Impact des trajectoires d’occupation du sol sur l’abondance et la diversité des abeilles (Apiformes)

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Impact des trajectoires d’occupation du sol sur

l’abondance et la diversité des abeilles (Apiformes)

Mélanie Menezo

To cite this version:

Mélanie Menezo. Impact des trajectoires d’occupation du sol sur l’abondance et la diversité des abeilles (Apiformes). [Stage] France. Université Claude Bernard Lyon 1 (UCBL), Villeurbanne, FRA. 2009, 103 p. �hal-02821819�

Campus de la Doua

43, bd du 11 novembre 1918 69 100 VILLEURBANNE Tél: (33) 04 72 69 20 00 Fax: (33) 04 72 69 20 39

INRA, UMR 406 Abeilles et Environnement Laboratoire de pollinisation et écologie des abeilles Site Agroparc

84 914 AVIGNON Tél: (33) 04 32 72 26 00

Fax: (33) 04 32 72 26 02

Impact des trajectoires d’occupation du sol

sur l’abondance et la diversité des abeilles

(Apiformes)

Maîtres de stage : Bernard VAISSIERE, chargé de recherche, et Laurent GUILBAUD, technicien de l’équipe Pollinisation et Écologie des Invertébrés.

MENEZO Mélanie Génie Biologique

REMERCIEMENTS

Je remercie Luc Belzunces, directeur de l’UMR 406 Abeilles et Environnement pour m'avoir permis d'intégrer son unité et réaliser ce stage.

Je tiens à remercier Bernard Vaissière qui m'a accueillie au sein de son laboratoire de recherche Pollinisation et Écologie des abeilles et proposé ce stage si enrichissant, pour le temps qu'il m'a accordé et les précieuses informations et connaissances qu'il m'a transmises tout au long de ce stage. Je le remercie de son aide pour la rédaction de ce rapport de stage.

Je remercie également Laurent Guilbaud, technicien de l'équipe que j'ai intégrée, qui m'a formée à l'identification de ces curieuses petites bêtes que sont les abeilles sauvages et avec qui j'ai réalisé les relevés sur le terrain. Je le remercie pour sa patience, sa disponibilité et la volonté qu'il a montrée à me faire partager son expérience.

Je tiens bien évidemment à remercier tous les membres de l'équipe de l'unité de recherche Abeilles et Environnement de l'INRA : Marie-Josée Buffière, Nicolas Morison, Séverine Suchail, Ingrid Boucaud, Rémy Chifflet, Sophie Derveau, Céline Pleindoux, Caroline Gibert, Chloé Dibos, Laura Duque, Guy Rodet, Corinne Chêne, et Colette Pelissier, pour leur accueil, leur disponibilité, l'aide précieuse que certains m'ont apportée à des étapes clés de ce stage, les petits desserts gourmands pendant les jours d'expérimentation difficiles et la bonne humeur qu'ils ont fait régner pendant ces trois mois.

Table des figures

Figure 1 : Présentation des membres de l’équipe Pollinisation et Ecologie des Abeilles de l’UMR

406 Abeilles et Environnement ... 3

Figure 2 : Schéma illustrant les différentes parties d’une abeille... 5

Figure 3 : Morphologie comparée d’un pollen adapté au transport zoophile (a) et anémophile (b) et appareils de récolte du pollen... 6

Figure 4 : Différents dispositifs de capture des abeilles...12

Figure 5 : Position des points de relevés et trajectoire d’occupation du sol correspondante...14

Figure 6 : Montage des spécimens d’abeilles capturées et préparées...17

Figure 7 : Boîte de collection de référence d’individus des genres Xylocopa et Ceratina...20

Figure 8 : Effet de l’environnement actuel des sites de relevés sur l’abondance des abeilles en avril et mai 2009 ...23

Figure 9 : Effet des différentes trajectoires d’occupation du sol sur l’abondance des abeilles en avril et mai 2009 ...24

Figure 10 : Impact des trajectoires d’occupation du sol sur l’abondance des individus chez deux genres d’abeilles en avril et mai 2009...25

