Travail personnel

A) Introduction

Le projet Bio2M (Biodiversité, Mutations agricoles et dynamique des paysages méditerranéens sous influence urbaine) a pour objet d’évaluer la biodiversité (flore et faune pollinisatrice) en milieu méditerranéen en fonction des trajectoires d’occupation du sol depuis une cinquantaine d’années. Cette étude est réalisée en région méditerranéenne car c’est actuellement celle dans laquelle la biodiversité est la plus menacée du fait de multiples facteurs qui agissent en synergie comme les changements climatiques, les invasions biologiques (ex : frelon asiatique Vespa

velutina dont l'arrivée en zone méditerranéenne est prévue sous peu), les pollutions et l’expansion

urbaine. La biodiversité est évaluée par des relevés floristiques réguliers et des piégeages des insectes pollinisateurs, de mars à octobre, période de leur activité maximale (reproduction et butinage). Cet état des lieux permettra aussi de mieux comprendre les facteurs responsables de l’évolution de la biodiversité à l‘échelle régionale, voire nationale, pour tenter de stopper son érosion. Les recherches réalisées permettront notamment d’analyser les déplacements des espèces dans les paysages (notion de corridor) et de proposer une gestion plus respectueuse des agroécosystèmes. Ce projet sur 3 ans est financé par le MEDDAT (Ministère de l’Ecologie, de l’Energie, du Développement Durable et de l’Aménagement du Territoire) dans le cadre du programme DIVA2 (http://www.ecologie.gouv.fr/Appel-a-Propositions-de-Recherche.html). Il est réalisé en collaboration par différentes structures de recherche comme l’INRA, l’Université d’Aix- Marseille III, le CNRS (Centre National de la Recherche Scientifique), SupAgro Florac, et la Chambre d’Agriculture du Vaucluse (liste non exhaustive). Trois unités de l’INRA y participent (Abeilles & Environnement, Ecodéveloppement et Écologie du paysage).

Dans le cadre du projet BIO2M, j’ai effectué un échantillonnage mensuel des spécimens d’abeilles afin d’étudier l’influence de huit trajectoires d’occupation du sol et de l’environnement actuel des points de relevés sur la diversité et l’abondance des Apiformes. Je me suis intéressée aux communautés d’abeilles à une échelle géographique locale et n’ai pas abordé les problématiques plus globales comme les changements climatiques ou le mode de gestion des cultures (utilisation de produits phytosanitaires ou agriculture biologique). Mon étude a été menée dans trois contextes paysagers différents, comprenant des zones périurbaines, des zones en agriculture conventionnelle et biologique (maraîchage, viticulture et arboriculture), et aussi des zones de milieu semi-naturel

Tableau 2 : Présentation des environnements et des trajectoires d’occupation du sol

correspondants aux points de relevé. Source personnelle.

Point de relevé Type d'environnement présent Trajectoire correspondante 1 120 agricole 2 2 551 agricole 2 3 1353 agricole 2 4 1207 agricole 5 5 1330 agricole 5 6 1436 agricole 5 7 99 agricole 7 8 540 semi-naturel 7 9 759 urbain 7 10 416 agricole 8 11 1181 agricole 8 12 1625 agricole 8 13 786 agricole 9 14 873 agricole 9 15 956 agricole 9 16 296 agricole 10 17 1070 semi-naturel 10 18 1604 agricole 10 19 634 agricole 11 20 763 semi-naturel 11 21 972 semi-naturel 11 22 290 urbain 12 23 435 urbain 12 24 600 urbain 12

(figure 5, tableau 2). Les sites de relevés ont été choisis en fonction de la trajectoire d’occupation du sol observée sur trois années : 1955, 1975 et 2005 (figure 5). Pour chaque trajectoire, trois points de relevés, représentés par des mailles de 500 m de côté, ont été définis en collaboration avec l'unité Ecodéveloppement de l’INRA d’Avignon qui a effectué en 2008 des relevés pour mesurer la biodiversité floristique (résultats en cours d’analyse).

