Etude cinétique de décomposition des2-chloroéthylnitrososulfamides « CENS »

Texte intégral

(1)‫وزراة ا ا

(2) و ا ا‬. ‫

(3) ﺏ‬-‫

(4) ﻡ ﺏ

(5) ﻡ

(6) ر‬. BADJI MOKHTAR-ANNABA UNIVERSITY UNIVERSITE BADJI MOKHTAR-ANNABA. Faculté des sciences Année 2OO7 Département de Chimie. THESE Présentée en vue de l’obtention du Diplôme de DOCTORAT. Etude Cinétique de Décomposition des 2-Chloroéthylnitrososulfamides « CENS » Option Chimie Appliquée Par. SERIDI Achour DIRECTEUR DE THESE : Mekki KADRI. Professeur. Université de Guelma. DEVANT LE JURY PRESIDENT :. Mohamed ABDAOUI. Professeur. Université de Guelma. EXAMINATEURS :. Nourredine AOUF Fayçal DJAZI Rachid DELIMI. Professeur Professeur Professeur. Université de Annaba Université de Skikda Université de Annaba.

(7) Nothing in life is to be feared . It is only to be understood. Marie-curie (1867-1934).

(8) ‫‬ ‫ ل ه ا و را

(9) آ ل ‪-2‬آ(!روإ&‪ %‬ﻥ‪ #‬وزو

(10) ! ) ه* ا را

(11) ‪. /0‬ة أو

(12) ط‬ ‫‪ :1‬ا ‪ ،9‬ا ‪!67‬ی و ا ‪./3! !4‬‬ ‫‪ /0‬ی<; ا !

(13) ‪ :‬ا ‪ /9‬و

(14) ‪7#‬ل ﺽ!ا‪ :‬ذات در‪! 3‬ﺽ <‪B /0 (#‬ل ‪!@A‬ر ]‪7# ) [14-0‬‬ ‫ا ‪! %.#‬ا

(15) ‪ 0M M‬ا‪!0 7L‬ق ا ‪ BH4‬و ‪ J‬ا و!‪ I‬ا‪ 0‬ا ‪ (9H‬ذات ا ‪ :P6‬ا ‪! / 7‬ﺹ! ‪M‬ف ا ‪ (#‬و‬ ‫) ه ا را

(16) أن ا ‪ #‬ﻥ!ع أ دي ا

(17) س و @‪ %‬ا آ‪4‬ت ا ‪ . B‬ها ا ‪ , #‬ا‪ #‬اح‬ ‫ ی‪1 J‬ا ا ‪,%.#‬‬ ‫رآ‪W‬ﻥ اه‪ 7 #‬ذ ‪ X(.‬ا ‪ /0 #‬ا !

(18) ‪ :‬ا ‪!67‬ي ‪ J#‬ا ﻥ ا ‪ # /HP‬و ن ‪ 15‬و (‪ 4‬و!ن و ت ‬ ‫

(19) ‪ .‬ا ‪ ZM %.#‬ﻥ!‪J .‬رﻥ !

(20) ‪ :‬ا ‪ ،/9‬و ‪ 13‬أ ى در

(21) آ ‪ %7‬ه ا آ‪4‬ت ‪ /0‬ا !

(22) ‪/3! !4 :‬‬ ‫!ن أ

(23)

(24) @‪ %‬رﺽ] ا ‪ J4‬و ) ا ‪ \9#‬أن ا ‪

(25) %.#‬ی] ‪J‬رﻥ !

(26) ‪ :‬ا ‪ /9‬و ا ‪!67‬ي و ‪ 6A‬أن ی‪J‬‬ ‫ا ‪4 #‬و ‪J7‬ة ﻥ!‪ , .‬و ل ه ا و ‪!M#‬ی ی‪ 7# J‬آ ا ‪ /0 %.#‬ا !

(27) ‪ :‬ا ‪! /3! !4‬ا

(28) ‪M‬‬ ‫‪ J‬ا

(29) ‪ <#‬اج

(30) ‪-%9‬ﺹ(_ !ﺹ! ا! (( و!‪ I‬ا‪ 0‬ا ‪ (9H‬ذات ا ‪ :P6‬ا ‪ / 7‬و ‪M‬ف ا ‪.(#‬‬. ‫اﻝ

(31) ت اﻝاﻝ‬ ‫•‬. ‫‪-2‬آ(!روإ&‪ %‬ﻥ‪ #‬وزو

(32) ! ‬. ‫•‬. ‫ آ‬. ‫•‬. ‫ا ‪#‬‬. ‫•‬. ‫ا و!‪ I‬ا‪0‬‬. ‫•‬. ‫‪ 0M‬ا ‪(#‬‬.

(33) Abstract. Kinetics decomposition of 2-chloroethylnitrososulfamides was studied in the first time on aqueous buffered solutions with pH ranging from 0 to 14. The study was monitored by RP-LC-MS and conventional UV-spectrophotometry. The reaction acted via a pseudo first order kinetic with significant correlation coefficient. The major decomposition product from CENS after incubation in phosphate buffer were isolated and identified by NMR and mass spectrometry. The results indicate that the mechanism pathway involves a denitrosation of the CENS and competitive hydrolysis with nucleophilic attack on the sulfur atom and formation of sulfamate compounds.. As second approach, we study the decomposition in organic media , the kinetics has been monitored by NMR spectroscopy of proton and isotopic labelled nitrogen . Our first observation show that the kinetics is complex and acted very slowly comparatively to the aqueous and biological media. The use of LC-MS as separative and analytical technique shows several product which have been tentatively identified and a general mechanism has been proposed.. In addition, we have examined the kinetics decomposition of 2-chloroethylnitrososulfamides in calf foetal serum. The study was monitored by on-line solid phase extraction linked to RP-LCMS. These results indicate that the in-vitro stability of CENS in calf fetal serum is less than in aqueous buffer at pH=7.4 and 37°C. We have attribueted this to the catalysis by serum proteins and enzymes. We have shown that partition coeficient of CENS can be coorelated to the kinetics decomposition, so we observe that the stability is greater for more lipohilic CENS. The major metabolites after decomposition have been tentatively identified by RP-HPLC-MS. The mechanism pathway is more complex than in aqueous phosphate buffer ,our first observation indicate the formation of severable metabolites .We have also observed that in this biological media we can avoid the same two principals products leaded from the decomposition of CENS in aqueous phosphate media.. Key- words : Kinetics; Decomposition; Chloroethylnitrososulfamides; LC-MS; On-line solid phase extraction.

