Contribution à la réduction de l'impact environnemental du perméat de lactosérum via sa valorisation intégrale par un procédé d'électro-activation en solution : preuve du concept et analyse de la qualité du produit

Texte intégral

(1)Contribution à la réduction de l’impact environnemental du perméat de lactosérum via sa valorisation intégrale par un procédé d’électro-activation en solution: Preuve du concept et analyse de la qualité du produit Thèse. Amrane Djouab. Doctorat en sols et environnement Philosophiæ doctor (Ph. D.). Québec, Canada. © Amrane Djouab, 2019.

(2) Contribution à la réduction de l’impact environnemental du perméat de lactosérum via sa valorisation intégrale par un procédé d’électro-activation en solution: Preuve du concept et analyse de la qualité du produit. Thèse. Amrane Djouab. Sous la direction de : Mohammed Aider, directeur de recherche.

(3) RÉSUMÉ L'objectif de la présente thèse était de développer un nouveau procédé en vue de valoriser intégralement le perméat de lactosérum (WP) qui a un impact négatif important sur l'environnement en raison de sa forte demande biochimique et chimique en oxygène (DBO et DCO). Pour cela, le WP a été valorisé par isomérisation in situ de son lactose en lactulose prébiotique en utilisant la technologie d'électro-activation (EA) comme une nouvelle approche sans aucun prétraitement et/ou fractionnement en amont et en aval. Premièrement, les meilleures conditions d'isomérisation du lactose en lactulose en utilisant le WP comme source de lactose bon marché ont été déterminées. L'effet de l'intensité du courant électrique et du sel (CaCl2, KCl et MgCl2) sur la conversion du lactose en lactulose en utilisant des solutions de WP (6%, P/V) et de lactose pur (5%, P/V) ont été étudié. Le lactose a été converti en lactulose à un taux de 35,1% lorsque le KCl, une intensité de courant de 330 mA pendant 21 min d'EA ont été appliqués au WP; et 38,66% lorsque le KCl, une intensité de courant de 330 mA pendant 14 minutes ont été appliqué à une solution de lactose. L'utilisation de WP dans les compartiments central et cathodique sans addition de sel a donné un rendement de 39,78% de lactulose après 35 min d'EA à 330 mA. La microscopie électronique à balayage et le calcul de la résistance électrique globale du réacteur n'ont révélé aucun encrassement de la membrane. Deuxièmement, les solutions électro-activées cathodiques obtenues avec un rendement élevé en lactulose et les produits de réaction de Maillard induits (MRP) ont été soumis au séchage à trois températures (160, 180 et 200 °C) et leur activité antioxydante (AA) a été évaluée. Pour ce faire, l’AA a été évaluée par l'AA au DPPH, le pouvoir réducteur, le test au radical ABTS•+ et l’effet chélateur du fer. L'effet de la température de séchage sur l'AA du perméat de lactosérum électro-activé (EAWP) a également été évalué. Les données obtenues démontrent que l'EA améliore significativement l'AA du WP et que cette AA est principalement due aux MRP intermédiaires, comme le montre l'absorbance la plus élevée à 294 nm. De plus, les résultats ont montré que la température de séchage influençait significativement l'AA de l'EAWP. Enfin, l’effet de la concentration de poudre EAWP (EAWPP) obtenue (0%, 2%, 4% et 6%, P/P) sur l’oxydation des lipides et la stabilité de la couleur du bœuf haché stocké à 4 °C pendant 17 jours a été étudié. L'oxydation lipidique et l'apparence du bœuf haché ont été évaluées par la mesure des produits d'oxydation primaires (indice d'acide (AV) et de peroxyde (PV)) et secondaires (substances réactives à l'acide iii.

(4) thiobarbutirique, TBARS), ainsi que par la mesure de la couleur dans le système CIELAB après 1, 2, 3, 10 et 17 jours. Les résultats démontrent que l'EAWPP agit comme un antioxydant efficace sur les lipides de la viande. Les analyses de l’AV, de PV et de TBARS démontrent que la viande de bœuf hachée réfrigérée additionnée de la poudre EAWPP inhibait l'oxydation des lipides par rapport au témoin. Ces résultats ont été également confirmés par l'analyse des acides gras de la fraction lipidique. De plus, la stabilité de la couleur a été sauvegardée lorsque la poudre EAWPP a été ajoutée. En conclusion, le procédé proposé peut, d’une part, résoudre le problème environnemental du WP en le transformant d’un sous-produit polluant en un ingrédient à haute valeur ajoutée ayant des propriétés prébiotiques et antioxydantes et, d’autre part, une alternative possible la synthèse chimique du lactulose réduisant ainsi son impact négatif sur l'environnement. Mots clés: réacteur d'électro-activation ; perméat de lactosérum ; lactulose, prébiotique ; antioxydant ; viande hachée.. iv.

(5) ABSTRACT. The aim of the present thesis was the development of a new process in view to the integral valorization of whey permeate (WP) which have a serious negative environmental impact due to it high biochemical and chemical oxygen demand (BOD, CDO) (COD). For this, WP was valorized through in situ isomerisation of it lactose into the prebiotic lactulose using electro-activation technology as a new approach without any upstream and/or downstream fractionation. Firstly, the best conditions of the isomerisation of lactose into lactulose using WP as a cheap lactose source were determined. The effect of electric current intensity and salt (CaCl2, KCl and MgCl2) on the amount of lactose conversion into lactulose by using WP (6 %, wt) and pure lactose (5 %, wt) solutions was studied. Lactose was converted into lactulose at a level of 35.1% when KCl, current intensity of 330 mA during 21 min of electro-activation were applied to WP; and 38.66% when KCl, current intensity of 330 mA during 14 min were applied to lactose solution. The use of WP in both the central and cathodic compartments without addition of salt yielded 39.78% lactulose after 35 min of electro-activation at 330 mA. Scanning electron microscopy and calculation of the global electrical resistance of the reactor did not reveal any membrane fouling. Secondly, the cathodic electro-activated solutions obtained with a high lactulose yield and induced Maillard reaction products (MRPs) were submitted to spray drying at three temperatures (160, 180 and 200 °C) and their antioxidant activity (AA) was evaluated. For this purpose, the AA was evaluated by the DPPH scavenging activity, reducing power, ABTS•+ Radical scavenging assay and iron chelating capacity. The effect of the drying temperature on the AA of the EAWP was also evaluated. The obtained data demonstrated that electro-activation significantly (P < 0.001) enhanced the AA of WP and that this AA was mainly due to the intermediate MRPs, as shown by the highest absorbance at 294 nm. Moreover, the results showed that the drying temperature significantly influenced the AA of EAWP. Finally, the effect of the obtained EAWP powder (EAWPP) concentration (0%, 2%, 4% and 6%, wt/wt) on lipid oxidation and color stability of chilled minced beef stored at 4°C for 17 days was investigated. The minced beef lipid oxidation and appearance were evaluated through measurement of primary (acid value (AV) and peroxide values (PV)) and secondary oxidation products (thiobarbutiric acid reactive substances, TBARS), together with v.

