Rôle de la voie mTORC1/S6K et RSK dans le
métabolisme énergétique
Thèse
Michaël Shum
Doctorat en médecine moléculaire
Philosophiae doctor (Ph. D.)
Québec, Canada
Rôle de la voie mTORC1/S6K et RSK dans le
métabolisme énergétique
Thèse
Michaël Shum
Sous la direction de :
iii
Résumé
Rôles de la voie mTORC1/S6K1 et RSK dans la résistance à l’insuline et le métabolisme énergétique
Le complexe 1 de la Ser/Thr kinase mTOR (mammalian Target Of Rapamycin) (mTORC1), son médiateur en aval, S6K1, (p70 S6 kinase) et RSK (p90 ribosomal S6 kinase) sont des régulateurs clés de la signalisation de l’insuline et du métabolisme énergétique. La voie mTORC1/S6K contrôle la prolifération, la croissance cellulaire, la synthèse protéique, la lipogenèse, la biogenèse mitochondriale et inhibe l’autophagie. L’une des particularités importantes de cette voie de signalisation est l’intégration de différents signaux tels les facteurs de croissance, le statut énergétique, l’oxygène et les nutriments. Ainsi, la voie mTORC1/S6K1 est suractivée par l’excès de nutriments et ses kinases sont bien connues pour être suractivées dans l'obésité. De plus, RSK est une kinase en aval de la voie des MAPK (mitogen-activated protein kinase) et est connue pour réguler la prolifération, la croissance cellulaire et activer la voie mTORC1. Parmi les activateurs de RSK, on retrouve l’insuline et l’hyperglycémie. Ainsi, mTORC1/S6K1 et RSK sont impliquées dans le développement de la résistance à l’insuline, de l’obésité et du diabète de type 2. Dans une première étude publiée dans la revue Diabetologia, nous avons évalué l’impact de l’inhibition pharmacologique de S6K1 par le PF-4708671 sur la résistance à l’insuline et le métabolisme énergétique. Pour ce faire, nous avons utilisé des myotubes (L6) et des hépatocytes (FAO) en culture et montrés que l’inhibition de S6K1 augmente le captage de glucose musculaire et diminue la production hépatique de glucose. Par la suite, nous avons utilisé un modèle de souris obèse induit par une diète riche en gras afin d’évaluer le potentiel thérapeutique de l’inhibition pharmacologique de S6K1. Ces études nous ont permis de montrer que l’utilisation d’un inhibiteur pharmacologique de S6K1 améliore la tolérance au glucose et la phosphorylation d’Akt. Mécanistiquement, nous avons démontré dans un 2ième temps que le PF inhibe non seulement l’activité de S6K1,
mais inhibe aussi l’activité du complexe I mitochondrial causant une augmentation de l’activité de l’AMPK (AMP activated protein kinase) et une inhibition de l’ACC (acetyl-CoA carboxylase). Parallèlement, nous avons montré dans une 3e étude, publiée dans J. Biol. Chem., que l'inhibition de RSK1 par l’inhibiteur pharmacologique (BI-D1870) ou d’un mutant RSK1 dominant négatif (DN-RSK1), diminue la phosphorylation d’IRS-1 sur la S1101. Par ailleurs, l’expression du DN-RSK1 augmente l’action de l’insuline sur le transport du glucose musculaire et la production de glucose hépatique. Ainsi, nous avons montré que RSK1 est un nouveau régulateur de la signalisation de l’insuline en phosphorylant la S1101 d’IRS-1. Nous proposons ainsi que l’inhibition de S6K1 et de RSK1 sont des approches thérapeutiques potentielles afin de traiter la résistance à l’insuline et le diabète de type 2.
iv
Abstract
Role of mTORC1/S6K1 and RSK on insulin resistance and energy metabolism The Ser/Thr kinase mTOR complex 1 (mammalian Target Of Rapamycin) (mTORC1), his downstream effectors S6K1 (p70 ribosomal S6 kinase) and RSK (p90 ribosomal S6 kinase) are key regulators of insulin signaling and energy metabolism. The mTORC1/S6K1 pathway regulates cellular proliferation, growth, protein synthesis, lipogenesis, mitochondrial biogenesis, insulin signaling and inhibits autophagy. One of the most important roles of this signaling pathway is to integrate differents signals such as growth factors, energy status, oxygen, and nutrients. Thus, the mTORC1/S6K1 pathway is overactivated by nutrient excess conditions such as obesity. In addition, RSK is a downstream kinase of MAPK (mitogen-activated protein kinase) and it is also known to regulates cell proliferation, growth and to activate the mTORC1 pathway. Insulin and hyperglycemia are known to be among RSK activators. Therefore, mTORC1/S6K1 and RSK are involved in insulin resistance, obesity and type 2 diabetes. In a first study published in Diabetologia journal, we evaluated the effect of S6K1 inhibition with a selective S6K1 inhibitor, PF-4708671, on insulin resistance and energy metabolism. We used myotubes (L6) and hepatocytes (FAO) and observed that S6K1 inhibition increases glucose uptake in muscle and decrease glucose production in hepatocytes. In both cell type, S6K1 inhibition increases insulin-stimulating Akt phosphorylation. In addition, we treated obese mice fed high-fat diet for 1-week with S6K1 inhibitor. Mice treated with PF-4708671 have improved glucose tolerance and insulin-stimulating Akt phosphorylation in muscle, adipose tissue, and liver compared to obese mice treated with vehicle. Mechanistically, we showed in a 2nd study that this inhibitor inhibits S6K1 activity but also mitochondrial complex 1 which is associated with an increase in AMPK activation. Along with this study, we showed in a 3rd study published in J. Biol. Chem., that RSK1 phosphorylates directly IRS-1 on Ser1101 and RSK inhibition, by using either a RSK inhibitor (BI-D1870) or dominant-negative RSK1, improves insulin stimulating Akt phosphorylation as well as increasing glucose uptake in myotubes and inhibiting hepatic glucose production in vitro. Therefore, we demonstrated that RSK is a novel regulator of insulin signaling by phosphorylation Ser1101 of IRS-1. In conclusion, we are proposing that S6K1 inhibition and RSK1 inhibition are potential therapeutics targets to treat insulin resistance and type 2 diabetes.