(34) Résumé. Dans ce travail de thèse,. nous avons étudié la cinétique de décomposition des 2-. Chloroethylnitrososulfamides CENS dans divers milieux (aqueux, organique et biologique). Dans un premier temps, la cinétique a été étudiée dans le milieu aqueux avec à des pH contrôlés s'étendant de 0 à 14. L'étude a été menée. par RP-LC-MS et spectrophotométrie UV. conventionnelle. La décomposition se fait selon une cinétique de pseudo premier ordre avec des coefficients de corrélation significatifs. Les principaux produits issus de cette décomposition après incubation dans la solution tampon de phosphate (pH=7.4 ; T=37°C) ont été isolés et parfaitement identifiés par spectrométrie RMN et de masse. Les résultats indiquent que le mécanisme implique une dénitrosation des CENS de départ et une hydrolyse concurrentielle du à l'attaque nucléophile sur l'atome de soufre et la formation du sulfamate.. Nous nous sommes également intéressé au comportement cinétique des CENS dans le milieu organique, la RMN du proton et de l’azote marqué ont été exploité pour élucidé le mécanisme qui apparaît très complexe ; le suivie nous a montré qu’il s’agit d’une cinétique assez lente donc nos interprétations été plutôt qualitative . En utilisant la LC-MS comme technique de séparation et d’analyse nous avons pu détecter quelques fragments et un mécanisme général a été proposé sur la base de ces observations.. D’autre part, nous avons examinés la cinétique de décomposition des CENS dans du sérum de veaux foetal, L'étude a été menée par une technique d'extraction en ligne sur phase solide liée à la RP-LC-MS. Ces résultats indiquent que la stabilité in- vitro des CENS dans le sérum est moins importante que dans le milieu phosphate (pH=7.4 et à 37°C) et organique. Nous avons attribué ceci à la catalyse par des protéines et des enzymes de sérum. Nous avons prouvé également que la lipophilie des CENS peut être corrélée à la cinétique de décomposition, ainsi nous avons observés que la stabilité est plus grande pour les CENS les plus lipophile. Les principaux métabolites après décomposition ont été tentitativement identifiées par RP-HPLC-MS. Le mécanisme est plus complexe que dans le milieu aqueux et organique, notre première observation indique la formation de plusieurs métabolites. Nous avons également observé que dans ce milieu on peut avoir les mêmes deux produits. trouvés lors de la décomposition des CENS dans. le milieu aqueux. phosphate.. Mots–Clé : Cinétique; Décomposition; CENS; LC-MS; extraction sur phase solide on-ligne..

(35) REMERCIEMENTS Cette thèse a été effectuée en partie au sein du Laboratoire de Chimie Biomoléculaire de l’Université de Montpellier II sous la direction du Professeur : Jean-Louis Montero. Je le remercie de m’avoir accueilli au sein de son laboratoire et de m’avoir accordé sa confiance pendant ces dix huit mois de formation. Je lui suis reconnaissant pour les conseils qu’il m’a prodigués et l’attention constante qu’il a portée à ce travail. Qu’il trouve dans ces quelques mots l’expression de mes plus sincères remerciements.. J’adresse tout particulièrement mes profonds remerciements au. Professeur Mekki Kadri. de m’avoir encadré et supporté toutes ces années, pour la liberté d’action qu’il m’as laissé, et je le remercie de m’avoir initié à la recherche et permis de mener à bien cette thèse. Ces conseils, sa rigueur scientifique et les nombreux encouragements qu’il m’a prodigués ont été une aide précieuse et indispensable.. J’exprime également mes vifs remerciements au Professeur Mohamed Abdaoui directeur du Laboratoire de Chimie Appliqué de l’Université de Guelma. Je le remercie de m’avoir autoriser à utiliser pour mon travail, les composés ayant faits l’objet de sa thèse. Je le remercie de m’avoir initié et guidé mes premiers pas en synthèse qu’il trouve l’expression de ma parfaite reconnaissance et ma profonde sympathie. Je tiens à remercier très vivement Monsieur Jean-Yves Winum Maître de Conférences à l’université de Montpellier II chef d’équipe à laquelle j’ai été intégré pendant ma formation en France, il été d’un enthousiasme exceptionnel ses précieux conseils ainsi que sa rigueur scientifique et son efficacité m’ont permis de finaliser cette thèse.. Que Monsieur Nourredine Aouf Professeur à l’Université de Annaba, trouve l’expression de ma profonde reconnaissance pour avoir accepter de juger ce travail et je n’oublierais pas ses précieux conseils surtout à mon installation à Montpellier.. Que Monsieur Rachid Delimi, Professeur à l’université de Annaba qui a voulu examiner ce travail, qu’il trouve ici l’expression ma parfaite considération..

(36) Je suis très sensible à l’honneur que m’a fait le Professeur Fayçal Djazi en acceptant de juger ce travail, de faire partie du jury de cette thèse et de l’intérêt qu’il manifeste à mon travail. Je n’oublierai jamais son aide précieuse sans lui je n’aurai obtenu cette formation.. Evidemment, je n’oublie pas le Docteur Gilles Valettes, pour ses précieux conseils pour la manipulation en HPLC-MS.. J’exprime également mes remerciements au ministère de l’enseignement supérieur et de la recherche scientifique d’avoir financé tout mon séjour en France dans le cadre du programme intergouvernemental (BAF). Un grand merci à Madame Nicole Imparato du service accueil international de Montpellier qui a facilité mon séjour à Montpellier et a géré mon dossier durant toute la période de formation . Je voudrais également exprimer toute ma sympathie à mes compagnons de thèse et de travail que j’ai eu le plaisir de rencontrer au laboratoire, Nabila, Antoine, Marie-rose, Catalina, Simon, Audrey, Hicham, Jean-Luc et tous les autres.. Je voudrais exprimer à toute ma famille, et plus particulièrement mes parents, ma profonde reconnaissance pour le soutien qu’ils m’ont apporté en toute circonstance. Qu’ils trouvent dans ce travail le témoignage de mon affection.

(37) A la mémoire de mon oncle : SERIDI A/Aziz A la mémoire de mon grand père : BEHLOUL Brahim. A mes parents A mes frères et sœurs. A mon épouse A la petite Rayenne.

(38) Liste des annotations et des abréviations •. Abs : Absorbance. •. ADN : Acide désoxyribonucléique. •. ARN : Acide ribonucléique.. •. ACN: Acétonitrile. •. BCENU : Bis-chloroethyl nitrosourée. •. BCGNO : 1-Nitroso-methyl-3-benzoylguanidine. •. Boc : Tertiobutyloxycarbonyle. •. CENU : 2-Chloroéthylnitrosourée. •. CENS : 2-Chloroéthylnitrososulfamide. •. CES :. •. C.C.M : Chromatographie sur couche mince.. •. DiBn : Dibenzyle. •. DEAD : Diéthylazodicarboxylate. •. DIAD : Disopropylazodicarboxylate. •. ESI: Electrospray ionisation. •. HPLC : High performance liquid chromatography. •. H.L.B : Hydrolipophyl balanced polymer. •. ICS: Isocyanate de chlorosulfonyle. •. kobs : Constante de vitesse observée. •. Log P : Coefficient de partage. •. LC-MS: Chromatographie liquide couplé à la spectrométrie de masse.. •. MeOH : Methanol. •. NADH: Nicotinamide adénine dinucléotide.. •. NICE-Nu : Nitroimidazole chloroethylnitrosourées. •. MNU : Methyl Nitrosourée. •. MNTS : N-methyl-N-nitroso-p-toluene sulfonamide. •. MNNG: N-methyl-N-nitro-N-nitrosoguanidine.. •. MS: Mass spectroscopy. •. Nd : Non déterminé.. •. n.m : Nanométre. •. Ph : Phényle. •. PPh3 : Triphénylphosphine. 2-Chloroethylsulfamides..

(39) •. P.D.A: Photodiode array (détecteur à barrette de diode). •. p.p.m: Partie par million. •. Rf : Rapport frontale. •. RMN 1H : Résonance magnétique nucléaire du proton.. •. RMN. •. RP-LC-MS : Chromatographie en phase inverses couplée à la masse.. •. S.P.E: Extraction sur phase solide.. •. t-Bu : Tertiobutyl. •. THF : Tétrahydrofuranne. •. TEA : Triéthylamine. •. TIC : Total ionic chromatogram. •. t1/2 : Temps de demie vie (temps de demie réaction). •. TSGNO : N-nitrosoguanidine, 1-methyl-3-tolylsulfonylguanidine. •. TFA : Acide trifluoroacétique. •. UV-PDA : Détecteur ultraviolet à barretes de photodiode.. •. Z : Amine (aromatiques et aliphatiques), aminoacide ou phénol. •. λmax : Longueur d’onde correspondante au maximum d’absorption.. 15. N : Résonance magnétique nucléaire de l’azote marqué..