Figure 11 : Impacts de l’environnement actuel des sites de relevés sur l’abondance des individus chez deux genres d’abeilles en avril et mai 2009...26

Table des tableaux

SOMMAIRE

INTRODUCTION ...1

I. DESCRIPTION DE L’INRA ...2

A) LA RECHERCHE EN ENVIRONNEMENT...2

B) L’INRA D’AVIGNON...3

C) L'UNITE ABEILLES ET ENVIRONNEMENT...3

D) LE LABORATOIRE POLLINISATION ET ECOLOGIE DES ABEILLES...4

II. LES ABEILLES DANS LES ECOSYSTEMES...5

A) LES ABEILLES...5

- SYSTEMATIQUE...5

- ALIMENTATION...5

- LES ABEILLES DOMESTIQUES...5

- LES ABEILLES SAUVAGES...6

B) LA POLLINISATION, CLE DE LA BIODIVERSITE...7

- LA POLLINISATION ENTOMOPHILE ET LA BIODIVERSITE...7

- LES ADAPTATIONS VEGETALES ET DES APIFORMES A LA POLLINISATION...7

C) AGRICULTURE ET ABEILLES...8

- UNE DEPENDANCE MUTUELLE...8

- INTENSIFICATION DE L’AGRICULTURE ET URBANISATION, DES RISQUES POUR LES POLLINISATEURS...9

D) LE DECLIN DES POPULATIONS D’ABEILLES...10

- DIMINUTION DES POPULATIONS D’APIFORMES...10

- PROTECTION DE LA BIODIVERSITE DES POLLINISATEURS ET ABEILLES...11

- ÉVALUATION DE LA DIVERSITE DES POLLINISATEURS...12

III. TRAVAIL PERSONNEL...14

A) INTRODUCTION...14

B). EXPERIMENTATION...15

- PRINCIPE...15

- MISE EN PLACE DU SYSTEME ET CAPTURE DES INSECTES...15

- PREPARATION ET IDENTIFICATION DES INSECTES RECOLTES...17

- CONSERVATION DES INDIVIDUS...20

- ANALYSES DES RESULTATS...20

C) RESULTATS...22

- IMPACT DE L’ENVIRONNEMENT ET DES TRAJECTOIRES D’OCCUPATION DU SOL SUR L’ABONDANCE DES ABEILLES SAUVAGES. ...22

- IMPACT DE L’ENVIRONNEMENT ET DES TRAJECTOIRES D’OCCUPATION DU SOL SUR LA DIVERSITE DES ABEILLES SAUVAGES. ...23

- IMPACT DE L’ENVIRONNEMENT ET DES TRAJECTOIRES D’OCCUPATION DU SOL SUR L’ABONDANCE DES GENRES...24

D) DISCUSSION...24

BIBLIOGRAPHIE ...30

ANNEXES ...35

INTRODUCTION

Les abeilles (Apiformes) sont les plus importants vecteurs biotiques de pollen et elles assurent la pollinisation d’environ 200 000 espèces d'Angiospermes, soit 80% des espèces de plantes à fleurs (Kearns et al., 1998). Qu’elles soient domestiques (Apis mellifera) ou sauvages, les abeilles jouent donc un rôle indispensable dans le maintien de la biodiversité végétale. Elles permettent la reproduction sexuée et la fécondation croisée, indispensable au maintien de la variabilité génétique et à l'évolution des plantes à fleurs. Ce sont des pollinisateurs essentiels qui agissent à grande échelle et sur une multitude d'espèces. Outre les causes naturelles telles que les maladies ou la prédation, le rôle de l’homme a clairement été mis en avant dans le déclin des populations d’abeilles (Biesmeijer, 2006 ; National Research Council, 2007 ; EFSA, 2008). L’activité anthropique, notamment les pratiques agricoles (monoculture, céréales, utilisation de pesticides) qui entraînent une perte de diversité des plantes pollinifères et mellifères, joue un rôle dans la chute des populations d’abeilles. En effet, les changements de biodiversité des Apiformes sont en relation étroite avec les changements de la végétation (Steffan-Dewenter, 2001). La disparition des insectes pollinisateurs doit rapidement être prise en compte à cause de son effet sur la reproduction des plantes et requiert l'implication de nombreux domaines de compétence (écologie, biologie, apiculture, agriculture, horticulture, communication et sensibilisation).

