durant la mise en culture des bactéries, nous nous sommes rendu compte qu’il y avait très peu de bactéries piégées durant les prélèvements. Or, pour pouvoir estimer correctement le flux bactériens, il faut que nous ayons assez de bactéries pour pouvoir faire une différence de bactéries correcte. CF Annexe 10 : Résultats du test du système page 73 Conclusion : Le programme pilote de manière très efficace les électrovannes. En revanche, le fait que peu de bactéries se sont impactées peut être dû d’une part à la zone d’exclusion qui est peut-être trop importante ou d’autre part au fait que le débit d’aspiration n’est pas instantanément à 28,4 L/min. Pour vérifier ces hypothèses, nous avons décidé de travailler sur

Anémomètre

Bio-impacteurs

Méthode REA

Vannes micrométriques

Méthode REA

Électrovanne de

mise à l’aire libre

Électrovannes

Méthode REA

Bio-impacteur

Méthode des

Gradients

Mât

Bio-impacteur

Méthode des

Gradients

e) Définition de la zone d’exclusion [-wo ; wo] :

Comme expliqué précédemment, nous devons nous assurer que la zone d’exclusion soit bien définie pour pouvoir faire un prélèvement correct. Durant nos tests, nous avons défini w0 = 30% de l’écart-type de la vitesse verticale du vent. Pour pouvoir vérifier que notre w0 est bien défini, nous avons décidé de calculer b sur les 4 mesures effectuées sur le test du système. Dans la littérature, ce coefficient doit se rapprocher de 0,6 lorsque il n’y a pas de zone d’exclusion, en revanche celui-ci diminue lorsque nous augmentons la zone d’exclusion. Pour une zone d’exclusion de 30 % de l’écart-type, nous obtenons un b de 0,3. Voici un tableau récapitulatif du calcul de b pour nos 4 mesures :

Heure de

prélèvement % de l’écart-type b b

théorique

14h / 14h30 30 0,24 0,3

15h / 15h30 30 0,34 0,3

16h /16h30 30 0,41 0,3

17h / 17h30 30 0,41 0,3

D’après nos résultats, nous pensons que notre zone d’exclusion est correcte, nous avons choisi de conserver la zone d’exclusion à 30 % de l’écart-type pour définir w0.

Ces calculs ont été faits avec Excel, cependant, pour pouvoir prochainement obtenir ces résultats plus rapidement, j'ai écrit un programme en Langage C.

CF Annexe 11: Programme du traitement des données en C page 74

f) Vérification du débit à l’ouverture et à la fermeture d’une électrovanne :

Procédure et objectif : Comme expliqué à la conclusion de la vérification du test du système, nous nous sommes demandé si à l’ouverture d’une électrovanne, le débit du prélèvement serait instantanément égal à 28,4 l/min (473,3 ml/s) ou si lors de la fermeture d’une électrovanne nous continuerions à aspirer pendant un certain temps. Ce concept est important à prendre en compte car si nous n’aspirons pas alors que nous devrions aspirer ou inversement, nous continuerions à aspirer alors que nous ne devrions pas aspirer de l’air dans les bio-impacteurs, alors les résultats pourraient être faussés. Plus encore, si une électrovanne s’ouvre et se referme le dixième de seconde d’après, aurions-nous eu le temps d’impacter les bactéries durant ce temps d’ouverture ?

Afin de vérifier cela, nous avons créé un programme en Crbasic qui ouvre et ferme une électrovanne toutes les demi-secondes tout en mesurant le débit toutes les 20 ms (50Hz). Morganne DOMENGE P

34

Résultats : Après avoir récupéré les données, nous avons tracé avec Excel le débit en pourcentage aspiré en fonction du temps durant l’ouverture et la fermeture des électrovannes E1 et E2.

Voici ce que nous obtenons :

s s

s s

Conclusion : Selon les données du constructeur, le temps d'ouverture et de fermeture des électrovannes est d'environ 5 ms et le temps de réponse du débitmètre est de 4 ms. D’après les résultats, la mise en dépression du circuit n’est pas instantanée, nous avons donc calculé en pourcentage la quantité d’air aspiré pendant 1/10 de seconde lors de la phase d'’ouverture des deux électrovannes en utilisant la méthode des trapèzes. Nous savons alors que pendant cette phase nous aspirons 71 % des 47,33 ml d’air attendus (Va) soit une perte de 29 %. En revanche pendant la phase de fermeture des électrovannes, nous pouvons observer, un, une baisse instantanée du débit due à la fermeture mécanique de celles-ci et, deux, une phase de mise à la pression atmosphérique du volume du bio-impacteur qui entraîne un débit résiduel. Le volume prélevé durant les 0,24s nécessaire pour un débit égal à 0 est d’environ 2 % de Va. Afin de prendre en compte la perte durant l’ouverture des électrovannes, nous allons calculer le volume d’air total aspiré pour chaque bio-impacteur en considérant que le premier dixième de seconde de chaque ouverture dure 0,071s. Ce calcul sera intégré dans le programme en C.

VI : Comparaison de la méthode REA avec la méthode des

Gradients

Objectif : notre objectif était de comparer la méthode REA et la méthode des Gradients, nous avons donc calculé le flux pour ces deux méthodes sur les quatre prélèvements effectués sur le test du système. Pour cela, nous avons utilisé le programme mis au point en langage C qui permet de calculer : b, la covariance W'T', le temps d’aspiration dans les électrovanne E1 et E2, les températures Tup et Tdown pour la REA, T°haut et T°bas moyennes pour la méthode des gradients et l’écart-type de w. Sachant que l’erreur maximale des températures peut être de 0,081°C d’après la doc technique de la Cr1000.