(40) Listes des schémas. •. Schéma (1) : Les CENS utilisé dans notre étude…………………………………. 3. •. Schéma (2) : Mécanisme de la décomposition des CENU selon la voix A…….... 8. •. Schéma (3) : Mécanisme de la décomposition des CENU selon la voix B……..... 9. •. Schéma (4) : Mécanisme de décomposition des CENU selon la voix C………….10. •. Schéma (5) : Hydrolyse et réduction de la BCENU… …...................................... 11. •. Schéma (6) : Hydrolyse et réduction de la BCENU Bis-méthylé..……………… 11. •. Schéma (7) : Hydrolyse et réduction de la BCENU Bis-méthylé marqué 18O……12. •. Schéma (8) : Mécanisme de décomposition de l’oxadiazole…………………...... 12. •. Schéma (9) : Modification de la décomposition des CENU……………………... 13. •. Schéma (10): Dialkylation enzymatique des CENU…………………………….. 14. •. Schéma (11) : Décomposition des Alkylnitrosourées……………………………. 14. •. Schéma (12) : Décomposition des MNU………………………………………….15. •. Schéma (13) : Décomposition des MNU en milieu basique ………………......... 16. •. Schéma (14) : Décomposition des MNU via l’intermédiaire tetrahedral………… 16. •. Schéma (15) : Mécanisme globale de la décomposition des NICE-Nu ………… 17. •. Schéma (16) : Décomposition des NICE-Nu……………………………………. 17. •. Schéma (17) : Décomposition des nitrososulfonamide selon le mécanisme 1…… 18. •. Schéma (18) : Décomposition des nitrososulfonamide selon le mécanisme 2..….. 19. •. Schéma (19) : Décomposition des nitrososulfamates en milieu aqueux………… 19. •. Schéma (20) : Mécanisme de décomposition nitrososulfamates………………… 20. •. Schéma (21) : Décomposition des Nitrophenylsulfonyl ethyl ether……………... 21. •. Schéma (22) : Mécanisme de dégradation oxydative des sulfamides……………. 22. •. Schéma (23) : Schéma de fragmentation en spectrométrie de masse……………..23. •. Schéma (24) : Mécanisme d’oxydation des sulfamides………………………….. 24. •. Schéma (25) : Mécanisme d’hydrolyse des N-(phénoxycarbonyl) sulfamate…… 25. •. Schema (26) : Dégradation des 1,2-Bis (sulfonyl)-1-Alkylhydrazine…………… 26. •. Schema (27) : Mécanisme de l’hydrolyse des MNTS…………………………… 27. •. Schema (28) : Mécanisme de décomposition des MNNG………………………...28. •. Schema (29) : Structure du TSGNO et BCGNO…………………………………. 28. •. Schema (30) : Les trois voix de décomposition des MNTS…………………… 29. •. Schema (31) : Schéma d’ouverture sulfamide N-substitué s cyclique…………. 29.

(41) •. Schema (32) : Carbamoylation- sulfamoylation………………………………......33. •. Schema (33) : Chloroethylation………………………………………………….. 33. •. Schema (34) : Déprotection………………………………………………………. 34. •. Schema (35) : Nitrosation………………………………………………………… 35. •. Schema (36) : Carbamoylation-sulfamoylation-cyclisation…………………….. 36. •. Schema (37) : Réouverture des oxazolidinone…………………………………… 37. •. Schema (38) : Halogénation……………………………………………………… 37. •. Schema (39) : Nitrosation………………………………………………………… 37. •. Schema (40) : Synthèse selon la voix C………………………………………….. 38. •. Schema (41) : Les éléments d’un système LC-MS………………………………. 41. •. Schema (42) : Détecteur de masse type singulier quadripolaire………………... 42. •. Schema (43) : Système d’analyse des substances actives par LC-MS…………… 45. •. Schema (44) : Schema global pour l’analyse en SPE-LC-MS………………….. 46. •. Schema (45) : Interaction protéine analyte avec la phase mobile…………………47. •. Schema (46) : Système de vanne automatique utilisé en SPE-LC-MS…………... 50. •. Schema (47) : Mécanisme de Décomposition des CENS à pH=7.4;T=37°C)…… 61. •. Schema (48) : Mécanisme de dénitrosation des CENS………………..…………. 62. •. Schema (49) : Mécanisme d’hydrolyse des CENS ……………………………… 63. •. Schema (50) : Stabilisation de la chlorethyldiazoate ……………………………. 65. •. Schema (51) : Marquage des CENS à l’azote 15………………………………… 66. •. Schema (52) : Résonance des trois azote en RMN de l’azote 15………………… 69. •. Schema (53) : Mécanisme de décomposition des CENS en milieu organique ….. 77. •. Schema (54) : Mécanisme de décomposition des CENS dans le sérum ………… 83. •. Schema (55) : Schéma hypothétique de l’interaction bio-chimique……………... 87 des CENS dans le sérum ..

(42) Liste des figures •. Figure (1) : Spectres UV lors de la décomposition en milieu basique…………… 53. •. Figure (2) : Spectres UV lors de la décomposition en milieu acide……………… 53. •. Figure (3) : Spectres UV lors de la décomposition en milieu neutre…………….. 54. •. Figure (4) : Profil du pH des composés étudiés ………………….……………... 55. •. Figure (5) : Evolution du chromatogramme du composé1 en fonction du temps... 56. •. Figure (6) : Variation de la surface du pic en fonction du temps………………… 59. •. Figure (7) : 1-Chromatogramme du composé 2 après 72h de réaction ………… 60 2-Chromatogramme du CES pur préparé par voie de synthèse.. •. Figure (8) : Spectre RMN 15N du composé 1 dans ACN………………………… 67. •. Figure (9) : Spectre RMN 15N du composé 1 dans MeOH………………………..68. •. Figure (10) : Spectre RMN 15N du composé 2 dans ACN……………………….. 68. •. Figure (11) : Spectres RMN1H montrant l’évolution cinétique………………….. 71 du composé 1 à T° ambiante.. •. Figure (12) : Chromatogramme HPLC des différents composés………………... 75 dans l’acétonitile à température ambiante après 15 .. •. Figure (13) : Evolution en fonction du temps du chromatogramme…………….. 81 de la décomposition du composé 2 incubé dans du sérum de vœu fœtale à 37°C. •. Figure (14) : Evolution de la surface du pic en fonction du temps ........................ 87 pour le composé2.