v
Table des matières
Résumé ... iii
Abstract ... iv
Table des matières ... v
Liste des tableaux ... vii
Liste des figures ... viii
Liste des abréviations ... x
Remerciements ... xii Avant-propos ... xiv Articles ... xv I-Introduction ... 1 1.1 Le syndrome métabolique ... 1 1.1.1 L’obésité ... 2 1.1.2 Le diabète de type 2 ... 3 1.2 L’insuline et le métabolisme... 4 1.2.1 L’insuline ... 4
1.2.2 Les effets de l’insuline dans le muscle squelettique ... 5
1.2.3 Les effets de l’insuline dans le foie ... 6
1.2.4 Les effets de l’insuline dans le tissu adipeux ... 6
1.2.5 La résistance à l’insuline ... 7 1.3 La signalisation de l’insuline ... 7 1.4 mTOR ... 17 1.4.1 mTORC1 ... 18 1.4.2 mTORC2 ... 32 1.5 S6K ... 33
1.6 mTORC1/S6K1 : une voie clé du métabolisme ! ... 36
1.7 p90 ribosomal S6 kinase (RSK) ... 43
1.8 La mitochondrie ... 48
1.8.1 La structure de la mitochondrie ... 48
1.8.2 La chaine respiratoire oxydative... 50
1.8.3 La production d’énergie par la mitochondrie ... 51
1.8.4 Mécanisme de régulations des fonctions mitochondriales ... 54
1.8.5 La mitochondrie et son rôle dans les maladies métaboliques. ... 67
II-Problématique et objectifs du projet de recherche... 72
2.1 L’inhibition pharmacologique de S6K1 et la signalisation de l’insuline ... 73
2.2 L’inhibition de RSK et la signalisation de l’insuline ... 74
Chapitre I ... 76
Avant-propos ... 76
Pharmacological inhibition of S6K1 increases glucose metabolism and Akt signalling in vitro and in diet-induced obese mice ... 77
Résumé ... 78
Abstract ... 79
Introduction ... 80
vi Results ... 84 Discussion ... 88 References ... 93 Figure legends ... 97 ESM Methods ... 107 Chapitre II ... 111 Avant-propos ... 111
PF-4708671 regulates energy homeostasis by acting on both S6K1 inhibition and mitochondrial complex 1. ... 112 Résumé ... 113 Introduction ... 114 Methods ... 115 Results ... 117 Discussion ... 119 References ... 124 Legends to figures ... 129 Chapitre III ... 136 Avant-propos ... 136
Insulin activates RSK (p90 ribosomal S6 kinase) to trigger a new negative feedback loop that regulates insulin signalling for glucose metabolism... 137
Résumé ... 138 Abstract ... 139 Methods ... 141 Results ... 143 Discussion ... 149 References ... 154 Legends to Figures ... 159 IV-Discussion générale... 168 VI-Conclusion ... 184 Bibliographie ... 185
vii
Liste des tableaux
Chapitre I
Table 1 Effect of 7-day PF-4708671 and rapamycin treatment on weight, food intake and metabolic variables of treated mice ... 96
viii
Liste des figures
Introduction
Figure 1 : Interaction entre le tissu adipeux et les macrophages dans le dévelopement de la
lipotoxicité. ... 2
Figure 2 : La voie de signalisation activée par l’insuline et IGF-1 (insulin growth factor). 8 Figure 3 : Boucle de rétro-inhibition induite par mTORC1/S6K1 et ERK sur la voie PI3K/Akt. ... 12
Figure 4 : Activation du transport de glucose par l’insuline et la contraction dans le muscle. ... 14
Figure 5 : Régulation de la transcription des gènes de la gluconéogenèse hépatique lors du jeûne et en phase postprandiale. ... 16
Figure 6 : Les complexes mTORC1 et mTORC2 ... 17
Figure 7 : Régulation de l’activation de la voie mTORC1. ... 19
Figure 8 : Les signaux en amont de mTORC1. ... 21
Figure 9 : La régulation de l’AMPK et ses fonctions ... 23
Figure 10 : L’hexokinase régule la glycolyse et l’autophagie via mTORC1. ... 24
Figure 11 : Régulation de l’activation de mTORC1 par les acides aminés et l’insuline à la surface des lysosomes. ... 26
Figure 12 : Les effets en aval de mTORC1. ... 28
Figure 13 : Régulation de l’initiation de l’autophagie par mTORC1 ... 30
Figure 14 : Structure de S6K. ... 34
Figure 15 : L’activation de RSK et ses fonctions. ... 44
Figure 16. La structure de la mitochondrie... 50
Figure 17 : Chaîne de respiration oxydative mitochondriale. ... 51
Figure 18 : Le métabolisme énergétique. ... 53
Figure 19 : Régulation du métabolisme mitochondrial par mTOR. ... 55
Figure 20 : Modifications post-traductionelles régulant les fonctions mitochondriales. .... 56
Figure 21 : Le dynamisme mitochondrial et l’homéostasie énergétique ... 58
Figure 22 : La mitophagie. ... 59
Figure 23 : Composition des MAMs. ... 61
Figure 24 : Régulation des MAMs par mTORC2/Akt. ... 62
Figure 25: Oxydation de l’oxygène par la chaîne respiratoire oxydative mitochondriale. . 63
Figure 26 : Rôle des ROS dans le développement des dysfonctions mitochondriales et métaboliques. ... 64
Figure 27: Rôle des ROS comme molécules de signalisation dans le contrôle de l’autophagie lors du jêune... 66
Figure 28 : L’homéostasie de la morphologie mitochondriale. ... 70
Figure 29: Structure de l’inhibiteur PF-4708671 ... 74
Figure 30 : Modifications post-traductionnelles d’IRS1 en réponse aux acides aminés et à l’insuline ... 75
ix Chapitre I
Figure. 1: Time-dependent S6K1 inhibition by PF-4708671. Insulin signalling analysis after time-dependant S6K1 inhibition by PF-4708671. ... 97 Figure. 2: S6K1 inhibition decreased glucose production and increased Akt
phosphorylation in hepatocytes. ... 97 Figure. 3: S6K1 inhibition increased glucose uptake and increased Akt phosphorylation in L6 myotubes. ... 97 Figure. 4: S6K1 inhibition improved glucose tolerance while rapamycin exacerbated glucose intolerance in HF-fed mice. ... 98 Figure. 5: PF-4708671 did not reproduce the deleterious effect of chronic rapamycin on hepatic gluconeogenesis. ... 98 Figure. 6: S6K1 inhibition increased Akt phosphorylation. ... 98 Figure. 7: S6K1 inhibition did not decrease S6 phosphorylation in HF-fed obese mice. ... 99 ESM Figure 1: MSK and CREB phosphorylation are not inhibited by PF-4708671 ... 99 ESM Figure 2: IRS1 S1101 phosphorylation is inhibited by S6K1 inhibition ... 99 Chapitre II
Figure 1: PF-4708671 induced basal muscle glucose uptake and decreased basal hepatocyte glucose production. ... 129 Figure 2: PF-4708671 rapidly increased AMPK phosphorylation before inhibiting S6K1 in normal conditions. ... 129 Figure 3: PF-4708671 decreased mitochondrial spare respiratory capacity and inhibited acutely mitochondrial complex I activity in muscle cells. ... 129 Figure 4: PF-4708671 decreased mitochondrial spare respiratory capacity and acutely inhibited mitochondrial complex I activity in hepatocytes. ... 130 Figure 5: PF-4708671 did not increase glucose uptake by activating AMPK ... 130 Chapitre III
Figure 1: The IRS-1 scaffold protein presents putative residues that could be
phosphorylated by the RSK kinase. ... 159 Figure 2: RSK1 is activated in insulin-targeted cell lines ... 159 Figure 3: Insulin stimulation of L6 myocytes promotes the RSK1-dependent
phosphorylation of Ser1101 of IRS-1 ... 160 Figure 4: Inhibition of RSK1 activity improves insulin sensitivity in L6 cells ... 160 Figure 5: Inhibition of RSK1 activity improves insulin sensitivity in hepatocytes... 160 Figure 6: RSK1-DN improves insulin sensitivity in pathological conditions in L6 cells . 161 Discussion
Figure 31 : La signalisation de l’insuline dans l’obésité suite à l’inhibition de S6K1 et RSK. ... 182
x
Liste des abréviations
4E-BP1/2 eIF4E-binding protein 1/2 AMPK AMP activated protein kinase
Akt v-akt murine thymoma viral oncogene homolog 1 CREB cAMP response element-binding protein
Deptor DEP domain-containing mTOR-interacting protein ERK1/2 Extracellular signal-regulated kinase 1/2
eIF4E eukaryotic translation initiation factor 4E
ER Endoplasmic reticulum
FOXO Forkhead box O
GAP GTPase activating protein
G6Pase Glucose-6-phosphatase
GTT Glucose tolerance test
HFD High Fat Diet
HNF4α
Hepatocyt e nuclear factor 4α
Hepatocyte nuclear factor 4α IGF1 Insulin growth factor 1 IRS-1 Insulin Receptor Substrate-1
IR Récepteur de l'insuline
MAPK Mitogen/Microtubule Activated Protein Kinase MKP-1 Phosphatase-1 des MAP kinases
mLST8 Mammalian lethal with SEC13 protein 8 (GβL)
mSin1 Mammalian stress-activated protein kinase interacting protein MSK1
Mitogen
and stress
activated kinase 1
Mitogen and stress activated kinase 1 mTOR Mamalian Target of Rapamycin mTORC1/2
Mammalia n target of rapamycin
complex 1/2
Mammalian target of rapamycin complex 1/2
NO Nitric oxide
NAD(P)H Nicotinamide adenine dinucleotide phosphate
PDGF Facteur de croissance dérivé des plaquettes (platelet-derived growth factor)
PI3K Phosphoinositide 3-Kinase
PKC Protéine kinase C
PGC1α Peroxisome proliferator-activated receptor γ, coactivator 1 α PP2A Protéine phosphatase 2A
PPARγ Proliferator Peroxisome Activated Receptor Gamma
PTT Pyruvate tolerance test
PIP3 Phosphatidylinositol (3,4,5)-trisphosphate Rag Ras-related GTP-binding protein
xi
Raptor Regulatory-associated protein of mTOR
REDD1 Protein transcriptional regulation of DNA damage response 1 Rheb Ras-homolog enriched in brain
Rictor Rapamycin-insensitive companion of mTOR
ROS Espèce réactive à l’oxygène (Reactive Oxygen Species)
RSK p90 ribosomal S6 kinase
RTK Récepteur à activité tyrosine kinase S6K1 p70 ribosomal S6 kinase
TSC1 Tuberous sclerosis 1 (tubérine) TSC2 Tuberous sclerosis 2 (hamartine)
xii
Remerciements
Le Doctorat est une grande étape dans la vie et la carrière d’un scientifique. Cette longue entreprise amène bien sûr ses lots de moments difficiles, mais aussi de moments des plus gratifiants ! Pourtant, les innombrables heures passées au laboratoire ne m’ont pas découragé de continuer ma passion de chercher à comprendre la biologie humaine. Ces années ont été pour moi, des années où j’ai pu m’accomplir à plusieurs niveaux, autant au niveau scientifique que personnel. Que ce soit durant les moments les plus faciles ou les plus difficiles, j’ai eu le support de gens merveilleux qui m’ont appuyé tout au long de ce doctorat.