Mon stage de deuxième année d'IUT Génie biologique option Agronomie s'est déroulé à l'INRA (Institut National de la Recherche Agronomique) d'Avignon dans l'unité Abeilles et Environnement. Mes travaux ont porté sur le suivi des populations d'abeilles sauvages dans différents milieux. Ce stage m’a permis de participer à des projets en cours sur les abeilles sauvages et les abeilles domestiques, et de découvrir le travail dans un laboratoire de recherche scientifique. Étant sensible à la protection de l’environnement, j’ai choisi ce stage car il me permettait de participer à la préservation des espèces végétales et à la protection d’espèces d'insectes menacées dans le contexte d'une équipe de recherche. Cette expérience se rapproche de mon projet de spécialisation dans la protection des espèces animales. L’expérimentation à laquelle j’ai participé consistait à étudier l’impact sur la diversité et l’abondance des abeilles de différentes trajectoires d’occupation du sol et leurs aboutissements actuels sous forme d’environnements urbain, semi-naturel et agricole. Après une brève description de l'INRA et de l'unité qui m'a accueillie dans une première partie et une présentation des abeilles dans une deuxième partie, j’aborderai l'expérimentation réalisée, depuis la mise en place des pièges sur les sites de relevés jusqu’à la collecte et l'analyse des premières données.

I. Description de l’INRA

L’Institut National de la Recherche Agronomique est un organisme de recherche public placé sous la tutelle des ministères chargés de la Recherche et de l'Agriculture. Il est constitué de 20 centres de recherche en France qui travaillent pour 14 départements de recherche. Réunissant plus de 8 500 chercheurs, ingénieurs et techniciens, il représente le premier institut de recherche agronomique d’Europe et se situe au deuxième rang mondial de par ses publications. Le budget annuel est d'environ 700 millions d'euros, dont 120 millions viennent des ressources propres. Six axes stratégiques de recherche ont servi de cadre aux recherches menées de 2006 à 2009 :

- la préservation de l’environnement ;

- la qualité de l’alimentation ;

- le développement de produits transformés compétitifs et de qualité ; - l’innovation de systèmes de production durables ;

- l’approfondissement de la connaissance du vivant ; - les filières et les politiques publiques.

Le secteur d’étude dans lequel s’est inscrit mon stage est l’environnement.

A) La recherche en environnement

L’amélioration et la préservation de l’environnement sont des enjeux majeurs pour l’avenir des activités valorisant les espaces ruraux (agriculture, forêt, aquaculture). L’objectif aujourd’hui est de développer une agriculture à la fois performante sur le plan économique, mais aussi capable de préserver l’environnement et ses ressources. Pour cela, les recherches se dirigent vers :

- l’étude du fonctionnement des écosystèmes ; - la gestion et la valorisation de la biodiversité ;

- l’identification des voies d’adaptation aux changements climatiques ; - la préservation des ressources en eau et du sol ;

- l’innovation de systèmes agricoles, aquacoles et forestiers durables ;

- l’évaluation de la performance environnementale des systèmes de production ; - la valorisation des services écologiques.

UMR 406 Abeilles et Environnement

Figure 1 : Présentation des membres de l’équipe Pollinisation et Écologie des Abeilles de

l’UMR 406 Abeilles et Environnement. Source personnelle.