(43) Table des matières Introduction……………………………………………………………………………... 2 Chapitre (1) : Rappels bibliographiques sur la décomposition des composés………. 6 apparentés aux CENS. 1.1.Décompositions des Chloroéthylnitrosourées…………………………7 1.1.1. Mécanisme A………………………………………………. 8 1.1.2. Mécanisme B………………………………………………..9 1.1.3. Mécanisme C………………………………………………..10 1.1.4. Compétition des trois mécanismes……………………......... 10 1.1.5. Modifications de la décomposition des CENU….…………. 12 1.2. Décomposition des Alkylnitrosourées…………………………......... 14 1.3. Décomposition des nitroimidazoles chloroéthylnitrosourées……….. 16 1.4. Décomposition des nitrososulfonamides…………………………..... 18 1.5. Décomposition des nitrososulfamates………………………………. 19 1.6. Décomposition des Nitrophenylsulfonyl éthyl ether………………... 20 1.7. Décomposition oxydative des sulfamides.…………………………... 21 1.8. Décomposition des N-(phénoxycarbonyl) sulfamates.……………... 24 1.9. Décomposition des 1,2-Bis (sulfonyl)-1-Alkylhydrazine…………… 25 1.10.Décomposition des MNTS et MNNG………………………………..27 1.11.Décomposition des N-substitués sulfamides Cycliques.……............. 29 Chapitre (2) : Synthèse des CENS……………………………………………………... 31 2.1.Synthése selon la voix A…………………………………………….... 32 2.1.1.Carbamoylation sulfamoylation…………………………...... 32 2.1.2.Chloroethylation selon Mitsunobu………………………...... 33 2.1.3.Déprotection………………………………………………… 34 2.1.4.Nitrosation…………………………………………………... 35 2.2.Synthése selon la voix B……………………………………………… 35 2.2.1.C arbamoylation-sulfamoylation-cyclisation ……………….. 36 2.2.2.Réouverture des oxazolidinones……………………………. 36 2.2.3.Halogénation………………………………………………... 37 2.2.4.Nitrosation…………………………………………………... 37 2.3.Synthése selon la voie C……………………………………………… 38 Chapitre (3) : Les outils d’analyses…………………………………………………….. 40 3.1. Analyse par spectrophotométrie UV-visible…………………………. 41 3.2. Analyse par LC-MS des CENS……………………………………….41 3.2.1. Mise au point de la méthode……………………………….. 42 3.2.1.1. Choix de la colonne………………………………. 42 3.2.1.2. Choix de la phase mobile………………………… 42 3.2.1.3. Gradient d’élution................................................... 43 3.2.1.4. Choix du débit......................................................... 43 3.2.1.5. Choix de la température…………………….......... 43 3.3. Analyse par HPLC de la décomposition des CENS ………………… 44 en milieu biologique. 3.3.1. Le couplage on-line Cleaning LC/UV/ESI-MS……………. 44 3.3.2. Mise au point de la méthode d’analyse……………………. 47 3.3.3. Choix de la précolonne………………………………….… 48 3.3.4. Choix de la phase stationnaire……………………………... 49 3.3.5. Choix de la phase mobile…………………………………... 49 3.3.6. Gradient d’élution………………………………………….. 49.

(44) 3.3.7. Choix de la température……………………………………. 50 3.3.8. Choix du débit……………………………………………… 50 3.3.9. Le système de vanne automatique…………………………. 51 3.4. Analyse de la décomposition par RMN……………………………………… 52 3.4.1. La RMN du proton ………………………………………………… 52 3.4.2. La RMN de l’azote marqué…………………………………………52 Chapitre (4) : Décomposition des CENS dans le milieu aqueux …………………….. 53 4.1. Suivi cinétique par spectrophotométrie UV-visible…………………………. 54 4.1.2. Traitement des données cinétiques………………………………… 56 4.2. Suivi par LC-MS……………………………………………………………...57 4.3. Identifications des produits issus de la décomposition des CENS…………... 61 4.4. Mécanisme de décomposition proposé………………………………………. 62 Chapitre (5) : Décomposition des CENS en milieu organique……………………….. 64 5.1. Décomposition en présence du KOtbu………………………………………. 65 5.2. Décomposition en milieu acide organique…………………………………... 66 5.2.1. Marquage régiosélectif des CENS…………………………………. 66 5.2.2. Suivi par RMN de 15N………………………………………………66 5.3. Décomposition en milieu organique neutre …………………………………. 70 5.3.1. Suivi par RMN du proton………………………………………….. 70 5.3.2. Suivi par HPLC-ESI-MS…………………………………………... 74 Chapitre (6) : Décomposition des CENS dans le milieu biologique………………...... 80 6.1. Suivi par SPE-LC-MS ………………………………………………………. 80 6.2. Cinétique et lipophilie ………………………………………………………. 84 Conclusion Générale…………………………………………………………………… 89 Parie expérimentale …………………………………………………………………….. 91 Références Bibliographiques………………………………………………………….... 99 Annexe…………………………………………………………………………………… 108.

(45) INTRODUCTION GENERALE.

(46) Introduction Les 2-Chloroéthylnitrosourées (CENU) sont des agents alkylants bi fonctionnels présentant une activité sur un. large spectre de tumeurs. Plusieurs d’entre elles sont. couramment utilisées en clinique dans le traitement des mélanomes malins, lymphomes, adénocarcinomes métastasiques, cancers du système gastro-intestinaux, et quelques autres tumeurs solides [11-27].. Malheureusement, les CENU n’ont pas seulement une activité antinéoplastique mais également muta génique et cancérogène. D'ailleurs, leur efficacité thérapeutique est associée lors de leur décomposition à la génération de deux espèces chimiques électrophiles. Une première espèce (ion éthylchloronium) qui va alkyler l’ADN et former des ponts inter et intracaténaires, contribue à l’activité antitumorale. La deuxième espèce (isocynatate) est responsable quant à elle de la carbamoylation des protéines, essentiellement les enzymes de réparation.. Cette réaction de carbamoylation n’intervient pas dans l’activité antitumorale, mais a été largement mise en cause dans la toxicité associée à ces composés (myélotoxicité) empêchant ainsi les poursuites de traitements. Sur la base de ces observations, une nouvelle famille d’agents. alkylants. structurellement analogues aux 2 chloroethylnitrosourées (CENU) mais exempte de toute activité. carbamoylante,. a. été. développée.. Il. s’agit. en. l’occurrence. des. 2-. chloroéthylnitrososulfamides (CENS) [6-7].. Leur synthèse a été largement décrite, et leur évaluation in-vitro s’est avérée très encourageante comparés à des CENU utilisés en clinique [6-10].. Pour apporter une meilleure évaluation clinique et prévoir le mode d'action des CENS, des études cinétiques sur leur décomposition dans différentes conditions sont nécessaires..

(47) Les trois CENS ayant fait l’objet de notre travail sont choisis (schéma 1) en raison de leur meilleur activité in-vitro sur les variétés de cellules mammaires A549 et pulmonaire MCF7, comparés aux CENU [7]. Il s’agit de composés suivants : •. Composé (1): N-nitroso , N-(2-chloroethyl) , N’-sulfamoyl pipéridine. •. Composé (2): N-nitroso , N-(2-chloroéthyl),N’,N’-dibenzylsulfamide. •. Composé (3): N-nitroso , N-(2-chloroéthyl),N’,N’-dicyclohexylsulfamide. O O S N N N. O Cl. N. O S. O. 1. N N. Cl O. 2 O O S N N N. 3. Cl O. Schéma (1) : CENS utilisés dans notre étude. Le travail présenté commence d’abord par une étude de décomposition en milieux aqueux acide, neutre et basique. Le suivi cinétique par spectrophotométrie directe montre qu’à l’instar de leurs analogues [11,22,23,25,39], les CENS subissent une catalyse acidobasique généralisée. A cet effet, il a été également instructif de mettre en évidence le comportement du nouveau motif introduit en chimie =NSO2N(NO)- . La difficulté de la détermination des différentes espèces formées a été surmontée en faisant recours au couplage de la chromatographie liquide de haute performance (HPLC) à la spectrométrie de masse (MS).. En milieu organique, la décomposition des CENS été suivie en combinant une variété d’outils d’analyse, il s’agit en l’occurrence de la RMN de l’azote marqué, la RMN du proton et la chromatographie liquide couplée à la masse (LC-MS).. 18.