J’aimerais tout d’abord remercier mon directeur de thèse Dr. André Marette. Merci à toi de m’avoir soutenu, encouragé et surtout transmis ta passion pour la recherche. Je n’oublierai jamais toutes les opportunités que tu m’as données au cours de mon doctorat. Te côtoyer ces dernières années fut très enrichissant et m’a permis de pousser plus loin mes perspectives de carrières. La rigueur et la qualité scientifiques de ton laboratoire en fait un exemple à suivre. Ce fut un vrai plaisir de travailler avec toi au cours des dernières années et j’espère continuer à le faire dans le futur.
Merci à tous mes collègues, plus particulièrement à Kerstin Bellmann et Philippe St-Pierre pour m’avoir supervisé et grandement aidé tout au long de mon Doctorat. À Bruno Marcotte, Patricia Mitchell, Marie-Julie Dubois et Michael Schwab pour leurs assistances techniques et scientifiques, à Geneviève Pilon pour sa passion pour la recherche et ses niaiseries. Un énorme merci aussi aux techniciennes qui m’ont aidé avec mes nombreux procotoles d’animaux. Merci également à tous les étudiants et stagiaires postdoctoraux du laboratoire pour leur aide autant scientifiquement que socialement. Merci aussi au Dr. Mathieu Laplante pour ta collaboration et pour m’avoir appris beaucoup de chose sur mTOR. Je voudrais remercier aussi Nicolas Smadja-Lamère pour ses qualités et nos discussions scientifiques. Vous avez tous participé plus que vous pensez au succès de cette thèse. Je garderai un souvenir très heureux de vous avoir côtoyés et je me considère privilégié d’avoir appris à connaitre chacun d’entre vous.
xiii
J’ai également eu la chance de faire un stage au Brésil à l’Université de Campinas et je voudrais remercier le Dr. Anibal E. Vercesi de m’avoir si bien accueilli dans son laboratoire. Cette expérience fut très enrichissante et formatrice pour ma carrière. Je n’oublierai jamais ce séjour chez vous. Merci également à Alessandro Salerno de m’avoir permis de bien m’intégrer à la culture et au milieu scientifique brésilien. Un énorme merci à Mauro Sola-Penna, Patricia Zancan et Gigi pour m’avoir fait visiter Rio de Janeiro !
J’aimerais aussi remercier les membres du jury qui ont pris le temps de réviser cette thèse soit Dr. Yves Deshaies, Dr. André Tchernof et Dre Julie St-Pierre. Merci également au Fonds de Recherche du Québec – Santé et Diabète Québec pour leur support financier à mes travaux de recherche publiés dans cette thèse.
Plus proche de moi, j’aimerais remercier ma mère Johanne, ma grand-mère Lucette, mon père Wing, mon frère Samuel, ma sœur Jennifer, Jean-Michel, Alycia et Benjamin pour m’avoir toujours soutenu malgré les absences et la distance. Je suis très chanceux de vous avoir dans ma vie. Merci aussi à mes beaux-parents, Gertrude et Marc. J’aimerais remercier également tous mes amis qui m’ont aidé, plus qu’ils ne le pensent au succès de cette thèse. Que ce soit par les activités, les partys ou encore le sport, vous avez contribué à ce que je garde un équilibre de vie durant ce doctorat.
L’écriture de cette thèse et ce doctorat a été possible grâce à la personne qui compte le plus à mes yeux soit celle qui partage ma vie depuis déjà 14 années, Anne-Marie. C’est vrai que le temps du Bal des Finissants est déjà très loin, mais si nous avons parcouru tout ce chemin ensemble c’est parce que tu es une personne exceptionnelle et forte. Ton support indéfectible dans les moments plus difficiles m’a aidé à garder le cap et surtout à poursuivre ma passion pour la recherche. J’ai la chance d’avoir une amoureuse qui est aussi une partenaire dans tout ce que j’entreprends et avec qui je partage toutes mes passions incluant la science. Ton amour, tes encouragements et ton opinion, qui ont une valeur inestimable pour moi, m’ont donné la force d’affronter tous les problèmes et je suis certain qu’ils continueront de le faire jusqu’à la fin, lorsque nous serons des petits vieux…
xiv
Avant-propos
Le présent ouvrage est déposé à la Faculté des études supérieures de l'Université Laval pour l'obtention du diplôme de Philosophiae Doctor ès Sciences (Ph.D.). Cette thèse porte sur le rôle des kinases mTORC1/S6K1 et RSK dans la régulation de la signalisation de l’insuline et du métabolisme énergétique. La thèse comprend une introduction générale qui discute de la problématique actuelle de l’épidémie d’obésité et de diabète de type 2, ainsi que de l’importance de la voie mTORC1/S6K et RSK dans la régulation de la signalisation de l’insuline et la régulation du métabolisme énergétique dans différents tissus. L’introduction dresse également un portrait général des découvertes récentes sur la voie de signalisation mTORC1/S6K et RSK et de leurs implications dans le métabolisme. On y retrouve également une description détaillée des mécanismes périphériques qui gouvernent le métabolisme énergétique et celui du glucose. Les chapitres I, II et III forment le corps de l’ouvrage et exposent certaines découvertes en lien avec les sujets sur lesquels j’ai eu le plaisir de travailler à travers mes études graduées. Ces chapitres sont sous forme d'articles scientifiques rédigés en anglais. Les chapitres I et III sont déjà publiés dans des journaux scientifiques tels qu'ils ont été présentés aux éditeurs en vue de leur publication. Cependant, le chapitre II est toujours en préparation en vue d’une soumission prochaine. Ces ouvrages scientifiques sont suivis d’une discussion générale appuyée de perspectives de recherche pertinentes en lien avec la littérature la plus récente.
xv
Articles
ǂ Articles présents sous forme de Chapitre dans cette thèse Articles publiés
ǂSmadja-Lamère N.*, Shum M.*, Déléris P., Roux PP., Abe JI. and Marette A. Insulin activates the p90 S6 kinase RSK to trigger a new negative feedback loop to regulate insulin signalling for glucose metabolism. J Biol Chem. 2013 Oct 25;288(43):31165-76 * Co-premier auteurs
Xu E, Forest MP, Schwab M, Avramoglu RK, St-Amand E, Caron AZ, Bellmann K, Shum M, Voisin G, Paquet M, Montoudis A, Lévy E, Siminovitch KA, Neel BG, Beauchemin N, Marette A. Hepatocyte-specific Ptpn6 deletion promotes hepatic lipid accretion, but reduces NAFLD in diet-induced obesity: Potential role of PPARγ, Hepatology. 2014 May;59(5):1803-15.
ǂShum M., Bellman K, St-Pierre P and Marette A., Pharmacological inhibition of S6K1 increases glucose metabolism and Akt signalling in vitro and in diet-induced obese mice, Diabetologia, 2016 Mar;59(3):592-603
Articles en preparation
Shum M., Bosoi C., Lachance D., Le Quang K., Laplante M. and Marette A. DEPTOR overexpression prevent cardiac dysfunction induced by high-fat-diet in mice.
ǂShum M., Bellemare V., Bosoi C. and Marette A. PF-4708671 regulates cellular energy homeostasis by inhibiting both S6K1 and mitochondrial complex I activity
1
I-Introduction
1.1 Le syndrome métabolique
Le syndrome métabolique est par définition un regroupement de facteurs de risque qui augmentent les probabilités de maladies cardiovasculaires et de diabète de type 2 chez un individu. Ces facteurs de risque comprennent l’obésité abdominale (circonférence de la taille élevée), un taux élevé de triglycérides, un taux faible de cholestérol à lipoprotéine de haute densité (HDL), des LDL de petites tailles et denses, un profil prothrombotique et pro-inflammatoire, une hyperglycémie à jeun et une tension artérielle élevée. Les résultats de l’Enquête canadienne sur les mesures de la santé (ECMS) menée de 2012 à 2013 révèlent qu’environ 21 % des adultes de 18 à 79 ans sont atteints du syndrome métabolique. Plus précisément, le syndrome métabolique correspond majoritairement à un débalancement entre l’apport calorique (nutrition) et la dépense énergétique (sédentarité). En effet, le syndrome métabolique est associé à un apport énergétique plus important ce qui induit, bien souvent, l’obésité et qui est grandement influencé par des facteurs génétiques et environnementaux. De plus, cet excès d’apport calorique chronique est également associé à des pathologies vasculaires et inflammatoires qui contribuent à l’augmentation de la formation des plaques athéromateuses augmentant ainsi le risque de maladies cardiovasculaires.