Résultats du programme en langage C :

Voici ce que nous obtenons lorsque nous lançons le programme, les données affichées sont aussi stockées dans un fichier nommé « fichierout » dans le programme afin de pouvoir les récupérer et ainsi pouvoir calculer rapidement le flux.

Résultats du calcul de flux sur les quatre prélèvements :

Méthodes Heure de prélèvement Flux Fb (UFC / (m2_s-1₎₎

Gradients 14h / 14h30 -0,21 15h / 15h30 -0,40 16h / 16h30 1,56 17h 17h30 0,97 REA 14h / 14h30 -0,85 15h / 15h30 1,63 16h / 16h30 2,53 17h 17h30 -0,23

Afin de pouvoir comparer qualitativement et quantitativement les deux méthodes nous avons tracé le flux en fonction des temps de prélèvement :

Nous observons d’une part que la méthode REA suit la méthode des Gradients qualitativement et d’autre part que la méthode REA donne des flux plus grand que la méthode des Gradients quantitativement. En revanche, nous pouvons observer que pour la mesure de 15 / 15h30, le signe de la mesure du flux n’est pas le même pour les deux méthodes, il y’ a donc une erreur de mesure de flux durant ce prélèvement.

Conclusion :

Durant cette journée, le système semble techniquement fiable. De plus, la méthode REA semble donner des résultats cohérents pour la mesure des flux. Cependant, il faudrait faire des prélèvements sur une journée entière et répéter cette expérience sur plusieurs journées consécutives.

VII : Conclusion

Tout d’abord, le fonctionnement du système pour la méthode des Gradients et la méthode REA semble être fiable techniquement. De plus la vérification du matériel mis à notre disposition nous a fait comprendre que le matériel n’a pas de répercussion sur le fonctionnement du système.

Ensuite, nous avons évalué le temps réel d’aspiration dans les bio-impacteurs pour la méthode REA, cela nous a permis d’avoir une meilleure approximation du flux.

Nous avons aussi appréhendé le traitement des données en mettant au point un programme en langage C afin de pouvoir calculer rapidement le flux lorsque des manips plus importantes seront effectuées.

Pour finir, d’après les résultats obtenus, nous pensons que les mesures de flux pour la méthode REA sont cohérentes bien que d’autres expérimentations doivent être effectuées pour confirmer cela.

Cependant, bien que ces résultats soient satisfaisants, le nombre de bactéries piégées est insuffisant pour pouvoir calculer le flux de façon précise. Nous pensons que la méthode REA et que le système mis au point sont fiables, en revanche nous pensons que nous ne devrions pas compter les UFC. En effet, toutes les bactéries ne se cultivent pas, en réalité, les bactéries cultivables, et donc formant UFC, ne représentent environ que 1 % des bactéries présentes dans l’atmosphère. Il y a donc une grande incertitude sur la concentration dans le calcul du flux, une méthode basée sur la mesure de la masse d’ADN de bactéries piégée pourrait nous permettre de quantifier plus précisément ces flux : la méthode PCR Quantitative.

Références

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D.R. Bowling, A.A. Turnipseed, A.C. Delany, D.D. Baldocchi, J.P. Greenberg, R.K. Monson. 1998, « The use of relaxed eddy accumulation to measure biosphere-atmosphere exchange of isoprene and other biological trace gases ».

Sitographie :

Site officiel INRA : http://www.inra.fr

Site officiel de l’INRA de Bordeaux : http://www.bordeaux-aquitaine.inra.fr/

Site officiel d’ISPA : https://www6.bordeaux-aquitaine.inra.fr/ispa

Site « Pages Biotecnohologies et Bioanalyses », JF Perrin , Lycée St Louis,2016 : http://www.perrin33.com/index.html

Document techniques :

Doc technique de la CR1000 : Station Campbell CR10X, publication Campbell Scientifique INC.

Doc technique du débitmètre : TSI Series 4000/4100 High Performance Linear OEM Mass Flowmeter

Doc technique du calibreur: 5502E Multi-Product Calibrator Data Sheet

Synthèse personnelle

Durant ce stage, j’ai découvert un domaine que je ne connaissais pas : les flux atmosphériques bactériens. C’est un vaste domaine où on en apprend tous les jours. Il m’a fait comprendre certains concepts sur notre environnement et sur les flux que je n’aurais jamais imaginés auparavant.

J’ai particulièrement apprécié ce stage par la diversité des domaines que j’ai utilisés. En effet, le dispositif mis en place pour la mesure des flux m’a permis d’utiliser et d’approfondir un ensemble de compétences techniques : électronique, programmation, métrologie, mais pas seulement, j’ai aussi pu découvrir le domaine de la microbiologie, un nouveau langage de programmation : le CrBasic, ainsi que le fonctionnement d’un calibreur FLUKE et de la centrale d’acquisition CR1000.

De plus, les différents tests et expérimentations m’ont fait prendre conscience de l’importance de chaque élément d’un système et de leurs effets sur le fonctionnement de ce système. J’ai, par la même occasion, appréhendé les difficultés que l’on peut rencontrer d’un point de vue matériel ou encore sur les conditions d’expérimentations qui sont parfois exigeantes.

Pour finir, j’ai pu développer mon esprit critique. En effet, après avoir obtenu des résultats suite à un test, j’ai affiné mon esprit critique en essayant de trouver des solutions pour pouvoir améliorer ou encore simplifier le système.

Ce stage correspond parfaitement à ce à quoi je me destine pour de futurs projets professionnels. Par ailleurs, il m’a permis de me mettre en situation réelle d’un technicien de par le montage du système et des différentes expérimentations, j’en garde un très bon souvenir. Mon envie d’utiliser mes compétences techniques à des fins environnementales s’est accrue au cours de ce stage. J’ai hâte de renouveler ce genre d’expérience.