(48) D’autre part, pour nous rapprocher davantage du milieu biologique et avoir une idée sur les interactions qui pourraient y avoir lieu, nous avons identifié les espèces formées suite à la décomposition des CENS dans le sérum de veau fœtal. A cet effet, nous avons développé une méthode d’extraction. en ligne reliée automatiquement à la. chromatographie liquide à phase inverse couplée à la spectrométrie de masse (RP-LC-MSESI).. La thèse est composée de six chapitres :. •. Rappels bibliographiques sur la décomposition des composés apparentés aux CENS.. •. Synthèse des CENS.. •. Outils d’analyses. •. Décomposition des CENS dans le milieu aqueux. •. Décomposition des CENS en milieu organique. •. Décomposition des CENS dans le milieu biologique. Le premier chapitre de cette thèse rassemble une recherche bibliographique sur la décomposition des analogues structuro fonctionnels aux CENS. Une attention particulière a été accordée aux. chloroéthylnitrosourées, en raison de leur forte parenté structuro. fonctionnelle aux CENS. Nous nous sommes également intéressés aux nitrososulfamates , et aux nitrososulfonamides ainsi que d’autres sulfamides qui nous ont orientés dans les interprétations mécanistiques et cinétiques.. Le second chapitre comporte une description des trois voies d’accès aux CENS et une comparaison entre elles.. Le troisième chapitre est une présentation de divers outils analytiques utilisés il s’agit de la spectrophotométrie UV-Vis , la HPLC et de sa mise au point ( choix de la colonne , phase mobile etc ..) , la HPLC couplée à la masse (LC-MS), et la technique d’extraction en ligne sur phase solide utilisée lors de la décomposition des CENS en milieu biologique.. 19.

(49) Le quatrième chapitre comporte l’étude de la décomposition des CENS en milieu aqueux à des pH contrôlés .Il rassemble tous les résultats et les discussions nécessaires.. La décomposition dans le milieu organique a fait l'objet du cinquième chapitre. La combinaison de la RMN de l’azote marqué et la RMN du proton ont été les outils de choix pour notre investigation. La combinaison de ces méthodes avec la LC-MS nous a permis d’établir un mécanisme de décomposition dans ce milieu.. Dans le dernier chapitre, nous avons décrit l’étude cinétique de décomposition en milieu physiologique. A cet effet nous avons adapté la technique HPLC basée sur le nettoyage en ligne couplée à la chaîne LC-MS pour les études cinétiques.. Enfin, la dernière partie de cette thèse comporte une conclusion générale et une partie expérimentale où sont rassemblés tous les protocoles expérimentaux.. 20.

(50) CHAPITRE (I) Rappels bibliographiques sur la décomposition des composés apparentés aux CENS.. 21.

(51) Dans ce chapitre nous allons exposer les différents travaux décrits dans la littérature liés à la décomposition des analogues structuro fonctionnels des CENS. Il est important de signaler qu’aucune indication n’a été donnée dans la bibliographie concernant la cinétique de décomposition des CENS. Certains composés étudiés comportent le motif nitrososulfonyl , d’autres par contre contiennent dans leur structure les deux motifs chloroéthyl, et nitroso à la fois. Les activités biologiques de ces composés et leurs mécanismes de décomposition ont été décrites.. I.1.Décomposition des Chloroéthylnitrosourées: Les Chloroéthylnitrosourées (CENU) présentent une grande analogie structuro fonctionnelle avec les CENS. On peut escompter une analogie entre leurs mécanismes de décomposition et entre leurs modes d’action. Les études de décomposition des CENU nous servirons de balises pour le comportement des CENS Depuis les travaux de Montgomery et coll. 1967, [25] sur la synthèse et la décomposition des CENU , Brundett et Colvin [21] ont complété et exploré d’autres modes de décomposition probables. Par la suite l’équipe dirigée par Lown [11, 12, 14, 35] s’est largement intéressée à la décomposition des CENU par l’emploi des techniques instrumentales modernes notamment la RMN de l’azote 15, le carbone 13 et l’oxygène 18. Le marquage isotopique spécifique s’est avéré un outil puissant pour suivre et comprendre les phénomènes souvent complexes en solution. Par ailleurs, l’utilisation de la chromatographie en phase gazeuse couplée à la masse pour les produits volatiles, a permis de proposer un autre mécanisme plausible. Les auteurs ont discuté les possibilités de chacun des mécanismes compétitifs [11]. Les études entreprises, dans leur majorité, ont montré d’une manière générale que la décomposition dépend de la nature du milieu, de la température et aussi du pH des solutions aqueuses. En effet, il a été établi que la stabilité des CENU en milieu aqueux est fortement dépendante du pH. Ainsi, par exemple la Bis-Chloroéthylnitrosourées (BCENU) est relativement stable à pH=4.5 avec un temps de demie vie supérieure à 500 min, par contre à pH=7.4 et 8 les temps de demie vie sont respectivement de 50 et 5 min.. A des pH fortement acides (pH < 2) la BCENU se décompose en quelques secondes. Pour mieux cerner et expliquer leur particulière a été accordée aux mécanismes. mode d’action in-vivo une attention de décomposition dans des conditions. physiologiques de température et de pH (T=37°C, pH=7.4).. 22.

(52) Divers. mécanismes. ont été proposés permettant. de comprendre leur mode. d’action et leur réactivité avec les bases de l’ADN en l’occurrence la purine et la pyrimidine. Pour pH > 5, trois mécanismes de décomposition ont été proposés (A-C) schéma (2, 3, 4) [11].. 1.1.1. Mécanisme (A) : Ce mécanisme est caractérisé par une décomposition initiale pour donner le diazohydroxyde et l’isocyanate. Il est considéré comme étant le mécanisme le plus probable sous les conditions physiologiques (schéma 2). L’entité isocyanate. est une. espèce carbamoylante qui peut réagir avec les acides aminés et l’ARN in- vivo. Par contre, le diazohydroxyde est l’espèce alkylante considérée comme étant le précurseur de l’ion chloronium responsable de l’activité anticancéreuse des CENU.. H. N. O. NR C NCH2CH2Cl O. NR C O. Isocyanate. HO -N ClCH2CH2 N N OH2 2 ClCH2CH2 2 -H2O H2O -H Chloroéthyldiazohydroxyde Cl. ClCHCH3 H2O. ClCH2CH2OH. ClCH2=C + H3O. ClCH2CH2Cl. -HCl. CH3CH O. Schéma (2) : Mécanisme de la décomposition des CENU selon la voix A. 23.

(53) 1.1.2. Mécanisme (B) : Ce deuxième mode de décomposition minoritaire, proposé par Brundret et Colvin [21]. Le groupement nitroso subit une réaction de déplacement intramoléculaire pour donner 1,2,3-oxadiazolidine.. La suite de la intermédiaire réactif. fragmentation donne le 4,5-dihydro-1,2,3- oxadiazole comme qui. se. décompose en milieu aqueux pour donner le 2-. hydroxyéthyldiazohydroxyde (OHCH2CH2OH). Le dernier intermédiaire peut se dégrader via le carbocation (2-Hydroxyethyl) pour donner l’oxyde d’éthylène, l’éthylène glycol et l’acétaldéhyde qui ont été détectés par chromatographie en phase gazeuse couplée à la masse [11]. H. O. N. NR C NCH2CH2Cl O. H. Cl. NR C N O N. NR. C. O. O. H2O. N. N N ClCH2CH2. OH2. N O. -H2O -N2. Oxadiazolidine OHCH2CH2OH. Schéma (3) : Mécanisme de la décomposition des CENU selon la voix B. 24.