L’un des médiateurs importants des dommages tissulaires et du dysfonctionnement des organes que l’on retrouve dans le syndrome métabolique est la lipotoxicité (1-3). Elle survient lorsque les dépôts, majoritairement les tissus adipeux, ne peuvent plus stocker de façon adéquate l’excès de lipides ingérés ce qui crée un débordement des lipides vers les tissus non adipeux tels que le foie, les muscles squelettiques, le pancréas et le cœur. Ainsi, l’accumulation de gras ectopique dans les organes maigres (foie, muscles, pancréas et cœur) entraine une dysfonction de ces organes. Parmi les effets engendrés par la lipotoxicité, on y retrouve une hyperlipidémie, l’accumulation de métabolites lipidiques toxiques, une résistance à l’insuline, une diminution de la sécrétion d’insuline, une mauvaise utilisation des substrats énergétiques et l’inflammation qui contribuent à la dysfonction des organes et au développement du syndrome métabolique (Figure 1).
2
Figure 1 : Interaction entre le tissu adipeux et les macrophages dans le développement de la lipotoxicité.
L’interaction entre les adipocytes et les macrophages entraine une dysfonction métabolique favorisant la lipotoxicité. Les facteurs génétiques et environnementaux (ex. : surplus énergétique chronique) influencent la biologie des adipocytes menant à l’hypertrophie et l’hypoxie des adipocytes ainsi qu’une réponse du stress du réticulum endoplasmique (ER stress). Ces effets induisent l’activation de voies inflammatoires (JNK et NF-κB) et éventuellement la nécrose des adipocytes qui stimulent la relâche d’adipokines et d’hormones qui recrutent les macrophages. Les macrophages activés dans le tissu adipeux sécrètent plusieurs cytokines qui induisent une résistance à l’insuline, une diminution du captage de lipides et une augmentation de la lipolyse. Ainsi le tissu adipeux résistant à l’insuline crée un débordement des lipides vers les tissus maigres tels que le foie, le muscle squelettique, le pancréas, le cœur et les celles endothéliales. L’accumulation de lipides dans ces tissus induit une altération de leurs fonctions et augmente le risque d’évènements cardiovasculaires. CHF (Congestive heart failure), CRP (C-reactive protein), HGP (hepatic glucose production), IL-6 (interleukin-6), JNK (c-Jun N-terminal kinase), NAFLD (nonalcoholic fatty liver disease), NASH (nonalcoholic
steatohepatitis), NF-κΒ (nuclear factor-κΒ), T2DM (type 2 diabetes mellitus), TNF-α (tumour necrosis factor-α). (Adapté de (4))
1.1.1 L’obésité
L’obésité est fondée sur l'indice de masse corporelle (IMC), qui est une mesure qui tient compte à la fois du poids et de la taille (IMC = poids (kg) / taille (m2)) et qui est facilement
utilisée en clinique. C’est avec l’IMC que les gens sont classés en surpoids ou obèses et dont les valeurs de ces catégories ont été déterminées selon le risque cardiovasculaire
3
associé à l’IMC (5). En 2014, Statistique Canada a publié des données canadiennes sur l’obésité reposant sur l'IMC provenant du poids et de la taille autodéclarés. Lorsque l’on combine les personnes obèses et les personnes faisant de l’embonpoint, 61,8 % des hommes (8,2 millions) et 46,2 % des femmes (6,1 millions) présentaient un excédent de poids.En 2014, environ un jeune sur quatre de 12 à 17 ans faisait de l’embonpoint ou était obèse. De plus, selon l’Organisation Mondiale de la Santé, 39% de la population mondiale était en surpoids en 2014. Selon les estimations, 51% de la population mondiale sera obèse d’ici 2030 ce qui en fait un problème de santé et socioéconomique d’envergure internationale (6).
L'obésité est une composante importante du syndrome métabolique et c’est un facteur de risque pour de nombreuses maladies chroniques, en particulier les maladies cardiovasculaires et le diabète de type 2. Plusieurs facteurs peuvent augmenter la prévalence de l'obésité tels que la sédentarité, les mauvaises habitudes alimentaires, le tabagisme, le statut social et l’embonpoint. L’obésité est caractérisée, entres autres, par une capacité d’extension du tissu adipeux blanc qui consiste en une hyperplasie et une hypertrophie des adipocytes (3). Le tissu adipeux blanc est non seulement le principal tissu d’entreposage des lipides, mais c’est également un tissu qui régule l’homéostasie énergétique. Lorsque ce tissu commence à atteindre sa capacité maximale d’entreposage, une inflammation et une résistance à l’insuline s’installent contribuant aux débordements des lipides vers des tissus maigres (Figure 1) (3, 7). Par ailleurs, le tissu adipeux blanc comprend plusieurs dépôts dans différentes régions du corps humain. Parmi les plus importants, il y a le tissu adipeux sous-cutané et intra-abdominal (viscéral). Il est bien connu depuis quelques années que les risques cardiovasulaires associés à l’obésité sont plutôt reliés à la distribution de la masse adipeuse que le poids total de la masse adipeuse. Plusieurs études ont montré aussi que c’était plutôt le tissu adipeux viscéral qui était associé à une augmentation du risque cardiovasculaire que le tissu adipeux sous-cutané.
1.1.2 Le diabète de type 2
L’évolution du diabète de type 2 est caractérisée par une progression lente sur plusieurs décennies menant à une intolérance au glucose suivi d’une hyperglycémie postprandiale, puis à un stade plus avancé, d’une hyperglycémie à jeun. Elle est, entre autres, caractérisée
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par une diminution de la capacité du pancréas à sécréter de l’insuline en réponse au glucose (GSIS) ainsi qu’une résistance à l’insuline dans plusieurs tissus tels que le muscle squelettique, le foie et les tissus adipeux. La résistance à l’insuline se décrit comme une diminution de l’action de l’insuline dans les tissus périphériques et est une étape prédiabétique (voir section 1.2.5). Ainsi, le pancréas peut augmenter la sécrétion d’insuline pour compenser la perte de son efficacité et maintenir une glycémie normale. Ces effets sont donc associés à une hyperglycémie causée par une incapacité des niveaux d’insuline à augmenter suffisamment le transport du glucose dans les tissus périphériques et à diminuer la production hépatique de glucose. L’hyperglycémie est responsable de plusieurs effets néfastes du diabète dont des complications microvasculaires telles la rétinopathie, la néphropathie, la neuropathie diabétique et pouvant mener jusqu’à l’amputation des membres inférieurs (8). Elle est également associée à des complications macrovasculaires tels l’athérosclérose, les maladies coronariennes et les accidents cérébrovasculaires (8). La recherche des dernières décennies nous suggère que la cause exacte du diabète de type 2 est multifactorielle et très complexe. Selon la Fédération Internationale du Diabète (IDF), 415 millions de personnes étaient atteintes du diabète en 2015 et jusqu’à 642 millions d’ici 2040 pourraient en souffrir.
1.2 L’insuline et le métabolisme
1.2.1 L’insuline
L’une des composantes importantes du diabète de type 2 est l’hormone insuline. L’insuline est une hormone qui fut découverte au départ par la recherche d’une substance liant le pancréas au diabète mellitus « sucré ». L’extraction et la purification de cette hormone furent possibles grâce à la collaboration des chercheurs canadiens Frédéric Banting, Charles Best, J.J.R. MacLeod et James Collip en 1920-1922 (9). Fédéric Banting et J.J.R. MacLeod reçurent même un prix Nobel de physiologie ou médecine en 1923 pour leurs travaux sur la découverte de l’insuline. Par la suite, la majorité des travaux scientifiques portant sur l’insuline ont concerné la formulation et différents modificateurs de l’action de l’insuline. L’insuline est surtout connue pour sa capacité à diminuer la glycémie sanguine. En 1950, Levine et collègues ont montré que l’effet de l’insuline sur l’utilisation du glucose était causé par une augmentation de la perméabilité membranaire au glucose (10). 20 ans plus
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tard, en 1971, c’est au tour du groupe de Roth de faire une importante avancée en découvrant le récepteur à l’insuline (11). Ces découvertes importantes menèrent donc à l’étude d’un nouveau domaine de recherche c’est-à-dire les effets moléculaires de l’insuline. Depuis, l’insuline a été démontrée comme jouant un rôle métabolique important dans la glycolyse, la synthèse du glycogène, la lipogenèse et la gluconéogenèse hépatique. La concentration de glucose plasmatique est maintenue à l’équilibre en fonction de la quantité qui entre dans la circulation (taux d’apparition) et la quantité qui est éliminée ou utilisée par les tissus (taux de disparition). Il y a trois sources majeures de glucose soit l’absorption intestinale provenant des repas, la glycogénolyse ou la gluconéogenèse. La glycogénolyse consiste en la production de glucose causée par le clivage des molécules de glycogène alors que la gluconéogenèse est la réaction inverse de la glycolyse qui consiste à produire du glucose à partir principalement de pyruvate, lactate et de certains acides aminés. La glycogénolyse et la gluconéogenèse sont en partie dépendantes du glucagon, une hormone produite par les cellules α du pancréas. Durant les premières heures de jeûne, la glycogénolyse est la première source de glucose disponible puis la gluconéogenèse hépatique participe au maintien de la glycémie lors de jeûne plus prolongé. Le glucagon favorise ces processus afin de rendre disponible le glucose aux autres tissus lors du jeûne (12). À l’inverse, l’insuline favorise le captage de glucose dans les tissus périphériques et active la glycolyse afin d’augmenter la synthèse de glycogène et l’oxydation du glucose pour produire de l’énergie (12). De plus, l’insuline inhibe également la gluconéogenèse hépatique (12). L’insuline est donc une hormone importante pour la régulation physiologique du métabolisme du glucose.