(6) measurement of color in the CIELAB system at 0, 1, 2, 3, 10 and 17 days. Results demonstrate that the EAWPP act as an effective antioxidant on lipid meat. The AV, PV and TBARS analysis demonstrate that the chilled minced beef added with the EAWPP inhibited the lipid oxidation compared to the control. This finding was also confirmed by the fatty acid analysis of the lipid fraction. In addition, the color stability was saved when EAWPP was added. In conclusion, the proposed process can, on one hand, solve the environmental problem of WP by transforming it from a pollutant byproduct into a high value added ingredient having prebiotic and antioxidant properties and, on the other hand, it constitutes a possible alternative to the chemical synthesis of lactulose thus reducing its negative environmental impact. Keywords: Electro-activation reactor, whey permeate, lactulose, prebiotic, antioxidant, minced meat.. vi.

(7) TABLE DES MATIÈRES RÉSUMÉ ................................................................................................................................................... iii ABSTRACT ................................................................................................................................................ v TABLE DES MATIÈRES ........................................................................................................................ vii LISTE DES TABLEAUX ......................................................................................................................... xii LISTE DES FIGURES ............................................................................................................................ xiii LISTE DES ABBRÉVIATIONS ............................................................................................................. xvi Dédicaces .................................................................................................................................................xvii REMERCIEMENTS ..............................................................................................................................xviii AVANT-PROPOS ....................................................................................................................................xix INTRODUCTION ...................................................................................................................................... 1 CHAPITRE 1 : REVUE DE LITTÉRATURE .......................................................................................... 4 1.1. Définition du lactosérum ......................................................................................................................... 4 1.2. Composition chimique du lactosérum ..................................................................................................... 4 1.3. Perméat de lactosérum (PLS) ................................................................................................................. 5 1.4. Lactose .................................................................................................................................................... 5 1.4.1. Dérivés du lactose .......................................................................................................................... 6 1.4.1.1. Galacto-oligosaccharides ....................................................................................................... 7 1.4.1.1.1. Procédé chimique ............................................................................................................ 7 1.4.1.1.2. Procédé enzymatique ...................................................................................................... 8 1.4.1.2. Acide lactobionique ................................................................................................................ 9 1.4.1.2.1. Procédé chimique (oxydation catalytique hétérogène) ................................................ 9 1.4.1.2.2. Procédé enzymatique .................................................................................................... 11 1.4.1.3. Lactitol................................................................................................................................... 12 1.4.1.3.1. Procédé chimique .......................................................................................................... 13 1.4.1.4. Lactosucrose.......................................................................................................................... 13 1.4.1.4.1. Procédé enzymatique (industriel) ................................................................................ 14 1.4.1.5. Tagatose................................................................................................................................. 15 1.4.1.4.1. Procédé chimique .......................................................................................................... 15 1.4.1.4.2. Procédé enzymatique .................................................................................................... 16 1.4.1.6. Epilactose .............................................................................................................................. 17 1.4.1.6.1. Synthèse chimique ......................................................................................................... 18 1.4.1.6.2. Procédé enzymatique .................................................................................................... 18 1.4.1.7. Lactulose ............................................................................................................................... 20. vii.

(8) 1.4.1.7.1. Historique ...................................................................................................................... 20 1.4.1.7.2. Généralités ..................................................................................................................... 20 1.4.1.7.3. Technologie de production du lactulose ...................................................................... 22 1.4.1.7.3.1. Isomérisation chimique ......................................................................................... 24 1.4.1.7.3.1.1. Isomérisation en milieu alcalin par des bases .............................................. 24 1.4.1.7.3.1.2. Isomérisation par des amines ........................................................................ 25 1.4.1.7.3.1.3. Isomérisation alcaline en présence de composés d’organogermanium ...... 25 1.4.1.7.3.1.4. Isomérisation par l'éthanol aqueux sub-critique ......................................... 25 1.4.1.7.3.2. Isomérisation enzymatique ................................................................................... 25 1.4.1.7.3.3. Isomérisation par électro-activation .................................................................... 28 1.4.1.7.3. 3.1. Principe fondamental .................................................................................... 28 1.4.1.7.3.3.2. Description du réacteur d’électro-activation ............................................... 29 1.4.1.7.3.3.3. Mécanisme d’isomérisation du lactose en lactulose dans le réacteur d’EA30 1.4.1.7.3.3.4. Électro-isomérisation du lactose en lactulose ............................................... 31 1.4.1.7.3.3.5. Paramètres influençant l’isomérisation du lactose en lactulose lors de l’EA 31 1.4.1.7.4. Impact environnemental et justificatif du choix de la technologie d’EA ...................... 48 CHAPITRE 2: PROBLÉMATIQUE DE RECHERCHE, HYPOTHÈSE ET OBJECTIFS .................. 52 2.1. Problématique de recherche ................................................................................................................. 52 2.2. Hypothèse de la recherche ................................................................................................................. 53 2.3. Objectif principal ............................................................................................................................... 53 2.4. Objectifs spécifiques .......................................................................................................................... 53 CHAPITRE 3: WHEY PERMEATE INTEGRAL VALORIZATION VIA in situ CONVERSION OF LACTOSE INTO LACTULOSE IN AN ELECTRO-ACTIVATION REACTOR MODULATED BY ANION AND CATION EXCHANGE MEMBRANES............................................................................ 55 3.1. Résumé ............................................................................................................................................... 55 3.2. Abstract.............................................................................................................................................. 56 3.3. INTRODUCTION ............................................................................................................................. 57 3.4. MATERIALS AND METHODS ....................................................................................................... 59 3.4.1. Chemicals and materials .................................................................................................................... 59 3.4.2. Electro-activation reactor .................................................................................................................. 59 3.4.3. Protocol of electro-isomerisation....................................................................................................... 61 3.4.4. Selectivity of the electro-activation process ....................................................................................... 61 3.4.5. Global system resistance (R) of the reactor ....................................................................................... 62 3.4.6. Energy consumption of the reactor .................................................................................................... 62 3.4.7. Scanning electron microscopy/energy dispersive X-ray spectroscopy ............................................... 62. viii.