(54) 1.1.3. Mécanisme (C) Le troisième mode de décomposition passe par une cyclisation intramoléculaire de l’oxygène du carbonyle et un déplacement de l’halogène pour produire les 2(alkylimino)nitrosooxazolidines [11]. H. N. O. NR C NCH2CH2Cl O. N. O. N NR O. ClCH2CH2 N. NR C O. -H2O. H2C. N OH2 -N2. CH. CH3CH O. Schéma (4) : Mécanisme de décomposition des CENU selon la voix C. 1.1.4. Compétition des trois mécanismes : Des expériences intéressantes ont été conduites pour déterminer l’importance relative des mécanismes A, C. et leur compétition avec le mécanisme B, en prenant comme. exemple le cas de la BCENU.. Cette expérience consiste à hydrolyser le composé BCNU-β-β’-D4 deutéré dans l’H218O à pH 7.1 et T=25°C. L’hydrolyse est à 99% et l’acétaldéhyde formé a été immédiatement réduit en éthanol en présence de la déhydrogénase d'alcool de foie et du NADH dans le but d’éviter tout échange entre les atomes 18O-16O du groupement carbonyl, (schéma 5).. 25.

(55) O N. H H218O Dehydrogénase d'alcool. ClCD2CH2N. C. NCH2CD2Cl. pH 7.2. NADH. CH2D CDHOH + CH3D CDHOH 79%. O. 18. O. 21%. A+C = B. 16. O. 79 21. Schéma (5). Les analyses par chromatographie en phase gazeuse couplé la masse (GC-MS) des composés dont les atomes sont marqués au deutérium et à l’oxygène 18O , ont révélé que les deux types d’éthanols formés par la suite de la décomposition de la BCENU, en l’occurrence. le CH3DCDHOH et le CH3CDHOH , contiennent. 79±10% d’18O et. seulement 21±10% pour l’16O. Cela peut être expliqué par le fait que l’incorporation de l’oxygène. 18. O externe (H218O) passe par le mécanisme A ou C,. mécanisme B étant. le passage par le. peu probable. Ainsi, la proportion relative des trois mécanismes. est de : A+C/B= 79:21.. D’autre part, la décomposition d’un dérivé substitué ( BCENU bis méthylée ) sous les mêmes conditions, donne du propanol contenant 11% d’18O et 89% 16O (schéma 6). O H. N. H218O ClCH2CHN CH3. C O. NCHCH2Cl. pH 7.2. Dehydrogénase d'alcool CH3CH2CH2OH +11% 18O NADH. CH3. A+C = B. 89% 16O 11 89. Schéma (6). Ce résultat indique que le mécanisme B est favorisé à : B/A+C = 89/11. Dans ce cas, la cyclisation intramoléculaire et le passage par l’intermédiaire 1,2,3-oxadiazole est fortement concerté compte tenu de l’effet stérique. Les auteurs se sont intéressés également à la décomposition des CENU marqués au niveau du motif N=O18 et la cinétique a été menée dans l’H216O (schéma 7). Les produits de décomposition sont CH3CDHCDHOH et CH3CH2CDHOH contenant 88±10% d’18O et. 26.

(56) seulement 12%±10% d’16O ce qui implique une prédominance du mécanisme B avec une proportion de 88/12.. 18. O H. N. H216O ClCD2CHNH C CH3. O. NCHCD2Cl. pH 7.2. Dehydrogénase d'alcool CH3D CDHOH + CH3CH2CDHOH NADH. CH3 88%. 18. O. 12%. A+C = B. 16. O. 12 88. Schéma (7). Ces observations faites pour le CH2DCDHOH éthanol et le CH3CH2CDHOH propanol indiquent que. l’intermédiaire 1, 2,3–oxadiazole peut se décomposer. partiellement selon (le schéma 8).. H. H N. H D. N. N. D H. N O. O D. -N2 H H HO N N C C OH -H2O D D. D H2 O. CH2D-CHD-OH. Schéma (8). 1.1.5. Modifications de la décomposition des CENU : Une attention particulière a été accordée à la décomposition des CENU via le passage par l’intermédiaire alkanediazohydroxyde autant les voies B et C [11]. 27. selon la voie A, sans exclure pour.

(57) D’après les mécanismes proposés , seule la voie A donne naissance à l’alcane diazohydroxyde qui contient la chaîne 2-haloéthyl , l’ultime responsable du pontage de l’ADN , expliquant ainsi l’origine de l’activité anticancéreuse de cette classe de composés . En revanche, les intermédiaires 1, 2, 3, oxazodiazoline et 2-imino-nitrosooxazolidinone provenant des voies B et C ne génèrent pas l’entité alkylante. Le pontage de l’ADN. in-vivo engendré principalement. par l’éthyle N-(2-. chloroethyl)-N-nitrosocarbamate donne seulement 12% de pontage , par contre 28% en présence des thiols. En effet, d’après le mécanisme (schéma 9), la présence des thiols augmente l’attaque nucléophile sur le groupement carbonyle du carbamate, et donne ainsi une fragmentation plus importante qui produit l’entité diazohydroxyde ce qui implique une augmentation du pourcentage de pontage.. O N. 12% de pontage de L'ADN. HO. OH. N. H2O. O. N. C. OEt. C. OEt. N. N R. R. O. N. O C. O. OH. R. H. OEt. O. HO N. OH. N. C. N. O. R'SH R 28% de pontage de l'ADN. SR'. OEt. N. R. C. OEt. SR'. Schéma (9). En introduisant un radical R en position N3, la décomposition sera affectée de telle sorte que les intermédiaires diazohydroxyde et l’isocyanate ne sont pas observés. De tels composés, exigent une dealkylation enzymatique avant l’action anticancéreuse (schéma 10).. 28.

(58) H. H O. N R2. O R2. NO. N. N. R1. i R3. H. NO. N. N. R2 R1. O. H H2O. R3. R2. O. OH. N. N N. O R2NH2 +CO2. R3 OH. O H. i=Dealkylation enzymatique. N N R3. Schéma (10). I.2. Décomposition des Alkylnitrosourées en milieu aqueux: J. K. Snyder et L. M. Stock [22,23] ont montré que alkylnitrosourées. est catalysée en milieux. la décomposition des. acide et basique. La cinétique de. décomposition des N, methyl-, N, N’-dimethyl-, et N, N’, N’’- trimethyl-N-nitrosourea a été étudiée en solution aqueuse. A des pH < 2, les composés N-methyl subissent deux phénomènes : une dénitrosation et une hydrolyse. La dénitrosation donne la methylurée et l’acide nitreux ; par contre l’hydrolyse donne principalement la methylamine, de l’azote et du dioxyde de carbone (schéma 11). N H3 C. Dénitrosation. O. CH3NCO + HNO2. + H3 O +. N C. NH2. Hydrolyse. CH3NH2 + N2 + CO2. O MNU. Schéma (11) Il a été constaté également que la catalyse acide de décomposition de la trimethyl nitrosourée est plus rapide que pour la N-methyl-N-nitrosourée et que la dénitrosation de ce composé donne la triméthylamine et de l’acide nitreux. Par ailleurs l’hydrolyse donne le méthanol, la dimethylamine , l’azote et le dioxyde de carbone [22-23]. En milieu basique en présence de l’ion hydroxyde, la cinétique du mono, di et triméthyl nitrosourées est de premier ordre. L’hydrolyse donne du méthanol et des dérivés de l’acide carbamique.. 29.