1.2.2 Les effets de l’insuline dans le muscle squelettique
Le muscle squelettique est le principal tissu captant du glucose induit par l’insuline. Des sujets sains soumis à un clamp euglycémique-hyperinsuliémique ont montré qu’environ 80% du captage du glucose stimulé par l’insuline était situé au niveau des muscles squelettiques (13, 14). En comparaison, seulement 10% du glucose est capté par le tissu adipeux après un repas (14). L’insuline stimule le transport du glucose dans le muscle squelettique via le transporteur du glucose 4 (GLUT4, voir section 1.3.2). Le muscle utilise le
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glucose capté comme source d’énergie (via la glycolyse) ou l’emmagasine sous forme de glycogène. Indépendamment de l’insuline, le transport de glucose dans le muscle squelettique peut également être stimulé par la contraction musculaire et l’exercice (15-18). 1.2.3 Les effets de l’insuline dans le foie
Le foie est un autre organe régulé par l’insuline. En effet, l’insuline stimulée par la prise alimentaire inhibe la production hépatique de glucose et la glycogénolyse (19). En effet, l’insuline diminue la gluconéogenèse hépatique en diminuant l’expression de deux enzymes clés soit la G6Pase (glucose-6-phosphatase) et PEPCK (phosphoenolpyruvate carboxykinase) (20). À l’opposé, lors d’un jeûne, l’insuline plasmatique diminue alors que le glucagon augmente favorisant ainsi la production de glucose hépatique. L’insuline joue également un rôle important sur le métabolisme lipidique hépatique en stimulant la lipogenèse et l’estérification des acides gras pour être stockée sous forme de triglycérides. En plus d’être un organe important pour l’homéostasie énergétique, le foie est le site principal de la clairance de l’insuline. En effet, 80 % de l’insuline est éliminé par le foie et le reste est éliminé en partie par les reins et les muscles squelettiques (21). Par ailleurs, une diminution de la clairance de l’insuline hépatique est observée chez les patients intolérants au glucose, les obèses et ceux présentant une stéatose hépatique non alcoolique (NAFLD) ce qui contribue à une augmentation des niveaux plasmatiques d’insuline (22).
1.2.4 Les effets de l’insuline dans le tissu adipeux
Bien que la principale fonction du tissu adipeux soit de stocker des lipides sous forme de triglycérides, plusieurs découvertes récentes ont montré que le tissu adipeux sécrète plusieurs hormones, cytokines et adipokines qui influencent l’homéostasie énergétique et la résistance à l’insuline (23). Tout comme dans le muscle squelettique, l’insuline stimule le captage de glucose dans les tissus adipeux via GLUT4. La glycolyse induite par l’insuline augmente la formation de glycérol-3-phosphate qui est estérifié avec des acides gras libres pour former des triglycérides. L’insuline augmente également le captage des acides gras au niveau du tissu adipeux en augmentant l’activité de la lipoprotéine lipase (LPL) qui hydrolyse les triglycérides provenant des very low density lipoprotein (VLDL) et des chylomicrons. À l’inverse, l’insuline inhibe également la lipolyse (l’hydrolyse des
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triglycérides) dans le tissu adipeux en inhibant la lipase hormono-sensible (HSL) favorisant ainsi la lipogenèse.
1.2.5 La résistance à l’insuline
Comme mentionné plus haut, l’insuline est une hormone très importante dans la régulation de l’homéostasie énergétique. Cependant, différentes perturbations métaboliques chroniques peuvent entrainer une diminution de son action comme une surexposition à des quantités élevées de nutriments, l’accumulation de lipides ectopiques et l’inflammation. La résistance à l’insuline apparait lorsque les principaux tissus cibles de l’insuline ne réussissent pas à répondre à un niveau normal d’insuline. Ainsi, pour une même concentration d’insuline les effets induits par l’insuline comme le captage de glucose sont moindres chez un individu résistant à l’insuline. Afin de contrer l’augmentation de la glycémie, la concentration élevée de glucose stimule la sécrétion d’insuline par les cellules β du pancréas ce qui entraine une hyperinsulinémie. Dans des situations d’hyperglycémie chronique, les cellules β vont compenser ces élévations de glucose sanguin par une sécrétion plus importante d’insuline jusqu’à épuisement des stocks d’insuline de ces cellules, ce qui entrainera une diminution de la masse et éventuellement l’apoptose des ilots de Langerhans (ilots composés de cellules β). Dès lors, le pancréas ne pourra plus sécréter suffisamment d’insuline pour contrôler la glycémie ce qui contribuera de manière plus importante à l’hyperglycémie et à la glucotoxicité (24, 25).
La résistance à l’insuline est associée avec une augmentation de la production hépatique de glucose et une diminution du captage de glucose musculaire. Elle contribue également à diminuer le captage d’acide gras et à augmenter la lipolyse du tissu adipeux favorisant ainsi la lipotoxicité et le dépôt de lipides ectopiques notamment au niveau du foie, mais aussi dans les muscles squelettiques et cardiaques (2, 4) (Figure 1). Par ailleurs, la résistance à l’insuline est impliquée dans une variété de pathologies incluant l’obésité, l’hypertension, l’infection chronique, les maladies cardiovasculaires et elle est une étape précoce dans le développement du diabète de type 2 (2, 26).
1.3 La signalisation de l’insuline
L’action de l’insuline passe par un récepteur de type tyrosine (Tyr) kinase qui peut aussi être activé par l’IGF-1 (Insulin growth factor). L’activation du récepteur à l’insuline joue
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un rôle important dans la prolifération, la survie cellulaire, la synthèse de protéines, le transport du glucose, la lipogenèse, la gluconéogenèse et la synthèse de glycogène (figure 2). Mécanistiquement, la liaison de l’insuline à son récepteur entraine une autophosphorylation de la partie intracellulaire du récepteur qui à son tour va phosphoryler les substrats intracellulaires de l’insuline IRS (insulin receptor substrate) dont IRS1-6, qui vont servir de site d’arrimage pour d’autres protéines possédant des domaines SH2 (Src-homology 2) et qui vont activer à leur tour différentes voies de signalisation. Parmi celles-ci, la voie de la PI3K (phosphoinositol 3-kinase)/Akt et la voie des MAPK (mitogen-activated protein kinases) ont été le plus étudié.
Figure 2 : La voie de signalisation activée par l’insuline et IGF-1 (insulin growth factor).
L’activation des récepteurs à l’insuline et d’IGF-1 par leurs ligands amorce une cascade de phosphorylation. Suite à la liaison des ligands à leurs récepteurs, un changement de conformation des récepteurs ainsi qu’une autophosphorylation est induite et mène au recrutement des substrats des récepteurs tels que les protéines IRS et Shc. Shc active la voie RAS-MAPK alors que les protéines IRS activent la voie PI3K-Akt par le recrutement et l’activation des protéines PI3K. L’activation de la PI3K génère le second messager PIP3 qui, attaché à la membrane plasmique, permet le recrutement et l’activation de PDK1 qui active à son tour Akt et les PKC atypiques. Akt participe à la plupart des effets métaboliques de l’insuline régulant le transport de glucose, la synthèse de lipides, la synthèse de protéines, la gluconéogenèse et la synthèse de glycogène. Akt
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joue aussi un rôle important dans le cycle cellulaire et la survie cellulaire. La voie Shc-Grb2-Sos-Ras-Raf-MAPK contrôle la prolifération cellulaire et la transcription de plusieurs gènes. (Adapté de (27))
Les protéines PI3K sont activées suite à leur liaison aux protéines IRS qui elles-mêmes sont liées aux récepteurs de l’insuline actifs via leur domaine SH2 (Figure 2). Une fois activés, les PI3K phosphorylent la PIP2 (phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate) afin de générer un second messager la PIP3 (phosphatidylinositol 4,5-triphosphate).Par la suite, PIP3 permet le recrutement de Akt à la membrane plasmique via son domaine PH (pleckstrin homology) où elle est activée par une série de phosphorylations dont les plus étudiées sont les Thr308 et Ser473. La phosphorylation du site Thr308 est initiée par la PDK1 (3-phosphoinositide-dependent protein kinase 1) (28) alors que la Ser 473 est principalement phosphorylée par le complexe de protéines mTORC2 (mechanistic target of rapamycin complex 2, décrit à la section 1.4.2 (29). La phosphorylation du site Thr308 augmente l’activité d’Akt d’environ 30 fois, mais elle nécessite la phosphorylation de la Ser473 pour être complètement active (30).