(9) 3.4.8. Determination of sugars composition of the electro-activated WP and lactose................................. 62 3.4.9. Antioxidant activity (AA) .................................................................................................................... 63 3.4.9.1. ABTS radicals scavenging activity .................................................................................................. 63 3.4.9.2. 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) radical scavenging activity ..................................... 63 3.4.9.3. Evaluation of Maillard reaction products and browning index............................................ 64 3.4.10. Statistical analysis............................................................................................................................ 64 3.5. RESULTS AND DISCUSSION ......................................................................................................... 64 3.5.1. pH evolution during electro-activation process ................................................................................. 64 3.5.2. Global electrical resistance and energy consumption ....................................................................... 69 3.5.3. 1. Effect of cell configuration on lactulose yield ........................................................................ 75 3.5.3.2. Effect of salt type added on lactulose yield ............................................................................. 76 3.5.3.3. Effect of the current intensity on lactulose yield .................................................................... 77 3.5.4. Selectivity of the electro-activation process ....................................................................................... 78 3.5.5. Scanning electron microscopy/energy dispersive X-ray (SEM-EDS) ................................................ 81 3.5.6. Antioxidant activity ............................................................................................................................ 85 3.5.6.1. ABTS radical scavenging activity ............................................................................................ 85 3.5.6.2. DPPH scavenging activity ........................................................................................................ 86 3.6. CONCLUSION .................................................................................................................................. 89 ACKNOWLEDGEMENTS ...................................................................................................................... 89 CHAPITRE 4: EFFECT OF DRYING TEMPERATURE ON THE ANTIOXIDANT CAPACITY OF A CATHODIC ELECTRO-ACTIVATED WHEY PERMEATE ........................................................... 90 4.1. RESUMÉ ........................................................................................................................................... 90 4.2. ABSTRACT ....................................................................................................................................... 91 4.3. INTRODUCTION ............................................................................................................................. 92 4.4. MATERIALS AND METHODS ....................................................................................................... 94 4.4.1. Chemicals and reagents ..................................................................................................................... 94 4.4.2. In situ generation of MRPs in WP using electro-activation ............................................................... 94 4.4.3. Spray and freeze drying procedure of the electro-activated whey permeate ..................................... 96 4.4.4. Antioxidant capacity measurement .................................................................................................... 96 4.4.4. 1. 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) radical scavenging activity .............................................. 96 4.4.4.2. Reducing power ........................................................................................................................ 97 4.4.4.3. ABTS•+ Radical scavenging effect............................................................................................ 97 4.4.4.4. Iron chelating capacity ............................................................................................................. 98 4.4.4.5. Intermediate and final MRPs measurement........................................................................... 98. ix.

(10) 4.4.5. Statistical analysis.............................................................................................................................. 99 4.4.6. RESULTS AND DISCUSSION ........................................................................................................... 99 4.4.6.1. DPPH scavenging activity ........................................................................................................ 99 4.4.6.2. Reducing power (RP).............................................................................................................. 102 4.4.6.3. ABTS•+ radical inhibition ....................................................................................................... 105 4.4.6.4. Iron chelating capacity ........................................................................................................... 107 4.4.6.5. Intermediate and final MRPs measurement......................................................................... 109 ACKNOWLEDGEMENTS .................................................................................................................... 113 CHAPITRE 5: STUDY OF LIPID OXIDATION INHIBITION AND COLOR STABILITY OF REFRIGERATED MINCED BEEF MEAT BY USING ELECTRO-ACTIVATED WHEY PERMEATE POWDER AS ADDITIVE ............................................................................................... 114 5.1 RÉSUMÉ .......................................................................................................................................... 114 5.2. ABSTRACT ..................................................................................................................................... 115 5.3. INTRODUCTION ........................................................................................................................... 116 5.4. MATERIALS AND MEMTHODS .................................................................................................. 118 5.4.1. Chemicals and reagents ................................................................................................................... 118 5.4.2. Electro-activated whey permeate powder (EAWPP) preparation ................................................... 118 5.4.3. EAWPP supplemented minced meat preparation............................................................................. 118 5.4.4. Acid value (AV) ................................................................................................................................ 119 5.4.5. Peroxide value.................................................................................................................................. 120 5.4.6. Thiobarbituric acid reactive substances (TBARS) assay ................................................................. 120 5.4.6.1. Extraction procedure ............................................................................................................... 120 5.4.6.2. Determination .......................................................................................................................... 121 5.4.7. Lipid meat extraction ....................................................................................................................... 121 5.4.8. Fatty acid methyl esters preparation (FAMES) ............................................................................... 121 5.4.9. Fatty acid methyl esters (FAMES) analysis by GD-FID .................................................................. 122 5.4.10. Meat color determination ............................................................................................................... 122 5.4.11. Statistical analysis.......................................................................................................................... 122 5.5. RESULTS AND DISCUSSION ....................................................................................................... 123 5.5.1. Acid value (AV) ................................................................................................................................ 123 5.5.2. Peroxide value (PV) ......................................................................................................................... 124 5.5.3. TBARS value .................................................................................................................................... 125 5.5.4. Fatty acid methyl esters (FAMES) analysis ..................................................................................... 130. x.

(11) 5.5.5. Color analysis .................................................................................................................................. 132 5.6. CONCLUSION ................................................................................................................................ 134 ACKNOWLEDGEMENTS .................................................................................................................... 134 CONFLICT OF INTEREST STATEMENT ......................................................................................... 134 CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES ............................................................................. 135 CONCLUSION GENERALE ................................................................................................................ 135 PERSPECTIVES .................................................................................................................................... 138 REFERENCES ....................................................................................................................................... 139. xi.

(12) LISTE DES TABLEAUX Tableau 1.1 : Composition chimique et pH du lactosérum issu de différents types de fromages bovins (Kandarakis, 1986). .............................................................................................................................. 5 Tableau 1.2: Quelques dérivés du lactose et leurs applications commerciales (Gänzle, 2011). .................... 6 Tableau 1.3: Quelques caractéristiques biochimiques de la cellobiose 2-épimérases. ............................... 19 Tableau 1.4 : Propriétés physicochimiques du lactulose trihydrate et cristallin (Seki & Saito, 2012). ......... 21 Tableau 1.5: Composition du lactulose liquide et anhydre (Schumann, 2002a). ......................................... 21 Tableau 1.6: Production du lactulose par bioconversion enzymatique (Wang, et al., 2013). ...................... 27 Tableau 1.7 : Rendement en lactulose en excluant et en incluant le lactose dans la solution finale. .......... 39 Tableau 1.8: Comparaison entre le procédé de synthèse du lactulose par voie chimique et par l’électroactivation. ......................................................................................................................................... 49 Table 3.1: Galactose formation (%) and galactose/lactulose ration during the electro-activation of whey permeate (WP) according to the reactor Configuration 1.a ................................................................ 73 Table 3.2: Galactose formation (%) and galactose/lactulose ration during the electro-activation of whey permeate (WP) according to the reactor Configuration 2.a ................................................................ 74 Table 3.3: Galactose formation (%) and galactose/lactulose ration during the electro-activation of whey permeate (WP) according to the reactor Configuration 3. ................................................................. 74 Table 4.1: Absorbance of the intermediate and final Maillard reaction products (MRPs) at before (420 nm) and after storage (294 nm). ............................................................................................................. 111 Table 5.1: Effect of addition of EAWPP and storage time on the fatty acid composition of the lipid fraction of chilled minced beef stored at 4 °C. .............................................................................................. 131. xii.