(59) Les auteurs se sont également intéressés à l’effet de sels sur la décomposition des alkylnitrosourées. Les résultats obtenus montrent que leur influence est négligeable excepté pour le sel de lithium. La vitesse de l’hydrolyse des alkylnitrosourées dépend de la concentration du sel à pH=9.5. Par ailleurs, l’effet isotopique du solvant sur la catalyse basique [21] montre qu’il y ait un échange isotopique entre l’oxygène. 18. O de l’eau sur le groupement carbonyle de. l’urée (schéma 12). MNU-18O. MnU. produits d'hydrolyse. Schéma (12) Dans un autre travail [22], les mêmes auteurs ont décrit l’influence du groupement alkyle sur la décomposition en milieu basique de deux N-nitrosourées : N-isopropyl- et Ntertiobutyl-N-nitosourées . A pH 9.75 les composés subissent une hydrolyse très rapide et présentent une constante de vitesse kobs > 1s-1. Ces produits se décomposent également en milieu de. chloroforme anhydre. Les groupements alkyles secondaires accélèrent la. réaction de décomposition des N-nitrosourées contrairement aux groupements benzyles ou allyles pour lesquels les interactions stériques sont très significatives. Même pour les composés alkylés les dérivés dialkyl sont moins réactifs que le monoalkylé kobs(DMNU)/ kobs(MNU)= 3.0.10-3 Les N-méthyl-N-nitrosourées (MNU) provoquent la méthylation de l'ADN ; pour élucider. leur mode d'action, la décomposition de ces composés a été étudié en milieu. aqueux. L'hydrolyse suit une cinétique d'une réaction du pseudo -premier ordre [27]. La RMN des atomes marqués a été utilisée pour le suivi cinétique in situ des intermédiaires réactionnels et des produits formés issus de la décomposition des [13CO] MNU, [15NH2] MNU et [13CH3] MNU. La décomposition des MNU est initiée par une déprotonation du groupement carbonyle suivie d'une hydrolyse catalysée par le milieu basique. Les deux principales espèces réactives formées sont l'ion methyldiazonium (Me-N2+) et le cyanate (NCO-) (schéma 13).L’incorporation de l’atome deutérium dans le groupement méthyle du MNU a été faite dans le D2O à des pH très élevés. La méthylation des oligonucléotides dans D2O par la MNU montre une deutération partielle du N7 du groupe méthyle guanine. 30.

(60) H2N. N. O. -H. +. O. N. N. N O. O. N. HN. O. CH3. HOCN N. CH3. CH3. MNU. H H. échange dans D2O Me-N2 + OH. CH2N2. H. OCN. Schéma (13) : Mécanisme de décomposition des MNU dans l'eau catalysée en milieu basique. Par ailleurs, un autre chemin réactionnel passant par un intermédiaire tétraédrique a été proposé. L’intermédiaire se décompose à son tour en diazoate de méthyle et en carbamate (schéma 14).. H2 N. N. O. H2N. N. N. NH2CO2H. N. N O. O O. CH3. O. OH. CH3. OH MNU. N CH3. H. H. CH2N2. NH3 + CO2. Me-N2 + OH. Schéma (14): Décomposition de la MNU induite en milieu basique via l'intermédiaire tetrahedral. 1.3. Décomposition des nitroimidazole chloroethylnitrosourées (NICE-Nu) : La. décomposition des NICE-Nu. en milieu aqueux donne principalement le. nitroimidazole et l’isocyanate responsable de l’activité carbamoylante [24,82]. Les auteurs ont exploité cette constatation pour évaluer expérimentalement cette activité.. 31.

(61) L’étude de la décomposition menée par la HPLC a permis de proposer le mécanisme global suivant (schéma 15). N. R. Cl N N H. CH2CHCl OH. N. O. C H2. N R. C. H2O. N N. O. O. CH2. +. H2O N CH2CH2Cl. NH. O. CH3CHO. N. ClCH2CH2OH HOCH2CH2OH. Schéma (15). Il a été prouvé que la formation de l’isocyanate lors de la décomposition des NICE-Nu est corroborée par la formation de l’urée (schéma 16).. N N. R. Cl N. HN C. R N. N. O. C H2. N. R. H2 C. N N. O N. C HN. O. C HN N R N C H2. N. NH2 N. R. Schéma (16) D'une part , l’urée ne peut se former qu’en présence d’une amine et d’une isocyanate, et d’autre part, les paramètres cinétiques calculés montrent que les NICE-Nu présentent des temps de demie vie comparables à ceux de la BCNU, CCNU et de la Chlorozotocine (CZT). Il a été remarqué également la position groupement NO2 sur le cycle imidazole n'a pas une influence sensible sur la cinétique de décomposition [24,82].. 32. O.

(62) 1.4. Decomposition des nitrososulfonamides : La méthode de synthèse des agents alkylants [29-32] très réactifs (carbonium, nitrilium et oxonium), utilise les produits de la déamination qui donnent. des ions. carbonium via la décomposition des N-nitrososulfonamides. Il a été trouvé que la N-benzyl N-nitrosotrifluorométhane sulfonamide (2) se décompose à 30°C dans CDCl 3 avec un temps de demie vie ~10-20 minutes , en raison de cette instabilité ce composé devrait être préparé fraîchement avant toute étude [29-31]. Pour la N-benzyl N-nitroso dinitrobenzenesulfonamide (2’B) le temps de demie vie (schéma18) dans CDCl 3 à 25 °C est de 6 heures .La nitrosoamide , obtenue suite à cette décomposition a été isolée sous sa forme cristalline avec un rendement de 90% . D’autre part, les composés 2A-C présentent presque les mêmes vitesses de décomposition (temps de demi-vie 13, 11 et 10 min, respectivement à 30°C dans CDCl3). Ce qui est en faveur du mécanisme suivant:. O N R. R1. N O. +. R. S. N. O. N. SO2R1. R+N2-O3SR1. O 5. 2. Schéma (17). Et non le mécanisme (schéma18) qui met en évidence l’influence de la nature des substituants sur le noyau phénylique: [29-32]. 33.

(63) O N RNHSO2R1. a, b. R1 20-30°C. N. R. S. N2R. OSO2R1 3. 1. O. O. 2. solv. R-solv. R+N2-O3SR1. 7. +. N-O3SR1. NR. 5. 4. A, R= C6H5CH2 B, R= 4-NO2C6H4CH2C, R= 3-NO2C6H4CH2D, R= CH3-. ROSO2R1 6. a = NaOH et évaporation. série 1-6 , R1= -CF3. b = N2O4 +NaOAC/ CH2Cl2 à -10°C 1'-6', R1=. NO2. O2N. Schéma (18) 1.5. Décomposition des nitrososulfamates : L’étude cinétique de décomposition des N-Nitrososulfamates en milieu aqueux est fonction du pH [30]. Les phénomènes mis en jeu en solution sont complexes notamment quant à la mise en évidence de la catalyse acide et de la formation de l'alcool.Le mécanisme de décomposition proposé en milieu acide se résume comme suit le (schéma 19) :. O N RNHSO2H. H2O, pH= 2. NO R. N SO3, K. ROH + N2 + ROSO3,K. 25°C. R= CH3 ; C6H5CH2; C6H5CH2CH2; C6H5. Schéma (19). 34.

(64) Les nitrososulfamates se décomposent rapidement aux pH faibles, les temps de demi-vie s’étalent de 1 minute. à 1. heure.. La rapidité de la décomposition de la. cyclohexyl est attribuée au facteur stérique . Les observations expérimentales cinétiques et la nature des espèces formées sont en faveur du mécanisme du (schéma 20).. O N. N. N H. N SO3. R. OH. OH. H. + -. Etape lente. R. N R. SO3. N. SO3 OH N +H2O. R. N. H2SO4. -H2O. RN2 + HSO4-. O N R+ N2 HSO4-. N R. -N2. ROSO3. +H. SO3. H2O. ROH + H+ + HSO4. H+ + SO4-2. Schéma (20) 1.6-Décomposition des nitrophenylsulfonyl ethyl ethers : Le mécanisme de décomposition de ces composés [33], comporte deux réactions réversibles. La première est une hydrolyse de l’éther formant le. 3 -vinyl-sulfonyl. nitrobenzene et 3-(β-hydroxy-ethylsulfonyl) nitrobenzène. La deuxième étape est une hydrolyse du 3 -vinyl-sulfonyl nitrobenzene produisant le 3-(β-hydroxy-ethylsulfonyl) nitrobenzène.. 35.