Directeur : Luc P. BELZUNCES

Directeurs adjoints : Mohamed EL MAATAOUI et Jean-Luc BRUNET Secrétariat : Corinne CHENE et Patricia CALMETTES-GUILLOT

Documentation : Colette PELISSIER

Rucher expérimental : Jean-Paul VERMANDERE, Mercédès CHARRETON, Jean APTEL Animateur : Bernard VAISSIERE

Enseignants chercheurs : Mohamed EL MAATAOUI, Séverine SUCHAIL et Caroline GIBERT Ingénieurs : Guy RODET et Nicolas MORISON

Techniciens : Marie-Josée BUFFIERE et Laurent GUILBAUD Doctorants : Rémy CHIFFLET, Chloé DIBOS et Nicola GALLAI

Stagiaires Master : Sophie DERVEAU et Céline PLEINDOUX Stagiaire DUT : Mélanie MENEZO

B) L’INRA d’Avignon

Le centre INRA d’Avignon, présidé par Michel BARITEAU a été fondé en 1953 et il est l’un des piliers de l’INRA de par sa taille et les thématiques de recherche qui y sont abordées. Il est composé de 570 agents permanents (chercheurs, ingénieurs, techniciens et administratifs) et accueille en moyenne 200 temporaires (stagiaires de Bac+1 à Master 2, doctorants, main d’œuvre occasionnelle, CDD) par an. Il se situe sur huit sites en région Provence-Alpes-Côte d’Azur, Rhône-Alpes et Languedoc-Roussillon. Le site d’Avignon, qui comprend le centre d'Antibes, réunit à lui seul 82% des effectifs.

Il comprend 13 unités de recherche : - Abeilles et environnement

- Biostatistiques et processus spatiaux ;

- Biotechnologie des Champignons Filamenteux Marseille ; - Climat, Sol et Environnement (CSE) ;

- Ecodéveloppement ;

- Laboratoire d’Economie Appliquée de Grenoble (GAEL) ; - Génétique et Amélioration des Fruits et Légumes (GAFL) ; - Géochimie des Sols et des Eaux (GSE) ;

- Pathologie Végétale ;

- Plantes et Systèmes de culture Horticole (PSH) ; - Recherches Forestières et Méditérannéennes (FM) ;

- Sécurité et Qualité des Produits d'Origine Végétale (SQPOV) ; - Unité Expérimentale Environnement et Agronomie d’Avignon.

L'INRA travaille en partenariat avec d'autres instituts de recherche comme le CNRS, ainsi qu'avec des universités françaises et étrangères. Ces partenariats ont permis de constituer des Unités Mixtes de Recherche ou UMR.

C) L'unité Abeilles et Environnement

L’unité où j’ai réalisé mon stage, l’UMR 406 Abeilles et Environnement (figure 1) se situe sur le domaine Saint-Paul, à environ 10 km du centre d’Avignon. Il s'agit d'une Unité Mixte de

Recherches qui associe du personnel INRA et du personnel de l'Université d'Avignon et des Pays de Vaucluse (UMR 406 INRA/UAPV).

Les activités de l'unité sont centrées sur la compréhension des phénomènes responsables du déclin des populations d’abeilles ainsi que des impacts de ce dernier sur la biodiversité et les productions végétales. Les travaux répondent à des problématiques agro-environnementales et à une demande sociétale de plus en plus forte. Les abeilles y sont étudiées depuis l'échelle moléculaire jusqu'à celle des paysages.

L'unité fonctionne avec 21 agents permanents et 8 doctorants répartis dans les trois équipes qui constituent l'unité et qui développent les actions de recherche suivantes :

- la régulation sociale des abeilles domestiques et ses rapports avec les bioagresseurs (Y. LE CONTE)

- les interactions plantes-abeilles en termes de pollinisation et leurs conséquences sur les

productions végétales et la biodiversité (B. VAISSIERE)

- la toxicologie liée aux polluants d’origine agricole et anthropique (L. BELZUNCES)

L’UMR 406 dispose d’un rucher expérimental d’environ 250 colonies d'abeilles domestiques qui fournit les produits apicoles, cheptel compris, nécessaires aux recherches sur la pollinisation entomophile, la biologie de l’abeille et la toxicologie environnementale.

D) Le laboratoire Pollinisation et Ecologie des Abeilles

Les recherches sont dirigées par Bernard VAISSIERE autour de quatre grands axes:

- Interactions pollen-abeilles-pistil (biochimie de ces interactions, qualité du pollen, incidences du vecteur sur la qualité du pollen transporté)

- Écologie du butinage et activité pollinisatrice (mise en place du butinage à l’échelle de la colonie chez les abeilles sociales, répartition spatiale des butineuses, fidélité et compétition intra et interspécifique, dispersion du pollen et des gènes)

- Biodiversité des abeilles et paysages (incidence de la structure du paysage et des cultures entomophiles sur l’abondance et la biodiversité des abeilles ; écologie des abeilles sauvages).