Akt phosphoryle plusieurs substrats dont TSC2 (tuberous sclerosis complex 2), PRAS40 (proline-rich Akt substrate of 40 KDa), GSK3β (glycogen synthase kinase 3β) et FoxO (forkhead box class O) (Figure 2). En régulant le complexe de protéines TSC et PRAS40, Akt active mTORC1 (mechanistic target of rapamycin complex 1). Premièrement, le complexe TSC est un complexe qui régule négativement la petite GTPase RHEB (Ras homolog enriched in brain) nécessaire à l’activation de mTORC1. Ce complexe est composé de TSC1, TSC2 et TBC1D7. Afin de réguler le complexe TSC, Akt phosphoryle directement 5 résidus de TSC2 (S939, S981, S1130, S1132 et T1462) (31-33). Une fois phosphorylée par AKT, TSC2 est inhibé ce qui l’empêche d’inactiver RHEB permettant ainsi à RHEB d’activer mTORC1 (Figure 3). Plusieurs rôles régulés par la voie PI3K/Akt telles la croissance, la prolifération et la survie cellulaire, sont également régulés en partie par l’activation de la voie mTORC1. En effet, mTORC1 est connu pour jouer un rôle majeur dans la synthèse protéique en activant deux de ses substrats 4E-BP1 (eukaryotic initiation factor 4E (eIF4E)-binding proteins) et S6K (p70 ribosomal S6 kinase) (voir section 1.5). 4E-BP1 facilite le recrutement de la petite sous-unité ribosomale (40S) à l’extrémité 5’ de l’ARN (34, 35) alors que S6K1 augmente la biogenèse des ribosomes et
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active la traduction protéique (36). Deuxièmement, Akt peut également activer mTORC1 en inhibant l’interaction entre Raptor et PRAS40 (proline-rich Akt substrate of 40 KDa), un inhibiteur endogène de mTOR (37). PRAS40 interagit avec Raptor, une sous-unité du complexe mTORC1, inhibant ainsi son interaction avec ses substrats.
La GSK3β est connue pour inhiber la glycogène synthase. Or Akt inhibe GSK3β favorisant donc la synthèse de glycogène (38). GSK3β est également important dans la croissance cellulaire en inhibant la voie Wnt/β-caténine ce qui stimule la dégradation de la β-caténine (39). La β-caténine semble jouer un rôle important dans l’hypertrophie des muscles squelettiques agissant comme un facteur de transcription (40). Cette kinase a aussi été montrée pour inhiber la traduction de l’ARNm en bloquant l’activité de eukaryotic initiation factor 2B (eIF2B) suggérant que GSK3β pourrait réguler la synthèse protéique.
De plus, Akt phosphoryle négativement FOXO, l’empêchant de transloquer au noyau et agir comme facteur ou cofacteur de transcription (41). FOXO est connu pour augmenter la transcription de gènes impliqués dans la gluconéogenèse hépatique (voir section 1.3.3) (42-44). Ainsi, l’insuline et l’activation subséquente de la voie PI3K/Akt inhibe FOXO permettant la réduction de l’expression des gènes de la gluconéogenèse hépatique (43). Par ailleurs, Akt stimule aussi la lipogenèse de novo par plusieurs mécanismes, dont l’activation de la voie mTORC1, mais aussi directement par l’inhibition de INSIG2 (Insulin induced gene 2), un suppresseur de l’activité du SREBP1c (sterol regulatory element-binding-protein 1c) qui régule positivement la lipogenèse (45).
Alternativement à la voie PI3K/Akt, l’insuline stimule aussi la voie des MAPK qui est activée par l’interaction entre la molécule adaptatrice Grb2, SOS (son-of-sevenless) et les protéines IRS. En effet, Grb2 et SOS vont permettre le recrutement de shc (Src-homology-2-containing protein) et de Gab1 (Grb2-associated binder-1) qui vont activer la petite GTPase Ras qui à son tour pourra activer la cascade d’activation de MEK/ERK. La voie MEK/ERK est connue pour son rôle important dans la prolifération et la croissance cellulaire (Figure 2)(27).
11 1.3.1 Les boucles de rétrocontrôle négatif
La voie PI3K et MAPK sont régulées par l’insuline, mais également par les protéines de la cascade de signalisation qui vont assurer un rétrocontrôle intracellulaire notamment en inhibant les protéines IRS tout en amont de la cascade de signalisation (Figure 3). Une phosphorylation en sérine/thréonine (Ser/Thr) du récepteur à l’insuline et des IRS est associée à une diminution de l’activité de ces protéines alors qu’une phosphorylation en tyrosine des IRS et du récepteur à l’insuline est associée à une activation de ces protéines (46-49). Plusieurs des protéines assurant un rétrocontrôle négatif sur la signalisation de l’insuline sont des protéines en aval de PI3K telles que la aPKC (protéine kinase C atypique), ERK1/2, mTOR et S6K1 (50). En effet, mTORC1 et S6K1 peuvent phosphoryler certains résidus sérine/thréonine d’IRS inhibant l’activation des protéines IRS et par conséquent l’activité d’Akt. mTORC1 phosphoryle IRS1 sur les Ser636, Ser312, Ser616 (51-53) et S6K1 phosphoryle IRS1 sur les Ser307, Ser527, Ser270, Ser1101 (53-55). De plus, mTORC1 peut aussi diminuer l’interaction entre les protéines IRS et le récepteur à l’insuline via GRB10 (growth factor receptor binding protein 10) (56). Additionellement, S6K1 a été montré pour également phosphoryler Sin1, une composante essentielle de mTORC2, sur la Thr86 et la Thr398 ce qui induit la dissociation du complexe mTORC2 et donc son inactivation (57). S6K1 peut aussi phosphoryler rictor sur la Thr1135 (58), mais ce site ne semble pas affecter l’activité kinase de mTORC2 (59, 60). Ainsi mTORC1, S6K1, ERK1/2 et aPKC vont diminuer l’activité du récepteur à l’insuline par sa phosphorylation en Ser/Thr, stimulant ainsi son internalisation et sa dégradation (61-64).
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Figure 3 : Boucle de rétro-inhibition induite par mTORC1/S6K1 et ERK sur la voie PI3K/Akt.
Suite à l’activation du récepteur à l’insuline, la voie PI3K-Akt est activée et stimule l’activation des protéines mTORC1, S6K1 et les PKC atypiques. L’activation du récepteur à l’insuline stimule également la voie des MAPK dont ERK et RSK font partie. À la fois, mTOR, S6K1, ERK et les PKC atypiques régulent la signalisation de l’insuline en médiant une boucle de rétrocontrôle négatif en phosphorylant les résidus Ser d’IRS-1. De plus, S6K1 est également connu pour réguler négativement l’activité de mTORC2 en phosphorylant Rictor et Sin1. (Adapté de (58))
Par ailleurs, plusieurs de ces voies sont aussi activées par des facteurs qui induisent ou favorisent la résistance à l’insuline comme; la tumour necrosis factor-α (TNF-α) (65), les acides gras non estérifiés (NEFA) (66, 67), les acides aminés (68-70), le stress oxydatif cellulaire (71, 72) et l’angiotensine II (73, 74). Plusieurs études ont également montré chez des modèles animaux ou humains résistants à l’insuline qu’une signalisation de l’insuline défectueuse était le plus souvent due à des perturbations posttraductionnelles induites, entres autres, par mTORC1 et S6K1 (55, 69).
13 1.3.2 Le rôle d’Akt dans le transport du glucose
La famille d’Akt est composée de trois isoformes d’Akt (1,2,3) ayant chacun leur propre gène d’expression (75). Malgré leur forte homologie et des rôles similaires, les modèles génétiques de délétions de chacune des isoformes ou des délétions de deux isoformes d’Akt ont révélé que Akt1 jouait un rôle important dans la survie cellulaire, alors qu’Akt2 est important pour le métabolisme du glucose puisque les souris Akt2 KO sont diabétiques et qu’Akt3 est important pour le développement du cerveau (76). Ainsi, la voie PI3K/Akt est importante non seulement pour la croissance et la prolifération cellulaire, mais également pour le contrôle du métabolisme énergétique.