(65) O2 N. O. NO2. O2N. S. k1 SO2CH2CH2OCH2CH2O2S. O V. k-1 O 2N. E. CH=CH2 (1). O S. CH2CH2OH. O H. O2 N. O2 N. O S. CH=CH2 + H2O. k2. O S. k-2. CH2CH2OH. (2). O. O. H. V. Schéma (21) Les paramètres cinétiques sont déterminés par HPLC avec détection UV. La fragilité de ces composés est due à l’effet électroattracteur du groupement nitro qui augmente la réactivité de l’atome d’hydrogène sur le carbone α adjacent au groupement sulfonyl. Ceci explique la facilité d’hydrolyse du composé E pour former les produits H et V . Ce dernier s’hydrolyse lui-même en milieu basique pour former le composé pour former le H (schéma 21).. 1.7-Décomposition oxydative des sulfamides : La décomposition oxydative de sulfamides antibactériens (sulfanilamide, sulfamétoxazole et sulfadoxine ) a été décrite par A.De Souza [96]. L’étude a été menée à température ambiante en milieu acide et en présence du peroxyde d’hydrogène. Les produits d’oxydation formés ont été isolés par chromatographie classique sur colonne et après purification, leur pureté est déterminée par HPLC. Ces produits ont été identifiés à. 36.

(66) l’aide des méthodes spectrales usuelles. La cinétique de décomposition a été établie et un mécanisme de dégradation a été proposé (schéma 22).. H2N. Sulfanilamide. H HO. SO2NH2. N. SO2NH2. B OH H2O2NS. N. N. SO2NH2. OH C. Schéma (22) Les produits issus de cette décomposition sont essentiellement l’hydroxylamino-4Amino-benzénesulfonamide (B), N,N’-dihydroxylhydraobenzénedisulfonamide-4-4’(C) . L’analyse systématique des spectres de masse a mis en évidence les pics des fragments les plus importants, comme l’indiquent les schémas (23) et (24), et les auteurs ont pu identifier sans ambiguïté les espèces B et C. Les résultats de l’étude montrent qu’il s’agit d’une condensation ionique entre le nitroso-4-benzénesulfonamide et l’hydroxylamino-4-benzéne sulfonamides en milieu acide.. 37.

(67) H HO. N. SO2NH2 B -SO2. -H -NH2 HO. N. SO2NH2. H HO. N. NH2. H HO. N. SO2. -SO2. -NO. H -NO. -2H NH2. -2H. H H SO2. O. N. SO2. H. O. Schéma (23). 38. N. NH2.

(68) OH H2O2NS. N. N. SO2NH2. OH C. -H2O. O H2O2NS. N. N. SO2NH2. -O. H2O2NS. N. N. SO2NH2. N2. H2O2NS. SO2NH2. Schéma (24). 1.8-Décomposition N-(phénoxycarbonyl) sulfamate : Blans et Vigroux [28] ont présenté une étude sur. l’hydrolyse du N-. (phénoxycarbonyl) sulfamate de phényle à 50°C entre pH 0 et 14. Les résultats montrent que entre pH 1,6 et 4,1 ne sont pas du premier ordre, ce qui indique l’accumulation d’un intermédiaire réactionnel qui, par ailleurs a été identifié au sulfamate de phényle (schéma25). Ce résultat associé au fait que l’on observe en milieu acide une catalyse acide générale par les tampons, indique que la réaction d’hydrolyse s’effectue quel que soit le pH, uniquement sur la forme anionique du substrat avec rupture de la liaison carbone oxygène.. 39.

(69) Produit de cléavage CO KOH O. O. O. O. O. O. Produit de cléavage S PhO. C N H. OPh. S. ka PhO. C N. OPh. CO pH neutre. Kh[H]. CO Produit de cléavage. Schéma (25). 1.9-Décomposition des 1,2-Bis (sulfonyl)-1-alkylhydrazines : Les 1,2-Bis (sulfonyl)-1-alkylhydrazines sont des agents anticancéreux très actifs, qui se décomposent en milieu aqueux neutre selon des cinétiques de pseudo premier ordre. Ces agents génèrent approximativement 2 moles de sulfinate, 1 mole de d’azote et 1 mole d’alcool approprié, issus de l’alkylation de l’eau [93]. La présence du motif sulfonyl sur la position N-1 confère à la molécule une certaine instabilité et par conséquent des temps de demi-vie très courts ; contrairement à la position N-2 où il a été remarqué des temps de demie vie plus longs. Les 1,2-Bis (sulfonyl)-1-alkylhydrazines se décomposent pour donner des espèces actives selon le (schéma 26). L’hydrolyse de la liaison S-N favorise la formation de l’acide sulfonique. alors. que la présence l’acide sulfinique est peu probable. Les composés de la classe sulfonylhydrazine manifestent une bonne efficacité vis-à-vis d’une variété de tumeurs solides humaines transplantées, y compris celles résistantes à d'autres agents d'alkylants tels que le cyclophosphamide, 1,3-bis(2chloroethyl)-1-nitrosourea, et melphalan [93].. 40.

(70) Les composés subissent une hydrolyse catalytique basique à des pH spécifiques et donnent ainsi de l’ isocyanate méthylique responsable de l’activité carbamoylante (schéma 26). L’isocyanate méthylique formé réagit à son tour avec de l'eau et se décompose ultérieurement pour former l'azote gazeux,. l'acide sulfinique , le chloroéthanol, la. méthylamine, et l'anhydride carbonique. Le chloroethyldiazomethylsulfonyl formé également au cours de cette dégradation agit principalement comme produit d’alkylation de l’ADN et par conséquent il est considéré comme étant l’ultime espèce responsable de l’activité anticancéreuse.. CH2CH2Cl O2SH3C. N N SO2CH3 C. CH2CH2Cl. Base O2SH3C. H2O. CH3NH2 +CO2. N N SO2CH3 + CH3NCO H. O. N H. CH3. ROH, RNH2 , RSH. Produits de carbamoylation. O2SH3C. N. N. CH2CH2Cl. Nucléophile. Produits d'alkylation. Schéma (26). 41. + CH3SO2-. +H+.

(71) 1.10- Décomposition des MNTS et MNNG: Ces composés sont doués d’une activité anticancéreuse importante. Ils sont analogues aux CENU du fait de la présence du motif. N-nitroso-N-alkyl. En subissant. l’hydrolyse en milieu basique , les N-methyl-N-nitroso-p-toluene sulfonamides (MNTS) et le N-nitro-N-nitrosoguanidine (MNNG) donnent essentiellement le diazomethane considéré comme un agent puissant d’alkylation de l’ADN. Dans le mécanisme de décomposition des MNTS en milieu basique , l’attaque nucléophile se fait sur groupement sulfonyl (schéma 27). Les deux composés. MNTS et MNNG. possèdent le même groupement partant CH3N_NO au cours de leur hydrolyse.. NO2 N CH3 H2 N. N N. O. MNNG. OH O. O H3C. S. O CH3. H3 C. N N. S. OH + H3C N. N. O O. MNTS. Schéma (27). Trois voies de décomposition ont été proposées pour le cas de la MNNG en milieu basique (schéma 28) : décomposition spontanée de l’espèce neutre, du mono anion, et du di anion.. 42. O.