(13) LISTE DES FIGURES Figure 1.1: Oxydation du lactose en acide lactobionique (Murzina, et al., 2008). ....................................... 11 Figure 1.2: Oxydation biocatalytique du lactose en acide lactobionique (Gutiérrez, et al., 2012)............... 12 Figure 1.3: Structure chimique du lactitol. ................................................................................................. 12 Figure 1.4: Synthèse du lactosucrose à partir du lactose et du sucrose (Playne & Crittenden, 2009).......... 15 Figure 1.5 : Mécanisme réactionnel de synthèse du tagatose à partir du lactose par : (A) le processus chimio-enzymatique, (B) procédé d'isomérisation enzymatique (Nath et al., 2016). ......................... 17 Figure 1.6: Structure chimique de l’épilactose. .......................................................................................... 19 Figure 1.7: Structure moléculaire du lactulose (4-O- β-D-galactopyranosyl-β-D-fructofuranose). .............. 20 Figure 1.8: La conversion du lactose en lactulose par le réarrangement de Lobry de Bruyn-Alberda van Ekenstein (Schuster-Wolff-Bühring, et al., 2010). .............................................................................. 23 Figure 1.9 : Isomérisation du lactose en lactulose par le réarrangement d’Amadouri. ............................... 23 Figure 1.10: Modèle réactionnel de l’isomérisation du lactose en milieu alcalin. ....................................... 24 Figure 1.11 : Isomérisation du lactose en lactulose par voie enzymatique (Schuster-Wolff-Bühring, et al., 2010). ................................................................................................................................................ 26 Figure 1.12 : Schéma du réacteur d’électro-activation : A– : anions et C+ : cations. ................................... 29 Figure 1.13: Représentation schématique du mécanisme chimique de production du lactulose dans le réacteur d’électro-activation : (a) molécule de lactose; (b), (c), (d) formation de l’intermédiaire énolique; (e) (d), molécule de lactulose (Aït Aissa & Aïder, 2013a). ................................................... 30 Figure 1.14: Schéma représentatif des différentes configurations étudiées (Aït Aissa & Aïder, 2014). ....... 32 Figure 1.15 : Effet de la configuration sur le rendement en lactulose à la T°= 10 °C, courant électrique de 200 mA ( : configuration 1; : configuration 2; : configuration 3) (Aït Aissa & Aïder, 2014). ....... 33 Figure 1.16 : Teneur en lactulose, en galactose libre et en lactose résiduel en fonction du temps (τ) et de différentes conditions expérimentales: (a) τ = 0 min, (b) τ = 10 min, (c) τ = 20 min et (d) τ = 30 min; température = 10 °C; courant = 300 mA; nombre de Froude = 2.05×10−2; concentration en lactose initial = 5 % (P/V) (Aït-Aissa & Aïder, 2014b). ................................................................................... 35 Figure 1.17 : Évolution du rendement en lactulose en fonction du temps à T= 10 °C et a différentes intensités de courant ( , 100 mA; , 200 mA; , 300 mA) (Aït Aissa & Aïder, 2014). .......................... 36 Figure 1.18: Évolution du pH de la solution de lactose durant le processus d’isomérisation à différentes concentrations de Na2SO4 et de tensions électriques (Aït Aissa & Aïder, 2013b). .................................... 37 Figure 1.19 : Évolution de la formation du lactulose en fonction du temps à différentes concentrations de Na2SO4 et tension électriques (Aït Aissa & Aïder, 2013b)................................................................... 38 Figure 1.20 : Évolution de la formation de lactulose en fonction du temps, différentes températures dans la solution finale avec la présence de lactose. Voltage, U= 38 V; nombre de Froude, Fr= 5.40×10−4; concentration de la solution initiale de lactose, CLactose = 5% (Aït-Aissa & Aïder, 2013a). .................. 40 Figure 1.21 : Évolution du rendement en lactulose en fonction du temps à un courant électrique de 200 mA et de la température, ( : 0 °C; : 10 °C; : 20 °C) (Aït Aissa & Aïder, 2014). .............................. 40 Figure 1.22 : Effet de la concentration en lactose sur le rendement en lactulose en fonction du temps. Voltage, U= 38 V ; Température, T= 20 °C, et nombre de Froude, Fr= 5.40×10-4 (Aït Aissa & Aïder, 2013b). .............................................................................................................................................. 41 Figure 1.23 : Effet du nombre de Froude sur le rendement en lactulose en fonction du temps d’isomérisation. Voltage, U= 38 V; Température, T= 20 °C, avec une concentration de lactose, CLactose= 5 % (P/V) (Aït Aissa & Aïder, 2013a). ................................................................................................. 42. xiii.

(14) Figure 1.24 : Effet de l’ajout de sel inorganique dans la solution de lactose sur le rendement en lactulose en fonction du temps d’EA. Voltage, U= 38 V; température = 5 et 20 °C, et nombre de Froude, Fr= 5.40×10−4, concentration en lactose, CLactose= 5% (P/V)........................................................................... 43 Figure1.25 : Profil du lactulose produit, du lactose consommé et du galactose formé en fonction du temps pour différents matériaux d’électrode dans le compartiment cathodique à un rapport de distance inter-électrode-membrane de 0.36 et un rapport membrane/surface d’électrode de 0.23 (Aït-Aissa & Aïder, 2014b). .................................................................................................................................... 44 Figure 1.26 : Profil en lactulose produit, en lactose consommé et en galactose produit en fonction du temps et de la distance entre la membrane et l’électrode (d’électrode-membrane) dans le compartiment cathodique, en utilisant un rapport électrode en cuivre et surface de l’électrode de 0.23. .................................................................................................................................................. 46 Figure 1.27 : Profil du lactulose produit, du lactose consommé et du galactose produit en fonction du temps et de la membrane: ratio de surface de membrane/l'électrode (Smembrane/électrode), utilisant une électrode de cuivre et une distance inter électrode-membrane de 0.36. ...................... 47 Figure 1.28: Diagramme comparatif de la synthèse du lactulose par voie chimique et par électro-activation et impact environnemental attendu. ................................................................................................. 50 Figure 3.1: Schematic representation of the electro-activation (EA) reactor used to isomerize lactose into lactulose. (a) With whey permeate (WP) (6 wt%) in the configuration 1 and lactose (5 wt%) in the configuration 2. (b) With whey permeate (WP) (6 Wt%) in the configuration 1 and lactose (5 wt%) in the configuration 2. (b) With whey permeate (WP, 6 wt%) in the configuration 3............................. 60 Figure 3.2: pH evolution as a function of electro-activation time of WP (6%) (a-c) and lactose solution (5%) (e-f) under different current intensities (110, 220 and 330) and salt type: CaCl2, KCl and MgCl2. ....... 66 Figure 3.3: pH evolution as a function of electro-activation time of WP (6%) without added salts (configuration 3) under different current intensities (110, 220 and 330). .......................................... 68 Figure 3.4: Evolution of the lactulose (Lactu) yield as a function of the electro-activation time and current intensity. (a) WP (6%)–configuration 1 with lactose (5%)–configuration 2 and (b) WP (6%)– configuration 3. ................................................................................................................................. 72 Figure 3.5: Selectivity of the used electro-activation technology for lactose electro-isomerisation into lactulose as shown by the HPLC analysis of the formed sugars. (a): initial feed, (b): after 5 min EA, (c): after 15 min EA, (d) after 30 min EA. ................................................................................................. 80 Figure 3.6: The possible mechanism pathway of the electro-isomerization of lactose into lactulose in situ of whey permeat (WP) and the subsequent galactose formation as a reaction by-product by using the electro-activation process. .......................................................................................................... 81 Figure 3.7: Scanning electron microscope photographs of the cation exchange membrane (CEM) in the cathodic compartment during electro-activation process given by scanning electron microscopy: (a) reference at X100 magnification, (a’) reference at X500 ma magnification, (b) WP-Cacl2 X100 (b’) WPCacl2 X500, (c) WP-KCl X100, (c’) WP-KCl X500, (d) WP-MgCl2 X100, (d’) WP-MgCl2 X500, (e) lactoseCaCl2 X100, (e’) lactose-CaCl2 X500, (f) lactose-KCl X100, (f’) lactose-KCl X500, (g) lactose-MgCl2 X100, (g’) lactose-MgCl2 X500, (h) WP-configuration 3 X100, (h’) WP-configuration 3 X500. ............. 85 Figure 3.8: Antioxidant activities of electro-activated whey permeate (EAWP-configuration 1 and 3) and electro-activated lactose (EALac-configuration 1). (a) against ABTS•+ radical, expressed as TEAC values, (b) against DPPH• radical, expressed as radical scavenging activity. ...................................... 87 Figure 4.1: Conceptual schematic representation of the used three compartmental electro-activation reactor. AEM: anion-exchange membrane; CEM, cation exchange membrane. ................................. 95 Figure 4.2: DPPH scavenging activity of EAWPP (configuration 1 and 3) and EALacP (configuration 2) as influenced by temperature during spray drying. WP: whey permeate, EAWPP: electro-activated whey. xiv.