Parmi les rôles d’Akt dans le contrôle du métabolisme énergétique, l’induction de l’entrée de glucose cellulaire est l’un des rôles d’Akt les plus étudiés. L’insuline active Akt et permet ainsi la translocation du GLUT4 (Glucose Transporter 4) à partir des vésicules intracellulaires vers la membrane plasmique dans les adipocytes et les cellules musculaires (77-79). Au niveau du foie, c’est plutôt GLUT2 qui assure l’entrée et l’export de glucose (80). Pour ce faire, Akt régule la protéine AS160 (Akt substrate of 160 kDa), aussi connue sous le nom TBC1D4 (Figure 4) (81). La AS160 maintient la Rab-GTPase inactive ce qui retient les vésicules intracellulaires contenant les GLUTs dans le cytosol. Une fois que l’insuline stimule l’activation d’Akt, Akt inactive AS160 ce qui augmente l’activité de la Rab-GTPase permettant ainsi aux vésicules de fusionner avec la membrane plasmique et augmenter le nombre de transporteurs de glucose à la membrane cellulaire (Figure 4) (81, 82).
De plus, l’exercice peut également stimuler le captage de glucose indépendamment d’Akt via l’activation de l’AMPK (81). L’AMPK détecte le statut énergétique par le ratio cellulaire de AMP/ATP et elle peut également être activée par l’augmentation des niveaux de Ca2+ suite à la contraction musculaire. Selon les besoins, l’entrée de glucose sert à
produire de l’énergie (ATP) via la glycolyse et la phosphorylation oxydative mitochondriale qui est nécessaire à la croissance, la survie et les différentes fonctions tissulaires.
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Figure 4 : Activation du transport de glucose par l’insuline et la contraction dans le muscle.
L’insuline stimule Akt en activant à la fois PDK1 et mTORC2. Une fois Akt actif, il phosphoryle à son tour les protéines AS160 et TBC1D1 ce qui augmente la liaison de la protéine 14-3-3 à AS160/TBC1D1. Cette liaison inactive AS160/TBCBD1 et induit une inhibition de protéines Rab-GTPase ce qui favorise l’activation de Rab-GTP. La forme Rab-GTP stimule ensuite les vésicules contenant les transporteurs de glucose GLUT4 à fusionner avec la membrane plasmique augmentant ainsi la quantité de transporteurs à la membrane et le transport de glucose à l’intérieur de la cellule. L’épuisement des stocks d’énergie reflété par un ratio élevé d’AMP/ATP et l’élévation des concentrations intracellulaires de Ca2+ induits par la contraction musculaire mènent à l’activation de l’AMPK. L’AMPK est activée directement par un ratio élevé d’AMP/ATP ainsi que par la phosphorylation de la Thr172 d’AMPK par la LKB1 et la CaMKK (Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase kinase). Une fois l’AMPK activée, elle phosphoryle AS160 et TBC1D1 sur plusieurs sites et favorise également la translocation des transporteurs de glucose GLUT4 vers la membrane plasmique afin d’augmenter le transport de glucose. (Adapté de (81))
Alternativement, l’excès de glucose présent dans la circulation stimule son stockage hépatique sous forme de glycogène ou encore sous forme de triglycérides. En effet, le glucose peut être stocké sous forme de glycogène puise qu’Akt phosphoryle négativement la glycogen synthase kinase-3 (GSK-3) augmentant ainsi la synthèse de glycogène au niveau du muscle et du foie (83). De plus, le glucose peut également être stocké sous forme de triglycérides au niveau du tissu adipeux ou du foie en étant converti en glycérol via la glycérol-3-phosphate déshydrogénase (84).
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1.3.3 Le rôle d’Akt dans la production hépatique de glucose
Le foie participe de façon très importante au maintien de l’homéostasie énergétique en régulant, entre autres, la glycémie. La production de glucose provenant du foie consiste en l’activation de la gluconéogenèse, l’inverse de la glycolyse, à partir du pyruvate, du lactate, du glycérol et des acides aminés. La production hépatique de glucose est dépendante des niveaux circulants de nutriments et d’hormones. En effet, le jeûne induit une diminution des niveaux d’insuline et une augmentation du glucagon causant une augmentation de la production hépatique de glucose. Cette augmentation maintient les besoins énergétiques des différents organes. À l’inverse, après un repas, les niveaux circulant d’insuline augmentent en réponse aux nutriments, diminuant ainsi la production hépatique de glucose. De plus, certaines hormones de stress, tel que le cortisol, peuvent augmenter la gluconéogenèse via l’activation du GR (glucocorticoid receptor).
La production hépatique de glucose est activée notamment en contrôlant des enzymes clés de la gluconéogenèse telle que le G6Pase (glucose 6 phosphatase) et PEPCK (phosphoenolpyruvate carboxykinase) (Figure 5). Plusieurs facteurs de transcription régulent l’expression de ces enzymes dont CREB (cAMP response element binding protein), FoxOs (forkhead box class Os), HNF4α (hepatocyte nuclear factor 4 alpha), C/EBPα (CCAAT/enhancer-binding protein alpha) et qui sont régulés eux-mêmes par plusieurs cofacteurs comme CBP (CREB binding protein)/p300, CRTC2 (CREB regulated transcription co-activator 2), PGC-1α (peroxysome proliferator-activated receptor gamma co-activator 1 alpha) (Figure 5) (85).
L’insuline joue un rôle important dans l’inhibition de la gluconéogenèse hépatique en activant la voie PI3K/Akt. En effet, Akt phosphoryle négativement FOXO sur les sites Thr24, Ser256 et Ser319 (41). Ces phosphorylations empêchent FOXO de transloquer au noyau pour induire la transcription de certains gènes, dont PEPCK et G6Pase. Ainsi, l’activation de la voie PI3K/Akt au niveau du foie inhibe la gluconéogenèse hépatique, favorise la glycolyse et favorise également la synthèse de glycogène.
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Figure 5 : Régulation de la transcription des gènes de la gluconéogenèse hépatique lors du jeûne et en phase postprandiale.
(A) Lors d’un jeûne, la sécrétion pancréatique de glucagon augmente activant la PKA (protéine kinase A) qui phosphoryle CREB. De plus, PKA entraine également la déphosphorylation de CRTC2 en inhibant SIK (salt-induced kinase) et en activant les phosphatases PP2B et SMEK/PP4C. Une fois CREB et CRTC2 activés, ils transloquent au noyau et forment un complexe avec un co-activateur CBP/p300 afin d’activer la transcription de PGC-1α. Ensemble, CREB, CRTC2, PGC-α et FoxO1 régulent l’expression des enzymes de la gluconéogenèse PEPCK et G6Pase. (B) La prise alimentaire réduit la sécrétion de glucagon et augmente la sécrétion de l’insuline par le pancréas ce qui active la signalisation de l’insuline dans le foie. L’activation d’Akt par l’insuline induit l’activation de SIK ce qui stimule la phosphorylation de CRTC2 et induit la phosphorylation de FoxO1, empêchant leurs translocations au noyau. Puis, l’insuline augmente aussi l’activité des répresseurs de la transcription des gènes gluconéogéniques tels que SHP, DAX-1 et TCF7L2. (Adapté de
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1.4 mTOR
La protéine mTOR (mechanistic target of rapamycin) est une sérine (Ser)/thréonine (Thr) kinase qui est inhibée par la rapamycine (86). mTOR se retrouve dans deux complexes soit mTORC1 et mTORC2 qui ont chacun différentes sous-unités et différents substrats. mTORC1 est défini par l’interaction entre la kinase mTOR, la protéine d’échafaudage Raptor ainsi que PRAS40 (proline-rich Akt substrate 40kDa). À la fois mTORC1 et mTORC2 contiennent mLST8/GbL (mammalian lethal with Sec13 protein 8), Tti1/Tel2 (TELO2-interacting protein 1 homolog/telomere length regulation protein TEL2 homolog) qui sont nécessaires à l’assemblage du complexe et à sa stabilité ainsi que la protéine régulatrice DEPTOR. Finalement, mTORC2 est défini par les protéines Rictor, mSin1 et Protor-1/2 (Figure 6). Par ailleurs, les complexes mTOR agissent comme des éléments centraux où plusieurs signaux de facteurs de croissance, de nutriments et de stress convergent afin de réguler la croissance cellulaire et le métabolisme. L’activation de ces voies active des processus anaboliques et inhibe ceux qui sont cataboliques.