B). Expérimentation

- Principe

La zone d’étude est composée de huit sites aux trajectoires d’occupation du sol différentes. Chaque site est constitué d’une maille carrée de 500 m de côté à l’intérieur de laquelle nos relevés ont été réalisés (figure 5). Trois points de relevés sont définis pour chaque trajectoire et 4 points de relevés au moins sont définis pour chaque environnement actuellement présent (échantillonnage stratifié). Les points de relevés sont distants d’au moins 2 km les uns des autres. L’isolement de 2 km correspond aux distances moyennes de butinage des abeilles sauvages (Steffan-Dewenter et al., 2002). Les captures sont réalisées par piégeage passif à l’aide de coupelles colorées en bleu, jaune et blanc et réfléchissant les UV. Les relevés sont réalisés une fois par mois, après 24h d’exposition des coupelles pourvues de liquide et uniquement dans des conditions favorables à l’activité des insectes pollinisateurs (minimum de 15°C, vent faible à modéré, pas de pluie, végétation sèche). Tous les spécimens d’abeilles capturés sont ensuite identifiés au laboratoire. Les résultats obtenus par type d'environnement et type de trajectoire d'occupation du sol sont ensuite analysés à l'aide de tests statistiques adaptés.

- Mise en place du système et capture des insectes

Les travaux de l’unité Ecodéveloppement ont permis de définir les huit sites de capture dans la zone d'étude, située entre Avignon, Caderousse et Pernes-les-Fontaines (soit environ 300 km2). Cette zone méditerranéenne comprend un sol et un climat propices aux cultures (température moyenne annuelle de 22°C, 800 mm de précipitations en moyenne par an). La numérotation des sites est identique à celle utilisée par l’unité Ecodéveloppement lors de ses relevés floristiques.

Fournitures

Bombes de peinture blanche, jaune et bleue, réfléchissant les UV (ROCOL TM RO 150-RS 520 de 500 ml)

Bols plastiques jetables (coupelles) de 750 ml (7,5 cm de haut, 10 cm de diamètre) Piquets de la hauteur de la végétation

Fil de fer

Colliers métalliques de fixation Passoire à mailles fines

Pissettes d’éthanol 70° Flacons de stockage (50 mL) Pince entomologique

Étiquettes et crayon papier

Liquide vaisselle concentré et sans odeurs (Palmolive™)

Protocole

• Sur chaque site, trois piquets sont disposés en ligne de façon équidistante à 2-3 m les uns des autres (suivant l'espace dégagé disponible). Dans les milieux agricoles, ces piquets sont positionnés en bordure de parcelles afin de ne pas gêner les exploitants.

• Chaque piquet est équipé d'un collier métallique fixé juste au-dessus de la végétation afin d’être facilement repérables par les pollinisateurs une fois équipés des coupelles (figure 4c.).

• Une coupelle peinte et percée de trous sur sa partie supérieure est ensuite fixée sur chaque collier à l'aide de fil de fer(figure 4c). Les coupelles sont percées de trous afin de pouvoir les attacher mais également pour éviter leur débordement et la perte des spécimens en cas de forte pluie. Chaque site reçoit ainsi une coupelle bleue, une jaune et une blanche.

• Chaque coupelle est ensuite remplie de 400 ml d’eau avec un peu de détergeant permettant d’abaisser la tension de surface du liquide et ainsi d’empêcher les insectes qui s’y posent de flotter (5 gouttes de liquide vaisselle pour 5 litres d’eau).

• Les coupelles sont exposées 24 heures (ou plus en cas de conditions défavorables pendant la période d’exposition). Les relevés sont réalisés une fois par mois à intervalles réguliers. Les premiers relevés ont été répartis sur deux jours en raison du nombre de points à visiter et de la durée de mise en place des sites (installation des piquets et des colliers, prise de contact avec les propriétaires). Ils ont été réalisés selon le calendrier suivant (pour mes trois mois de stage) :

Date de pose Date de relevé

21 et 23 avril 2009 22 et 24 avril 2009

12 mai 2009 13 mai 2009

18 juin 2009 19 juin 2009

• Après 24 h d’exposition, le contenu de la coupelle est vidé dans une passoire et le contenu de celle-ci est mis dans un flacon en veillant à ne pas perdre de spécimens. Les insectes n’appartenant pas au groupe des Apiformes sont éliminés à l’aide d’une pince.