- Pollinisation et agriculture (évaluation de l'impact de l’entomofaune pollinisatrice sur les rendements et la qualité des productions)

Tableau 1 : Systématique des abeilles (source personnelle)

Figure 2 : Schéma illustrant les différentes parties d'une abeille

II. Les abeilles dans les écosystèmes

A) Les abeilles

- Systématique

Les abeilles sont des hyménoptères apocrites (tableau 1), dont les caractéristiques sont les suivantes :

! Deux paires d’ailes membraneuses portant des nervures et pouvant se joindre par des crochets (hamuli) ;

! Ailes postérieures de taille plus réduite que les ailes antérieures, les premières ont peu de nervures (figure 2);

! Pièces buccales broyeuses non tubulaires et tarses à quatre ou cinq articles ;

! Appareil buccal de type broyeur-lécheur. Langue de longueur et structure différente selon les familles et les espèces et déterminant les espèces florales butinées ;

! Structure de récolte pour le pollen ( = scopa ou corbicula) chez les femelles (figure 3c.d.) ; ! Les angles postérieurs du pronotum n’atteignent pas les tegulae (annexe 2) ;

! Taille de quelques millimètres à quelques centimètres, ce qui détermine leur échelle de butinage et de dispersion.

- Alimentation

Les abeilles consomment du pollen et du nectar prélevés dans les fleurs. Le pollen est leur principale source de protéines (acides aminés essentiels), de lipides (acides gras essentiels), de vitamines et de minéraux, tandis que le nectar est une source de glucides, et donc d’énergie. Les larves sont nourries avec un mélange de nectar et de pollen ou, chez certaines espèces sociales (Apis

mellifera par exemple), avec des sécrétions glandulaires. Les abeilles consomment également de

l’eau en quantité importante.

- Les abeilles domestiques

Domestiquées depuis l’Antiquité et élevées dans des ruches pour la production de miel et de cire, les abeilles domestiques (Apis mellifera) sont depuis peu utilisées également pour leur activité pollinisatrice. Ces abeilles vivent en colonies composées d'une femelle féconde, la reine ; de femelles stériles, les ouvrières ; de mâles, les faux-bourdons, et de larves et nymphes constituant le

a.

b.

c.

d

.

d

.

http://flickr.com/photos/25212549@N03/2615829311 http://www.mon-abeille.com/pollen.php

Figure 3 : Morphologie comparée d’un pollen adapté au transport zoophile (a : pissenlit) et

anémophile (b : maïs), c : Appareil de récolte du pollen chez l’abeille domestique (1 : face externe de la patte postérieure, 2 : Corbeille à pollen ou corbicula, sur face externe du tibia, 3 : Face interne du premier tarse (bitarse) de la patte postérieure, 4 : Eperon, 5 : Peigne et presse à pollen), d : Abeilles chargées de pollen sur la scopa ventrale (d1) et la toison (d2).

"couvain". Les ouvrières assurent, par leur comportement de butinage des fleurs, l'approvisionnement de la colonie en nectar et en pollen. Elles nourrissent les larves et la reine, construisent les rayons de cellules en cire, ventilent, nettoient et défendent la colonie. Une colonie peut comporter jusqu’à 80 000 individus. Les butineuses utilisent une partie du pollen récolté pour nourrir la colonie, elles le stockent en formant des pelotes de pollen, celui-ci n’est plus disponible pour la pollinisation.

- Les abeilles sauvages

Les abeilles sauvages (annexe 4), dont la taille peut varier de 4 mm de long (Halictidés) à 2,5 cm pour les xylocopes, sont plutôt solitaires et n'entretiennent pas de relation sociale avec leurs semblables, bien que plusieurs niveaux de socialité puissent être observés chez les Halictidés par exemple (Pesson, 1984 ; Danforth, 2002).