(15) permeate powder, EALacP: electro-activated lactose powder. (a) freshly electro-activated samples (without storage), and (b) after 48 h storage. .................................................................................. 100 Figure 4.3: Reducing power of EAWPP (configuration 1 and 3) and EALacP (configuration 2) samples without storage as influenced by temperature during spray drying. WP: whey permeate, EAWPP: electro-activated whey permeate powder, EALacP: electro-activated lactose powder. (a) freshly electro-activated samples (without storage), and (b) after 48 h storage. ........................................ 104 Figure 4.4: ABTS•+ radical assay of EAWPP (configuration 1 and 3) and EALacP (configuration 2)) as influenced by temperature during spray drying. WP: whey permeate, EAWPP: electro-activated whey permeate powder, EALacP: electro-activated lactose powder. (a) freshly electro-activated samples, and (b) after 48 h storage. ............................................................................................................... 106 Figure 4.5: Chelating effect of EAWPP (configuration 1 and 3) and EALacP (configuration 2) as influenced by temperature during spray drying. WP: whey permeate, EAWPP: electro-activated whey permeate powder, EALacP: electro-activated lactose powder. (a) freshly electro-activated samples, and (b) after 48 h storage. ........................................................................................................................... 108 Figure 4.6: Schematic representation of the induced Maillard reaction products (MRPs) following a cathodic electro-activation of whey permeate. ............................................................................... 112 Figure 5.1: Scheme of the electro-activated reactor used in this study. ................................................... 119 Figure 5.2: Evolution of acid value versus time of storage of the chilled minced meat added with electroactivated whey permeate powder. .................................................................................................. 123 Figure 5.3: Evolution of peroxide value of the chilled minced meat added with electro-activated whey permeate powder as function of storage time. ............................................................................... 125 Figure 5.4: Chromophore formed by condensation of MDA with TBA. ..................................................... 126 Figure 5.5: Thiobarbutiric acid reactive substances (TBARS) of the chilled minced meat added with electroactivated whey permeate powder as function of storage time........................................................ 127 Figure 5.6: Chilled minced meat color change during storage at 4°C. ....................................................... 132 Figure 5.7: The plausible mechanism of color saving by the EAWPP. The original diagram of myoglobin oxidation was from (Suman & Joseph, 2013). .................................................................................. 133. xv.

(16) LISTE DES ABBRÉVIATIONS AEM: Anionic exchange membrane ANOVA: Analysis of the Variance AOCS: American oil chemists' society AV: Acid value BOD: Biological oxygen demand CEM: cationic exchange membrane CIELAB: Commission Internationale de l’Eclairage COD: Chemical oxygen demand DPPH: 2,2-Diphenyl-1-Picrylhydrazyl EA: Electro-activation EAWP: Electro-activated whey permeate EAWPP: Electro-activated whey permeate powder FAMES: Fatty acid methyl esters GC-FID: Gas chromatography-flame ionization detector GOS: Galactooligo saccharide HPLC: High Performance Liquid Chromatography ID: Interior diameter LBAE: Lobry de Bruyn-Alberda van Ekenstein LS: Lactosucrose MDA: Malondialdehyde MRPs: Maillard reaction products NFM: Nanofiltration membrane P/P: Poids/Poids P/V: Poids/Volume PLS: Perméat de lactosérum PM: Poids moléculaire PV: Peroxide value R•: Alkyl radical RO•: Alkoxyl radicals ROO•: Alkyl peroxy radicals ROOH: Hydroperoxide TBARS: Thiobarbutiric acid reactive substances V/V: Volume/Volume WHO: World Health Organization WP: Whey permeate.. xvi.

(17) Dédicaces. À ma femme qui m’a toujours soutenu, encouragé et donné la force d’avancer; À mon fils qui n’a jamais cessé de m’aimer et de me donner l’énergie de continuer; À mes parents et frères qui m’ont toujours soutenu; À ma belle-famille.. xvii.

(18) REMERCIEMENTS. Je remercie ALLAH le Tout Puissant de m’avoir guidé dans le droit chemin et qui m’a tendu sa main dans les moments les plus difficiles. Je tiens à remercier vivement mon directeur de recherche, le professeur Mohammed Aïder, de m’avoir accepté au sein de son équipe de recherche, de m’avoir fait confiance, pour ses conseils précieux, ses critiques objectives et encouragements tout au long de cette thèse. Je remercie aussi les membres de jury qui ont accepté d’évaluer cette thèse, Dr. Satinder Kaur Brar, Dr. Seddik Khalloufi et Dr. Martin Mondor. Mes sincères remerciements vont aussi au professeur Antoine Karam, Directeur du Département des sols et de génie alimentaire, pour sa générosité, sa modestie et son aide précieuse. Je suis particulièrement reconnaissant envers Mr Salem Benamara et Mme Hassina Gougam, professeurs à l’Université de Boumerdès (Algérie), d’avoir semé en moi la passion de la recherche et surtout celle de l’innovation. Je tiens à remercier tous les professionnels de recherche qui ont contribué de manière significative à la réalisation de cette thèse; en l’occurrence Diane Gagnon, Pascal Lavoie, Sophie Fortin, Marie-Michelle Gagnon et S. Martineau. Mes vifs remerciements vont également à madame Nadine Lemay. Mes vifs remerciements vont aussi à mon ami Aïssa Boukhiar, professeur à l’Université de Boumerdès (Algérie), pour son aide précieuse durant mon absence. Je remercie aussi toutes les personnes qui ont contribué, de loin ou de près, à la réalisation de ce travail.. Merci à tous.. xviii.