• Recouvrir les insectes d’éthanol 70°. • Bien veiller à étiqueter les échantillons :

Une étiquette est placée dans l’éthanol avec les insectes et comprend les informations ci-dessous :

Bio2M 2009

Numéro de site/ première lettre de la couleur de la coupelle en anglais (B, Y ou W) Date de relevé et temps d’exposition (ex : 24/04 24h)

- Préparation et identification des insectes récoltés

a- Préparation selon le protocole de T. Griswold (http://online.sfsu.edu/~beeplot/) Durée : 3 minutes par flacon suivies de 8 h de séchage

Fournitures

Flacon pour la collecte des spécimens récoltés et conservés dans de l’éthanol à 70° Un grand bécher en Pyrex™

Détergent (produit vaisselle) Un agitateur magnétique chauffant Un barreau aimanté

Une passoire à maille fine Une éponge

Du papier absorbant

a.

b.

Figure 6 : Montage des spécimens d'abeilles capturées et préparées. a. Étalement d'un

Bombus pour le faire sécher et présentation d'une planche à sécher. b. Extraction des genitalia

et positionnement sur la paillette cartonnée (ici séparation des genitalia et des deux sternites terminaux). (Photos : Céline Pleindoux et Mélanie Ménézo)

Protocole

• Noter l’étiquetage du flacon utilisé et ne pas perdre la traçabilité de l’échantillon ;

• Verser le contenu du flacon au-dessus de la passoire et rincer à l’aide d’une pissette d’eau du robinet ;

• Transvaser les individus dans un bécher contenant de l’eau du robinet à 30°C environ (l’eau tiède permet de ramollir les individus) et quelques gouttes de détergent (pour éliminer les résidus gras éventuels), ainsi qu’un barreau aimanté. Agiter pendant une minute à l’aide de l’agitateur magnétique ;

• Reverser le contenu dans la passoire et rincer sous un filet d’eau en veillant à ne pas abîmer les spécimens ;

• Égoutter la passoire sur une éponge et rincer à l’éthanol 96° (ce rinçage permet de remplacer l’eau et de sécher l’insecte). Égoutter à nouveau ;

• Placer les insectes sur du papier absorbant afin de les égoutter et bien les remuer. Changer de papier jusqu’à absorption totale du liquide ;

• Faire une poche avec du papier absorbant propre, y placer les insectes et agiter énergiquement pendant 20 secondes ;

• Monter les insectes sur épingle (minutie pour les petites espèces). Placer les spécimens en attente d’être montés au réfrigérateur afin de les conserver en bon état pendant quelques jours (48h maximum).

b- Montage des abeilles (figure 6) Durée : 1 à 4 minutes par individu

Fournitures

Individus à monter avec leurs étiquettes Plaque de polystyrène épaisse (3 cm)

Minuties ou épingles entomologiques n°0, 1 ou 2 selon la taille des spécimens à monter Une pince entomologique

Colle ou vernis à ongles

Paillettes entomologiques de 0,5 x 1 cm Ventilateur à air chaud

Protocole

• Plaquer l’abeille ventre face à la planche de polystyrène à l’aide de la pince fine, ne pas perdre la traçabilité ;

• Transpercer le thorax verticalement à l’aide d’une aiguille (ou d’une minutie pour les plus petits spécimens) en se plaçant légèrement sur la droite pour préserver intacts les caractères du côté gauche ;

• Utiliser un « bloc à piquage » afin de placer le sommet du dos de l’insecte à 10 mm sous la tête de l’épingle pour permettre une préhension plus facile du spécimen.