Trois modes de vie principaux sont distingués chez les abeilles sauvages solitaires:

- les abeilles terricoles creusent leur nid dans le sol. Celui-ci est généralement constitué d’un tunnel central entouré de petites loges individuelles, ou cellules, pour accueillir le couvain ; - les abeilles maçonnes édifient un nid de terre et de salive ;

- les abeilles rubicoles creusent les tiges des végétaux.

Les nids comportent en général une dizaine de cellules de couvain. Ils sont construits indépendamment de l'emplacement des autres nids d’abeilles, mais peuvent être très proches les uns des autres chez les espèces grégaires, à tel point que l’on parle de ‘bourgades’ dans lesquelles on peut retrouver plusieurs dizaines de nids par mètre carré (Pouvreau, 2004). La femelle construit seule son nid et recherche de la nourriture pour sa descendance. Après la ponte, elle ferme la cellule et en construit une autre. Sauf exception, comme Halictus quadricintus et Lasioglossum

marginatum (Halictidés), la femelle meurt avant que sa progéniture ne parvienne à l'état adulte.

Quelques genres d'abeilles sauvages (Bombus, Melipona) vivent comme les abeilles domestiques, en colonies constituées d'individus sexués (reine et mâles) et stériles (ouvrières) qui entretiennent des relations eusociales (élevage en commun des larves, division du travail entre adultes, et chevauchement des générations). La reine de ces abeilles vit de douze à quatorze mois tandis que les autres membres de la colonie ne vivent que quelques semaines, et elle peut pondre de 60 à 500 oeufs par jour.

Les abeilles sauvages, à l’exception de celles qui possèdent des corbicules, récoltent le pollen sec dans leur scopae de poils. Ce pollen n’est pas aggrégé en pelotes avec du nectar et il reste donc disponible pour la pollinisation. La plupart des abeilles solitaires sont oligolectiques, c’est-à-dire qu’elles récoltent leur pollen sur un spectre restreint de plantes. Certaines sont même

monolectiques et ne récoltent leur pollen que sur une seule espèce de plantes, comme par exemple

Andrena florea. De ce fait, et aussi parce que leur période d’activité ne dure généralement que

quelques semaines, ces abeilles ne peuvent bénéficier que d’un petit nombre d’espèces en fleur et seulement lorsque leur floraison tombe pendant leur période d’activité (Westphal et al., 2008).

B) La pollinisation, clé de la biodiversité

- La pollinisation entomophile et la biodiversité

La pollinisation se définit par le transport du pollen depuis les anthères productrices (organe mâle de la plante) jusqu'au stigmate récepteur (organe femelle). Elle permet la fécondation (reproduction sexuée) et la formation de fruits et de graines qui pourront être à l’origine d’une nouvelle plante. Hormis l’auto-pollinisation passive, la pollinisation nécessite un vecteur physique (eau ou vent) ou biotique (animaux) pour le transport du pollen. La pollinisation par les insectes (entomophilie soit environ 50% des espèces du règne végétal), et plus particulièrement par les abeilles, joue un rôle essentiel dans la reproduction et la diversification des plantes à fleurs puisqu’elle permet la reproduction sexuée lorsque les facteurs physiques ne sont pas des vecteurs adéquats. De plus, ce mode de pollinisation augmente énormément les chances de fécondation croisée entre deux individus génétiquement différents, ce qui favorise les croisements interspécifiques entre ces espèces végétales, et la conservation de la biodiversité (Delaplane et al., 2000). La biodiversité permet la conservation d’un pool de gènes intéressants pour les organismes vivants, pour leur évolution et leur adaptation aux variations de leur environnement. La perte de la biodiversité entraînerait au contraire l’uniformisation et la fragilisation des espèces, les vouant probablement à une disparition rapide. Les abeilles sont donc essentielles pour le maintien de la diversité génétique et le maintien des espèces végétales et de la chaîne trophique qui en dépend (oiseaux, rongeurs, mammifères ; Vaissière, 2006). Ces insectes ont aussi probablement contribué à l’apparition de nouvelles espèces végétales lorsque les croisements ont lieu entre des espèces voisines.