(19) AVANT-PROPOS. La présente thèse est soumise à la faculté des études supérieures et postdoctorales de l’Université Laval afin de satisfaire aux exigences pour l’obtention du diplôme de Philosophiæ doctor (Ph. D) en Sols et environnement à la Faculté des sciences de l'agriculture et de l’alimentation. Cette thèse de doctorat est composée de cinq chapitres et les résultats sont présentés sous forme d’articles scientifiques publiés ou soumis dans des revues internationales avec comité de lecture. Le premier chapitre représente la revue de littérature, qui vise à fournir les éléments essentiels pour une bonne compréhension de la problématique de ce doctorat. Le deuxième chapitre présente la problématique, l’hypothèse et les objectifs de la recherche. La plupart des travaux expérimentaux et les résultats obtenus ont été publiés ou soumis pour publication dans des revues scientifiques appropriées. Le troisième chapitre présente l’article intitulé " Whey permeate integral valorization via in situ conversion of lactose into lactulose in an electro-activation reactor modulated by anion and cation exchange membranes" publié dans " International Dairy Journal. Auteurs: Amrane Djouab et Mohammed Aïder. Le quatrième chapitre présente le deuxième article intitulé "Effect of drying temperature on the antioxidant capacity of a cathodic electro-activated whey permeate" publié dans la revue ACS- Sustainable Chemistry & Engineering. Auteurs: Amrane Djouab et Mohammed Aïder. Le cinquième chapitre présente le troisième article intitulé "Evaluation of lipid oxidation inhibition and color stability of chilled minced meat using electro-activated whey permeate powder as new generation of food additive". Auteurs: Amrane Djouab, Mohammed Aïder. Amrane Djouab est le premier auteur de tous les articles présentés ci-dessus et s’est chargé de la planification, de la conception expérimentale et de la réalisation des travaux expérimentaux, de l’analyse des résultats et de la rédaction des articles. Dr Mohammed Aïder était le directeur de thèse et il était chargé de la supervision scientifique du projet, de la conception expérimentale, de la correction, de la révision et de la soumission des manuscrits.. xix.

(20) INTRODUCTION Le lactosérum est un coproduit de la fabrication du fromage et de la caséine et il représente environ 85% du volume total du lait utilisé dans le processus (P. Panesar & J. F. Kennedy, 2012; Parashar, Jin, Mason, Chae, & Bressler, 2016; Smithers, 2008). À l'état sec, le lactosérum est composé à 75% de lactose et à 20% de protéines. La teneur élevée en lactose du lactosérum est le principal responsable de la demande biochimique en oxygène (BDO) et de la demande chimique en oxygène (CDO) de ce résidu laitier secondaire, avec des valeurs de 30000–50000 et 60000–80000 mg. L-1 O2, respectivement (M. G. Siso, 1996). Les protéines de lactosérum sont séparées du lactosérum par ultrafiltration et le coproduit secondaire de cette technologie est le perméat de lactosérum (WP). Il est principalement composé de lactose (4–5%) et de minéraux (0.6–0.8%) (A. Coté, W. Brown, D. Cameron, & G. Van Walsum, 2004). Le WP a des applications très limitées, et une grande partie de la production mondiale est rejetée en tant qu’effluent laitier ayant de graves impacts sur l’environnement (Parashar, Jin, Mason, Chae, & Bressler, 2016), telle que la consommation excessive d’oxygène, l’imperméabilisation, l’eutrophisation, la toxicité, etc. dans l’environnement récepteur. Le WP produit par ultrafiltration a une demande biologique en oxygène de 30000 à 45000 mg.L1. O2 et ne peut donc pas être directement rejeté dans les égouts sous forme d’eaux usées. (Puhan & Gallmann, 1981; Qureshi & Manderson, 1995). Ainsi, un moyen sûr de valoriser le WP en un ingrédient à valeur ajoutée présente un grand intérêt. En effet, sa teneur élevée en lactose peut être utilisée comme source bon marché pour la synthèse de dérivés de lactose non absorbables par l’intestin tels que le lactulose, le lactitol et l’acide lactobionique (Paseephol, Small, & Sherkat, 2008). Le lactulose (4-O-β-D-galactopyranosyl-D-fructose) est un disaccharide aux propriétés prébiotiques vérifiées. Il est composé de fructose et de galactose liées par une liaison glycosidique β(1 → 4). C'est une poudre blanche, sans odeur, avec un goût sucré de l’ordre de 0.6 à 0.8 par rapport à celui du saccharose (Aït‐Aissa & Aïder, 2014). Le lactulose a un large éventail d'applications avec une grande importance économique. Il est utilisé en médecine pour le traitement de l'encéphalopathie hépatique depuis 1966 (Morgan & Hawley, 1987), de la constipation, et il figure sur la liste modèle des médicaments essentiels de l'Organisation mondiale de la Santé (WHO, 2017), qui est une liste des plus importants médicaments nécessaires dans un système de santé de base (Nagasawa, Sato, & Kasumi, 1.

(21) 2017a). Dans l'industrie alimentaire, il peut être utilisé comme facteur bifidus, édulcorant pour les diabétiques, ingrédient dans les produits laitiers, les biscuits et le chocolat (Schumann, 2002). À l'échelle industrielle, le lactulose est produit par isomérisation chimique du lactose en milieu alcalin selon la transformation de Lobry de Bruyn-Alberda van Ekenstein (LBAE) (Aider & de Halleux, 2007). Le procédé est relativement coûteux en raison du faible rendement de la réaction (20-30%) et du coût élevé des étapes de purification impliquées. En effet, le galactose, l'acide iso-sacharinique et les produits colorés résultant de la dégradation du lactose et du lactulose sont présents dans les produits de la réaction (Villamiel, Corzo, Foda, Montes, & Olano, 2002). La synthèse enzymatique du lactulose est réalisable par transgalactosylation du glucose en fructose en utilisant des enzymes spécifiques, telles que la β-galactosidase de Sulfolobus solfataricus (Y.-S. Kim, Park, & Oh, 2006) de la βglycosidase hyperthermostable de Pyrococcus furiosus (Mayer, Kranz, & Fischer, 2010). La combinaison de la catalyse enzymatique et chimique a été appliquée en utilisant de la cellobiose 2-épimérase de Caldicellulosiruptor saccharolyticus en présence de borate et un rendement de 88% en lactulose a été atteint (Y.-S. Kim, Kim, & Oh, 2013). Cependant, le coût élevé des enzymes utilisées et la difficulté de récupération des enzymes rendent cette approche coûteuse à grande échelle. De plus, l'activité enzymatique diminue après un certain temps d'application (Aït-Aissa & Aïder, 2014a). En outre, le lactulose peut également servir de substrat à l'α-galactosidase et l'hydrolyse du lactulose peut l'emporter sur la synthèse du lactulose, ce qui influence négativement le rendement de la réaction (Sara C Silvério, Macedo, Teixeira, & Rodrigues, 2016). Récemment, Aider et Gimenez-Vidal (2012) ont réussi à isomériser du lactose en lactulose sans ajout de réactifs en utilisant la technologie d'électro-activation (EA) (Aider & Gimenez-Vidal, 2012). Cette technologie repose sur l'utilisation d'un réacteur électrochimique composé de trois compartiments séparés par des membranes échangeuses de cations et d'anions afin de maintenir un pH alcalin élevé dans le compartiment cathodique. Ceci est possible en utilisant une membrane échangeuse de cations (CEM) comme séparateur entre les compartiments cathodique et central et une membrane échangeuse d'anions (AEM) pour séparer le compartiment central du compartiment anodique. De plus, Kareb et al. (2016) ont utilisé une configuration de réacteur d'électro-activation similaire et ont pu isomériser le 2.