À cette étape, il peut être nécessaire de confirmer le sexe de l’insecte par observation sous la loupe binoculaire (en dehors des individus appartenant au genre Eucera, les femelles possèdent 12 segments antennaires tandis que les mâles en ont 13). Pour les mâles de certains genres, il faut procéder à l’extraction des genitalia afin de pouvoir remonter jusqu’à l’espèce à laquelle ils appartiennent (annexe 5) :

- À l’aide d’une épingle légèrement tordue à l’apex, extraire les genitalia ainsi que les deux sternites terminaux ;

- Coller ces trois parties sur une paillette en veillant à diriger leur extrémité vers le haut. • Dégager les pattes de sous l’abdomen et positionner les pattes antérieures légèrement vers l’avant et les pattes médianes et postérieures vers l’arrière ;

• Étaler les ailes en position de vol en veillant à bien étaler les deux ailes de chaque côté ; • Positionner tous ces appendices à l’aide des aiguilles ;

• Brosser à l’aide d’un pinceau n°2 les individus à poils longs et denses comme les bourdons (Bombus spp.).

• Placer les individus à environ 60 cm d’un ventilateur à air chaud pendant 6 à 8h pour mieux les sécher, faciliter l’évaporation des solvants et surtout éviter ainsi que les poils ne restent collés.

c- Identification des individus récoltés (Durée : 30 secondes à 2 minutes par individu)

Matériel et fournitures

Loupe binoculaire avec éclairage Morceau de polystyrène ou d’émalène

Clés de détermination des genres comme celles de Scheuchl (2000), Müller et al. (1997) et Terzo et al. (1995).

Figure 7 : Boîte de collection de références d’individus des genres Xylocopa et Ceratina. Les

femelles de chaque espèce sont situées au-dessus des mâles. Source : INRA.

Protocole

• L’insecte monté est piqué sur le morceau de polystyrène. L’identification est réalisée sous loupe binoculaire à plusieurs grossissements et à l’aide des clés de détermination (annexe 3).

L’identification des spécimens capturés a été faite jusqu’au genre au laboratoire, la détermination jusqu’à l’espèce étant plus longue et délicate requiert les compétences de spécialistes pour les différents genres.

- Conservation des individus

• Les spécimens montés sont conservés dans des boîtes entomologiques en bois afin de pouvoir être examinés par la suite et éventuellement introduits dans la collection de référence. La réalisation d’une collection de référence (Figure 7), pour laquelle l’objectif est de contenir 5 mâles et 5 femelles de chaque espèce d’abeilles, est indispensable pour permettre et faciliter l’identification des insectes. La collection de référence de l’INRA d’Avignon a été démarrée à l’occasion des relevés effectués pour le programme européen ALARM (Assessing LArge-scale Environmental Risk for biodiversity with tested Methods ; http://www.alarmproject.net), et elle contient à ce jour 239 espèces d’abeilles sauvages.

Actuellement, les boîtes de la collection sont stockées dans une armoire ventilée à 11°C avec une hygrométrie de 66% (alors qu’elle devrait être inférieure à 50%) ce qui peut entraîner des problèmes de contamination par des champignons. Les boîtes sont donc vérifiées régulièrement et des travaux sont actuellement en cours pour aménager une salle de stockage des boites de la collection de référence avec une température (< 15°C) et une hygrométrie (< 50%) adaptées pour empêcher la prolifération des insectes détritivores et de champignons. Les boites sont passées au congélateur 15 jours par an pour tuer les oeufs.

- Analyses des résultats

Les analyses statistiques sont réalisées en utilisant les techniques habituelles d’analyses de variances lorsque possible, c’est-à-dire après vérification que la distribution des variables n’est pas significativement différente de celle d’une loi normale (tests de Kolmogorov-Smirnov) et vérification de l’homogénéité des variances entre les groupes (test de Bartlett). Les effectifs totaux d’abeilles et ceux des genres Lasioglossum et Halictus sont analysés après une transformation Log

d’obtenir des variables qui satisfassent aux conditions d’utilisation des analyses de variance, des méthodes non-paramétriques sont utilisées, comme par exemple pour le nombre de genres des captures par site et les effectifs d’abeilles des genres autres qu’Halictus et Lasioglossum. Les tableaux de contingence sont analysés avec des tests de randomisation car les effectifs attendus étaient inférieurs à 5 dans plus de la moitié des cellules. Le facteur date est traité comme aléatoire, tandis que les facteurs trajectoire et environnement actuel sont considérés comme fixes. Les moyennes sont rapportées avec leur erreur standard (ES) et les valeurs sont indiquées comme étant significativement différentes si P ! 0,05, sauf mention expresse autre.