- Les adaptations végétales et des Apiformes à la pollinisation

Le mutualisme qui lie abeilles et fleurs a conduit à la co-évolution et à la diversité des espèces que l’on connaît aujourd’hui (Crepet, 1984). Les angiospermes sont des plantes à fleurs pollinisées en majorité (90%) par des animaux, dont les insectes. Ces plantes possèdent des

caractéristiques favorisant la pollinisation entomophile, comme les aliments nécessaires pour les pollinisateurs (pollen et nectar) et l’émission de signaux attractifs : parfum (osmophores), forme (fleurs imitant la forme d'une femelle d’abeille comme par exemple l’orchidée Ophrys apifera), , corolles aux couleurs vives avec des guides à nectar réfléchissant les ultraviolets. En général, l'aspect de la fleur est adapté à la vision du pollinisateur. Les abeilles ont une vision trichromatique avec des récepteurs sensitifs entre 300 nm (UV) à 500 nm (bleu-vert). Elles utilisent ce spectre de couleurs pour trouver et choisir les fleurs qu’elles vont butiner. Une abeille est capable de distinguer les couleurs de différentes fleurs très précisément, et il y a peu de chances qu’elle fasse d’erreur entre les fleurs de différentes espèces (Vorobyev et al., 1999). Il existe de plus un synchronisme temporel entre la maturité sexuelle de la fleur et l'activité du pollinisateur qui permet sa pollinisation efficace. La morphologie du pollen peut aussi faciliter son transport : ce dernier peut être particulièrement gros, ornementé, ou amassé en pollinies afin qu'une quantité maximale soit prélevée et dispersée par l'insecte lors de ses visites succesives sur les fleurs (figure 3).

Les abeilles sont adaptées pour faciliter l’accroche et le transport du pollen car elles possèdent des poils branchus sur leur corps. Elles possèdent aussi des structures au niveau des pattes postérieures, ou de la face ventrale de l’abdomen chez les mégachiles, qui permettent le transport du pollen d’une plante vers une autre et jusqu’au nid. Ce pollen reste disponible pour la pollinisation dans le cas des abeilles avec des scopae qui ne fabriquent pas de pelotes de pollen. Le pollen peut aussi s’accrocher à la « toison » de l’insecte comme chez les Bourdons (figure 3c.d.e.). L'appareil buccal est quant à lui adapté à la collecte du nectar. La langue est plus ou moins longue selon les espèces d'abeilles, ce qui détermine les espèces végétales qu’elles pourront butiner.

C) Agriculture et abeilles

- Une dépendance mutuelle

Le butinage des fleurs des cultures entomophiles par les abeilles augmente la qualité et la quantité de la production. Ainsi, des arboriculteurs louent des colonies d’abeilles domestiques pour les introduire dans leurs vergers en fleurs, les producteurs de semences font de même, et les maraîchers placent des colonies d’abeilles domestiques ou de bourdons dans leurs serres au moment de la floraison pour améliorer la pollinisation. La présence conjointe d’abeilles sauvages et domestiques accroît l’efficacité pollinisatrice individuelle des abeilles domestiques (Klein et al., 2007). L’introduction d’abeilles sur une culture peut provoquer une augmentation jusqu’à 25% du

rendement d’une production de pommes (Sharma, 2004). La pollinisation par les insectes contribue à la production de 70% des espèces cultivées utilisées pour l’alimentation humaine dans le monde et 35% de notre alimentation en tonnage (Klein et al., 2007). Ce mode de pollinisation s’avère indispensable à la production de fruits et de graines chez le cacao, la vanille, la noix de macadamia, le melon et la pastèque (Klein et al., 2007). Toutefois, la disparition des abeilles ne signifierait pas que l’espèce humaine est vouée à l’extinction par manque de nourriture (les cultures anémophiles comme les céréales n’étant pas concernées), mais la diversité alimentaire en serait profondément altérée et la disparition des angiospermes cultivées et dépendantes de cette pollinisation poserait un réel problème économique (Gallai et al., 2009). Par ailleurs, le butinage des cultures entomophiles par les abeilles domestiques permet d’obtenir des miels d’une grande variété. L’activité pollinisatrice des abeilles a donc un impact économique non négligeable sur l’agriculture. L’estimation de la valeur économique de la pollinisation par les insectes des cultures utilisées dans l’alimentation humaine s’élevait à 153 milliard d’euros en 2005 au niveau mondial (Gallai et al., 2008).