(22) lactose in situ du lactosérum en lactulose avec un rendement de conversion de 35% (Kareb, Champagne, & Aïder, 2016). Dans les conditions appliquées par ces auteurs, il était possible d'obtenir et de maintenir un pH de 11-12 dans le compartiment cathodique du réacteur. Dans ce contexte, ils ont démontré en utilisant du lactosérum doux que l'électro-activation produisait du lactosérum électro-activé ayant une capacité antioxydante élevée. Ceci était corrélé aux produits de réaction de Maillard résultant de l'interaction entre les sucres réducteurs et les groupes amines dans le lactosérum doux électro-activé (Kareb, Champagne, & Aïder, 2016; Kareb, Champagne, Jean, Gomaa, & Aïder, 2018; O. Kareb, A. I. Gomaa, C. P. Champagne, J. Jean, & M. Aïder, 2017). Pour atteindre l'objectif de zéro déchet dans l'industrie laitière, tous les composants du lait doivent être utilisés de manière efficace et économique. Dans ce contexte, l’ajout d’une valeur nette au WP est une façon de faire en perspective. En effet, le WP contient une quantité élevée de lactose pouvant être valorisée par conversion en lactulose qui est un prébiotique, directement in situ, et sans le fractionner. Cela permettra de générer un ingrédient ayant un effet prébiotique pouvant rivaliser avec d’autres prébiotiques dominants sur le marché, tels que l’inuline et d’autres glucides non digestibles, obtenus à partir de sources naturelles telles que les polysaccharides après hydrolyse enzymatique ou chimique (Al-Sheraji, Ismail, Manap, Mustafa, Yusof, & Hassan, 2013). L'objectif de la présente thèse était de développer un procédé permettant la valorisation intégrale in situ du WP par la technologie d'électro-activation sans aucun fractionnement et/ou traitement en amont et/ou en aval en vue de résoudre son impact environnemental négatif. Le produit final peut comporter un nouveau prébiotique à haute valeur ajoutée doté de propriétés antioxydantes pouvant être utilisé comme additif dans les industries alimentaires et des nutraceutiques. Pour se faire, les meilleures conditions d’isomérisation du lactose en lactulose dans le WP par rapport au lactose sont déterminées. De plus, l’activité antioxydante des produits électro-activés a été évaluée in vitro et sur une matrice alimentaire qu’est la viande hachée.. 3.

(23) CHAPITRE 1 : REVUE DE LITTÉRATURE 1.1. Définition du lactosérum Le lactosérum est la partie aqueuse du lait obtenue par coagulation acide, la chaleur ou l’action de la présure. C’est un liquide opaque ayant une couleur jaune-verdâtre avec une teneur en solide généralement de 6 à 6.5% (P/V) mg/L (Pintado, Macedo, & Malcata, 2001). La composition en constituants principaux du lactosérum diffère selon le type de fromage et du genre de lait dont il résulte. 1. les lactosérums doux dont l'acidité varie entre 15 et 22 ° Dornic (pH ≈ 6,5), issus de la production de fromages à pâtes pressées et/ou cuites (emmental, saint-paulin, edam) 2. les lactosérums acides atteignent une acidité de 120 ° Dornic (pH ≈ 4,5), issus de la production des fromages à pâtes fraîches et molles ou lors de la production de caséines. Le lactosérum doux est généralement plus riche en lactose, le lactosérum acide présente alors une concentration plus élevée en minéraux. 1.2. Composition chimique du lactosérum En fonction de la qualité du lait, 10 kg de lait donnent 1-2 kg de fromage et 8-9 kg de lactosérum liquide (Nath, Mondal, Kanjilal, Chakraborty, Curcio, & Bhattacharjee, 2015). Ce sous-produit est considéré comme un important polluant du fait du grand volume produit et de sa teneur élevée en matière organique. En effet, sa demande biochimique en oxygène (DBO) varie entre 30000-50000 mg O2/L et sa demande chimique (DCO) varie entre 6000080000 mg O2/L pour leur dégradation. Le lactose est le principale responsable de ces valeurs élevées de DBO et de DCO étant donné que les protéines récupérées du lactosérum n’ont qu’une DBO de 10000 mg/L (M. I. G. Siso, 1996). Le lactosérum est la partie aqueuse du lait qui reste après la séparation du caillé lors de la fabrication du fromage. Le Tableau 1.1 donne la composition chimique et le pH du lactosérum issu de différents types de fromages. Certains grands composants du lait restent dans le lactosérum qui conserve (en P/V) : les lipides (6.03 à 12.04 %), les composés azotés (21.4 à 25.1 %), le lactose (88.0 à 99.3 %), les sels (61.8 à 88.5 %) et les matières solides totales du lait original (49 à 50 %) (Pintado et al., 2001).. 4.

(24) 1.3. Perméat de lactosérum (PLS) Le PLS est obtenu par ultrafiltration après récupération des protéines du lactosérum et il représente environ 85 % du lait total utilisé. Il est composé d’environ 4 à 5 % de lactose et de 0.6-0.8 % de cendres (A. Coté, W. A. Brown, D. Cameron, & G. P. van Walsum, 2004). Il ne convient pas pour la consommation humaine et ayant une demande biologique en oxygène (DBO) élevée (30000–45000 mg O2/L) il a besoin d’un traitement approprié avant l'élimination en tant que déchet (Qureshi & Manderson, 1995). Tableau 1.1 : Composition chimique et pH du lactosérum issu de différents types de fromages bovins (Kandarakis, 1986). Type de Pourcentage (P/P) fromage. Humidité. Protéines. Lipides. Lactose. Cendres. pH. Camembert. 93.0. 0.9. 0.3. 5.1. 0.6. n.d.. Cheddar. 93.7. 0.8. 0.5. 4.9. 0.5. 5.7-6.3. Cottage. 93.5. 0.8. 0.1. 4.9. 0.5. 4.6. Emmental. 93.1. 0.9. 1.0. 5.5. 0.5. n.d.. Feta. 93.7. 0.8. 0.3. 4.7. 0.5. 6.3. Craviera. 93.1. 0.9. 0.6. 4.9. 0.5. 6.3. Kephalotyri. 93.5. 0.8. 0.4. 4.9. 0.5. 6.4. n.d. non disponible Le PLS est valorisé en tant que concentré. Les pratiques actuelles sont : son utilisation en alimentation animale, la standardisation du lait, le mélange avec d’autres produits laitiers liquides et enfin la récupération du lactose pour une utilisation dans des formulations alimentaires. Il peut également être utilisé comme une source de lactose pas cher à isomériser en dérivés de lactose non absorbables comme le lactulose, le lactitol et l'acide lactobionique (Paseephol, Small, & Sherkat, 2008). 1.4. Lactose Le lactose (β-D-galactopyranosyl-D-glucopyranose) est un sucre unique qui se trouve exclusivement dans le lait des mammifères (Schaafsma, 2008). La majeure partie du lactose qui est obtenue à l’échelle industrielle est récupérée à partir de lactosérum en utilisant la cristallisation et des technologies de purification. Il est utilisé dans une large variété de 5.