Ces analyses statistiques sont complétées par l'utilisation d'un indice de biodiverstié tenant compte de l'abondance relative des espèces ou des genres. L'indice de Shannon-Weaver (Hs) permet de quantifier et de comparer la diversité intra-populationnelle des abeilles au sein des sites étudiés. Il prend en compte à la fois l'abondance et la richesse spécifique et est relativement indépendant de la taille des échantillons. Cet indice ne sera utilisé que sur les genres d'abeilles puisque les espèces ne seront pas déterminées dans le cadre de mon travail. Il se calcule avec la formule ci-dessous :

Hs = 3,322 [log Q -1/Q* (qi*log qi)] [I]

avec Q le nombre total de spécimens d’abeilles capturés sur le site sur l’ensemble des dates, q le nombre de spécimens du genre i capturés sur le site sur l’ensemble des dates, et S le nombre total de genres capturés dans le site. La dominance marquée d'une espèce ou d'un genre (Hs faible) révèle une faible diversité tandis que la co-dominance de plusieurs genres indique une diversité élevée.

Cet indice est souvent accompagné d'une évaluation de l'équitabilité E de la répartition des individus parmi les genres, dont les valeurs sont situées entre 0 et 1. L'équitabilité E se calcule selon les formules suivantes :

E = Hs/Hmax [II]

avec Hmax = 3,322*logS [III]

L’équitabilité tend vers 1 lorsque chaque genre est représenté par un nombre similaire d’individus, au contraire, elle tend vers 0 indique quand la quasi totalité des effectifs correspond à un unique genre (Ramade R, 2003).

C) Résultats

Les relevés effectués en avril et mai ont permis de capturer 618 spécimens d’abeilles, soit environ 4 individus en moyenne par coupelle, et ceux-ci appartiennent à 13 genres différents et 4 familles, ce qui représente 28% des genres d’abeilles connus en France (annexes 1 et 6). La plus grande richesse en genres est obtenue avec la trajectoire 2 (territoires actuellement en vergers et autrefois en vergers et cultures ; figure 5) avec 11 genres, la trajectoire 9 (cultures et vignobles, autrefois en vergers ; figure 5) avec 10 genres, et les environnements agricoles avec 13 genres. Au contraire, la plus faible diversité générique caractérise la trajectoire 5 (vignobles actuellement et autrefois vignobles) avec seulement 4 genres différents. Les genres les plus représentés dans nos captures sont Lasioglossum avec 303 spécimens, soit 49% du total, Halictus avec 136 spécimens (22%) et Andrena avec 74 individus (12%). Ces trois genres, avec l’abeille domestique (Apis

mellifera) qui est une espèce généraliste, ont été retrouvés dans quasiment tous les sites étudiés. Au

contraire, les genres Anthidium, Anthophora, Bombus, Ceratina, Nomada, Sphecodes et Xylocopa ont été très peu représentés avec 5 individus au plus. La famille majoritaire, qui représente à elle seule presque 72% des abeilles capturées, est celle des Halictidae.

- Impact de l’environnement et des trajectoires d’occupation du sol sur l’abondance des abeilles sauvages.