Figure 6 : Les complexes mTORC1 et mTORC2
La kinase mTOR est la composante catalytique centrale de mTORC1 et mTORC2. Les deux complexes ont à la fois des partenaires similaires et distincts, mais ils présentent des fonctions différentes (voir le tableau de la figure). (Adapté de (87))
18 1.4.1 mTORC1
Il y a plusieurs facteurs activant la voie mTORC1 soit les facteurs de croissance, les acides aminés, les lipides, le glucose, le statut énergétique et l’oxygène. L’activation de mTORC1 par l’insuline ou IGF-1 emprunte la voie canonique PI3K/Akt/TSC décrite à la section 1.3. L’activation d’Akt par l’insuline enlève l’inhibition du complexe TSC sur RHEB permettant ainsi à RHEB d’activer mTORC1 au niveau des lysosomes (Figure 7). L’activation de Rheb est contrôlée par les protéines GTPase (GAP) qui stimulent l’hydrolyse de la guanine triphosphate (GTP) en guanine diphosphate (GDP) alors que les guanine nucleotide exchange factors (GEFs) induit, à l’inverse, la dissociation de GDP pour le remplacer par le GTP (88). Le seul régulateur de l’activation directe de Rheb connu est le complexe TSC de par son activité GAP. En fait, le complexe TSC inhibe Rheb en favorisant sa conformation inactive, c’est-à-dire Rheb-GDP, ce qui l’empêche d’être reconverti en Rheb-GTP et ainsi activer mTORC1 (89, 90, 91, 92). Ainsi Rheb change constamment de conformation entre Rheb-GTP (actif) et Rheb-GDP (inactif) en fonction des différents stimuli. Afin d’activer mTORC1, Rheb-GTP interagit directement avec des membres du complexe mTORC1 soit mTOR, mLST8 et Raptor (93-95). De plus, de par sa spécificité, Rheb est nécessaire à l’activation de mTORC1 par la voie PI3K/Akt stimulée par l’insuline (Figure 7).
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Figure 7 : Régulation de l’activation de la voie mTORC1.
La voie mTORC1 est activée par les facteurs de croissance et l’insuline (voir section 1.3 pour plus de détails). À la fois, les voies de signalisation ERK et PI3K/Akt régulent l’activation de mTORC1 en régulant le complexe TSC à la surface des lysosomes (voir la section 1.4.1.1 pour plus de détails). (Adapté de (87)) 1.4.1.1 Tuberous sclerosis complex (TSC), un centre d’intégration régulant l’activité de mTORC1
Le complexe TSC agit comme un noyau pour intégrer plusieurs signaux tels que les niveaux d’énergie via la protéine AMPK (5' AMP-activated protein kinase), les facteurs de croissance, l’inflammation, les dommages à l’ADN et l’oxygène (Figure 8). En effet, le complexe TSC1/2 est inhibé par les facteurs de croissance qui activent ERK, RSK et Akt. De plus, l’inflammation active la voie mTORC1 en inhibant également TSC1/2 par l’activation de I kappa β kinase (IKKβ). La voie canonique Wnt peut aussi inhiber TSC1/2
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afin d’activer mTORC1 en enlevant l’inhibition que GSK3β exerce sur TSC1/2, alors que l’hypoxie par l’activation de REDD1 et le déficit d’énergie via l’activation de l’AMPK activent TSC1/2 afin d’inhiber mTORC1 (96). Récemment, deux autres voies non classiques d’activation de mTORC1 ont aussi été montrées, soit les voies Hippo et Notch, qui sont toutes deux impliquées dans la prolifération et la croissance cellulaires. En effet, la voie Hippo et son effecteur, en aval de cette voie YAP (Yes-associated protein), régule l’activation de mTORC1 et mTORC2 en augmentant l’expression du microARN miR-29 diminuant l’expression de la PTEN (Phosphatase and tensin homolog) (97, 98). Ainsi la voie Hippo empêche PTEN de convertir PIP3 en PIP2 ce qui augmente l’activation de la voie PI3K/Akt et mTORC1/2. L’autre voie non classique activant mTORC1 est la voie Notch où des ligands Delta et Jagged exprimés à la surface d’autres cellules lient les récepteurs Notch provoquant la libération d’un NICD (Notch intracellular domain) qui transloque ensuite au noyau pour agir sur la transcription de gènes (99). Des travaux ont montrés que la voie Notch augmente l’expression protéique de raptor et participe au développement de la stéatose hépatique (100, 101). Cependant, d’autres études seront nécessaires afin de bien évaluer l’impact de ces nouvelles voies de signalisation sur l’activation de mTORC1, notamment dans les pathologies ou mTORC1 est suractivé.
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Figure 8 : Les signaux en amont de mTORC1.
À la fois mTORC1 et mTORC2 sont contrôlés par des facteurs de croissance (a) et la voie Hippo (h) alors que mTORC1 est aussi régulé par l’inflammation (b), la voie de signalisation Wnt (c), l’hypoxie (d), les dommages à l’ADN (f) et le statut énergétique via la régulation de TSC1/2. mTORC1 est aussi activé par les acides aminés (g) à la surface des lysosomes. (Adapté de (102))
1.4.1.2 La régulation de mTORC1 par l’AMPK
L’AMPK est une protéine hétérotrimérique comprenant les sous-unités α, β, γ (Figure 9). Il y a deux isoformes α (α1 et α2) et β (β1 et β2). Alors que la sous-unité γ a trois isoformes (γ1, γ2, γ3). La sous-unité α est celle qui contient le domaine catalytique alors que les deux autres détectent les niveaux d’énergie. La sous-unité β peut se lier au glycogène (103) et la sous-unité γ interagit avec l’adenosine triphosphate (ATP), l’adenosine diphosphate (ADP) et l’adenosine monophosphate (AMP) (104). Ainsi les sous-unités β et γ détectent les niveaux d’énergie. Lorsque le glycogène se lie moins à l’AMPK et que l’ATP est remplacée par l’ADP, cela entraine l’activation de l’AMPK. En général, l’AMPK stimule les voies cataboliques afin de restaurer les niveaux d’énergie disponibles pour la cellule et diminue l’activité des voies anaboliques. L’AMPK peut aussi être activé par deux kinases
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soit par la CAMKK2(Ca2+/calmodulin-activated protein kinase kinase) qui est activée par l’augmentation des niveaux de calcium et par la LKB1 (liver kinase B1) qui assure une phosphorylation activatrice de base sur l’AMPK (Thr172) (105).
Une des voies anaboliques les plus importantes qui est inhibée par l’AMPK est la voie mTORC1. En effet, l’AMPK phosphoryle et active le complexe TSC sur la Thr1227 et la Ser1345 de TSC2 (106) inhibant ainsi mTORC1 comme décrit en détail à la section 1.4.1. L’AMPK peut aussi inhiber Raptor, une composante essentielle de mTORC1, en phosphorylant les résidus Ser722 et Ser392 ce qui inhibe l’activité de mTORC1 (107). Par conséquent, l’AMPK inhibe la régulation de mTORC1 sur la prolifération, la croissance cellulaire, la lipogenèse et l’autophagie. Parmi les autres rôles de cette kinase, l’AMPK régule aussi le métabolisme lipidique en diminuant la synthèse d’acides gras et en augmentant l’oxydation des lipides par l’inhibition de l’acetyl-CoA carboxylase 1 et 2 (ACC1/2) (Figure 9). En effet, ACC est responsable de la conversion de l’acétyl-CoA en malonyl-CoA. Ce dernier sert de point de départ à l’élongation des acides gras et inhibe également le transport d’acides gras vers la mitochondrie en inhibant la carnitine palmitoylransferase (CPT-1). En plus de réguler l’autophagie indirectement par l’inhibition de la voie mTORC1, plusieurs études ont récemment montré que l’AMPK active directement l’autophagie en régulant positivement ULK1 (108-115).
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Figure 9 : La régulation de l’AMPK et ses fonctions
L’AMPK est un régulateur important de la voie mTORC1/S6K1 en régulant positivement TSC1/2. L’AMPK est activé par de hauts ratios d’AMP/ATP et d’ADP/ATP qui sont induits par l’hypoglycémie, l’épuisement des substrats énergétiques et l’hypoxémie menant ainsi à l’activation de LKB1. CaMKKβ active AMPK en réponse à l’augmentation de Ca2+ intracellulaire. L’AMPK active les voies cataboliques comme l’oxydation des lipides via l’inhibition de ACC2 et l’autophagie via ULK1/2. À l’inverse, AMPK inhibe les voies anaboliques telles que ACC1 qui régulent la lipogenèse et mTOR qui contrôle la croissance cellulaire et la synthèse protéique. (Adapté de (116))
L’AMPK est régulé par le statut énergétique qui est représenté en partie par les ratios ATP/AMP. Ce ratio est, entre autres, modulé par la disponibilité des substrats énergétiques. Le glucose par la glycolyse et le cycle de Krebs augmente la production d’ATP et favorise un ratio élevé ATP/ADP ce qui inactive l’AMPK. Au départ, la modulation de l’activité de mTORC1 par le glucose était considérée comme étant induit seulement par l’AMPK (117). Cependant, de récents travaux suggèrent que l’hexokinase II, une enzyme importante de la glycolyse qui convertit le glucose en glucose-6 phosphate, interagit directement avec mTORC1 afin d’inhiber son activité (118). En fait, en absence de glucose, l’hexokinase II se lie à mTORC1 afin d’enlever son inhibition sur l’autophagie (Figure 10).