(25) produits tels que les confiseries, les pains, les préparations pour nourrissons, les milieux de culture à des fins de fermentation, en alimentation animale et comme excipient dans les médicaments (Seki & Saito, 2012). Cependant, l'utilisation du lactose est limitée dans de nombreuses applications, en raison de son faible pouvoir sucrant, sa faible solubilité, son intolérance par une partie de la population ainsi qu’à sa tendance à la cristallisation à basse température (Gutiérrez, Hamoudi, & Belkacemi, 2012; Shukla & Wierzbicki, 1975). Pour remédier à ces problèmes, le lactose est devenu une matière première pour la synthèse de nouvelles biomolécules qui offrent de meilleures propriétés (facteur bifidus…) comme les oligosaccharides. Ces dérivés ont de bonnes perspectives d’usage en industrie alimentaire et pharmaceutique. 1.4.1. Dérivés du lactose Le lactose peut être converti en plusieurs dérivés au niveau du laboratoire ou bien à l’échelle industrielle (Seki & Saito, 2012). Actuellement, seulement une petite proportion de lactose est utilisée comme matière première pour la conversion chimique, enzymatique et microbiologique en dérivés ayant des propriétés fonctionnelles. Cependant, étant donné que la valeur marchande de ses produits dérivés est sensiblement plus élevée que le lactose, ces composés offrent des opportunités significatives pour une conversion à des ingrédients pour les aliments fonctionnels à valeur ajoutée (Gänzle, Haase, & Jelen, 2008). Ces dernières années une attention particulière est axée sur les produits dérivés prébiotiques du lactose. Quelques dérivés et leurs applications commerciales sont donnés dans le Tableau 1.2. Tableau 1.2: Quelques dérivés du lactose et leurs applications commerciales (Gänzle, 2011). Composé Acide lactobionique (acide β-4’galactosylglucuronic Lactitol (β-4’galactosylglsorbitol) Lactulose (β-4’galactosylglfructose) Lactosucrose (β-4’galactosylglrose). Usage actuel Chélateur de métaux, utilisation pharmaceutique pour complément alimentaire, humectant cosmétique et conservation d’organes Édulcorant alimentaire, laxatif médical et traitement de l’encéphalopathie hépatique Laxatif médical et traitement de l’encéphalopathie hépatique Ingrédient fonctionnel au Japon. Les prébiotiques ont été définis en 1995 comme étant des ingrédients alimentaires non digestes et ayant un effet bénéfique en stimulant sélectivement le développement et/ou. 6.

(26) l’activité d’une ou d’un nombre limité de bactéries dans le colon, améliorant ainsi la santé de l’hôte (Gibson & Roberfroid, 1995). Les composés prébiotiques ne sont pas digérés et absorbés au niveau de l’intestin grêle par conséquent, ils sont classés comme des fibres alimentaires. Ces derniers, contribuent à un régime alimentaire riche en fibres reconnu comme bénéfique pour la santé humaine (Englyst & Englyst, 2005). Les produits finaux du métabolisme des prébiotiques par les bactéries intestinales sont le lactate et les acides gras à courte chaîne qui contribuent aux effets bénéfique des prébiotiques (Topping & Clifton, 2001). 1.4.1.1. Galacto-oligosaccharides Les galacto-oligosaccharides (GOS; gal-(gal)n-glu) sont définis comme étant un mélange de substances produites à partir du lactose. Ils comprennent entre 2 et 8 unités de saccharides, dont l’une de ses unités terminales est un glucose et le reste des unités du galactose, et de disaccharide contenant deux unités de galactose (Tzortzis & Vulevic, 2009). Ces GOS ne sont pas digestes et jouent le rôle de prébiotique (Schaafsma, 2008). Les applications des GOS dans les produits alimentaires (formules pour bébés, yaourts, confiserie, crème glacée et produits pâtissiers) est en pleine croissance. Les GOS ont un goût sucré et une basse valeur énergétique (≈2 Kcal/g). La prise de 15 g/j de GOS chez les jeunes adultes masculins est bien tolérée et ne cause aucun effet secondaire grave (Van Dokkum, 1995). Les GOS sont produits à partir du lactose en utilisant l’enzyme β-galactosidase par une réaction de transgalactolysation. Cette réaction a lieu en même temps que l’hydrolyse. Ainsi, un mélange de galactose, glucose, lactose, tri, tétra et penta-oligosaccharides sont formés selon l’origine de l’enzyme utilisée. 1.4.1.1.1. Procédé chimique Les oligosaccharides peuvent être aussi formés à partir de monosaccharides par l'action d'acides minéraux (synthèse chimique). Ce processus, connu sous le nom de «réversion», explique la production d’oligosaccharides au cours de l'hydrolyse acide du lactose (Aronson, 1952). A la suite de ce processus chimique il y a formation d'un mélange complexe de disaccharides et tri-saccharides, avec une variété de liaisons avec des configurations α et βanomères et d’anhydro-sucres (Huh, Toba, & Adachi, 1991). Faute du manque de spécificité du produit et les conditions extrêmes appliquées lors de l'hydrolyse acide du lactose, ce 7.

(27) processus de production des GOS n’est pas utilisé à une grande échelle (Torres, Gonçalves, Teixeira, & Rodrigues, 2010). L’inconvénient de la production de GOS est le rendement variable selon l’origine de l’enzyme où rarement le rendement de 50% est dépassé (Gosling, Stevens, Barber, Kentish, & Gras, 2010). Aussi, la composition en GOS varie considérablement à cause de la régiosélectivité des enzymes. En effet, des di, tri tétra et penta GOS sont produit avec différentes liaisons de (β-1→4) et (β-1→6) (Frenzel, Zerge, Clawin-Rädecker, & Lorenzen, 2015) ce qui induit un effet prébiotique et physiologique différent (Torres, Gonçalves, Teixeira, & Rodrigues, 2010). En outre, le glucose et le lactose résiduel sont les principaux contaminants qui doivent être éliminés à des degrés différents en fonction de l'utilisation prévue du produit. La technologie actuelle pour la purification des GOS est sur la base des opérations chromatographiques mais, elles sont coûteuses et difficiles à mettre à l’échelle industrielle (Gosling, Stevens, Barber, Kentish, & Gras, 2010). 1.4.1.1.2. Procédé enzymatique Le mode préféré pour la synthèse des GOS est la catalyse enzymatique du lactose à l'aide de la glycosyltransférases (EC 2.4) ou de la glucosidehydrolases (EC 3.2.1) (De Roode et al., 2003). Les glycosyltransférases et glycoside hydrolases sont des enzymes qui sont responsables du transfert du fragment glycosyl du sucre d’un donneur à un accepteur (Ly & Withers, 1999). Bien que les glycosyltransférases sont hautement régio-sélective, stéréo-sélective et efficace, ces enzymes ne sont pas utilisés pour la production industrielle des GOS en raison de leur prix prohibitifs et d'indisponibilité de préparations enzymatiques commerciales, et la nécessité d’un sucre nucléotides spécifique (Torres, Gonçalves, Teixeira, & Rodrigues, 2010). Actuellement, les GOS sont produits avec les glycosides hydrolases en utilisant le lactose comme substrat. Ces enzymes sont disponibles par rapport aux glycosylestransférases mais moins stéréo-sélectives (Tzortzis & Vulevic, 2009). Aussi, la conversion du lactose en GOS est une réaction où il y’a compétition entre l’hydrolyse qui produit du Dglucose et du D-galactose et la transgalactosylation qui génère un mélange complexe de GOS (Tzortzis & Vulevic, 2009). 8.