Les effectifs d’abeilles sauvages capturées sur chaque site lors des deux dates de relevés sont très significativement corrélés (r = 0,671 ; n = 24 sites ; P = 0,0003). L’abondance des abeilles est similaire entre les deux dates de relevés et il n’y a pas d’interaction entre la date et l’environnement, ni entre la date et les trajectoires (P ! 0,35). Les effectifs d’abeilles sont différents entre les environnements agricole, semi-naturel et urbain (F = 53,69 ; ddl = 2,2 ; P = 0,0183 ; figure 8), avec une abondance plus élevée dans les milieux agricoles par rapport aux deux autres (moyennes géométriques de 11,6, 6,6 et 5,7 abeilles par site et par date de relevés pour respectivement les environnements agricoles, urbain et semi-naturel). Il est intéressant de noter que l’abondance des abeilles sauvages est similaire dans les environnements urbains et semi-naturels. Les trajectoires d’occupation du sol ont aussi un effet significatif sur l’abondance des abeilles capturées sur chaque site (F = 5,96 ; ddl = 7,7 ; P = 0,0156). Les territoires ayant toujours été en vignobles (trajectoire 5) ont les effectifs d’abeilles les plus faibles de tous (moyenne géométrique de 4 abeilles par site et par relevé ; figure 9). La présence de vignes dans les antécédents d’un territoire semble avoir un effet négatif sur l’abondance des abeilles : les territoires en vergers et cultures depuis 1955 (trajectoire 8) ont l’abondance la plus élevée (moyenne géométrique de 27,6

Figure 8 : Effet de l’environnement actuel des sites de relevés sur l’abondance des abeilles en

friches mais antérieurement en vignoble (trajectoire 10), seulement 11,8 abeilles par site et par relevé ont été capturées (moyennes géométriques) et cette différence est significative. Il en est de même pour les territoires viticoles actuels puisque malgré des trajectoires différentes (trajectoires 5 et 11), les territoires viticoles ont l’abondance la plus faible. Par ailleurs, cette faible abondance d’abeilles dans les territoires viticoles est similaire à celle trouvée dans les zone urbanisées de longue date comme la seconde couronne d’Avignon (trajectoire 12 ; figure 9).

- Impact de l’environnement et des trajectoires d’occupation du sol sur la diversité des abeilles sauvages.

Il y a une association significative entre l’effectif d’abeilles capturées et le nombre de genres lors de la première date de capture en avril (coefficient de corrélation de Spearman rs = 0,732, n =

24, P < 0,01) comme lors de la deuxième date en mai (rs = 0,518 ; n = 24 ; P < 0,01). Il n’y a pas

d’effet date ni d’effet de la trajectoire d’occupation du sol ou de l’environnement actuel des sites de capture sur la diversité des familles ou des genres des abeilles capturées (P ! 0,09 d’après des tests de Mann-Whitney pour les dates et de Kruskal-Wallis pour les environnements et les trajectoires). Il semble donc y avoir une certaine homogénéité des genres entre les différents sites de capture, qui étaient pourtant différents au niveau des habitats disponibles. Cependant il convient de remarquer que la distribution des individus des différents genres n’est pas homogène entre les trois sites d’une même trajectoire (P " 0,026) hormis pour ceux des trajectoires 5 (vignobles et autrefois vignobles) et 9 (cultures et vignobles, autrefois vergers) d’après des tests de Monte-Carlo sur ces petits effectifs. Par exemple, dans la trajectoire 10 (vergers, cultures et friches, autrefois vignobles), 88% des spécimens du site 1604 (figure 5) appartiennent au genre Lasioglossum tandis que cette proportion n’est que de 33% sur le site 1070.

L'indice de Shannon-Weaver donne plus d'informations sur l'effet des types de sites étudiés (environnement et trajectoire) sur la diversité des genres (annexe 7). La répartition des genres n'est pas homogène (E<0,80) au sein des trajectoires 2, 8, 9 et 10 qui contiennent une majorité de

Lasioglossum (respectivement 43%, 52%, 55% et 71% ) et des genres (Xylocopa, Anthidium,

Sphecodes) ne dépassant pas un individu par trajectoire. Les points de ces trajectoires présentent de

plus une diversité faible des genres présents (Hs<2) hormis la trajectoire 2 (vergers, autrefois