L’agriculture est souvent un secteur d’activité en relation étroite avec les milieux naturels et donc l’habitat de différentes espèces. Les terrains agricoles couvrent la grande majorité des surfaces non urbanisées en Europe. Au cours des dernières décennies, les pratiques agricoles ont considérablement évolué. Il existe actuellement deux conceptions pour concilier la gestion de la biodiversité et l’agriculture : l’intensification de la production sur certaines parcelles du territoire afin de libérer le reste pour la gestion de la biodiversité, et le développement d'une agriculture plus extensive et plus respectueuse de l'environnement.

- Intensification de l’agriculture et urbanisation, des risques pour les pollinisateurs

La simplification des assolements, l’uniformisation des cultures (notamment céréales) et la fauche des prairies permanentes et temporaires avant floraison contribuent à la raréfaction des plantes mellifères et pollinifères (Bäckman et al., 2002 ; Alix et al., 2008), ainsi qu’au butinage de ressources polliniques de moindre valeur nutritive (déficients en acides aminés essentiels) ne permettant plus aux abeilles d'effectuer des réserves de pollen satisfaisantes pour l’élevage des larves (Genissel et al., 2002).

Dans les pays développés, l’urbanisation accrue s’ajoute à l’agriculture intensive et provoque progressivement la fragmentation des habitats naturels, l’isolement et la destruction de zones

semi-naturelles et « refuges » telles que les haies, les talus, les prairies et les jachères fleuries (Buchmann et al., 2005 ; Kohler et al., 2007 ; Dawson, 1994). Krauss (2009) a démontré que la surface des habitats conditionnait le maintien de la diversité des abeilles : les habitats contenant la plus grande diversité d’espèces pollinisatrices ont une surface d’au moins 10 ha et possèdent une flore variée. Les corridors biologiques entre les différentes zones d’intérêt pollinifère et mellifère risquent d’être modifiés ou altérés par la fragmentation des habitats (Dawson, 1994). Ces modifications des zones de butinage aboutissent à des perturbations de la colonisation de l’habitat et de l’exploitation des ressources alimentaires par les insectes pollinisateurs (Kearns et al, 1998 ; Richards, 2001). Bien que l’on puisse assimiler les jardins à des refuges fleuris pour les pollinisateurs, la suppression des habitats naturels entraîne la diminution de leur abondance et de leur diversité conduisant souvent à un déficit de pollinisation (Steffan-Dewenter et al., 1999). Le développement des échanges internationaux entraîne l’introduction d’espèces exotiques (végétales et animales) et modifie la faune locale. Une étude réalisée dans les jardins urbains de New York en 2008 a démontré que 19% des espèces et 27% des individus collectés étaient non endémiques à l’Amérique du Nord (Matteson et al., 2008).

D) Le déclin des populations d’abeilles

- Diminution des populations d’Apiformes

Des études récentes ont démontré une décroissance rapide des populations d’abeilles (Biesmeijer et al., 2006 ; National Research Council., 2007). Les causes de ce déclin sont différentes entre les abeilles domestiques et les abeilles sauvages. Pour les abeilles domestiques, le déclin est plutôt dû à des invasions biologiques sur les colonies :

! Varroa destructor est un acarien parasite externe qui se nourrit de l’hémolymphe des abeilles (Clement et al., 2002).

! Les prédateurs naturels : le frelon, notamment le frelon asiatique,Vespa velutina (Villemant et al., 2006) introduit en France en 2005 et qui cause déjà de sérieux dégâts dans les ruchers (Villemant et al., 2006).

Pour les abeilles sauvages, les causes semblent principalement de nature anthropique. En plus des changements climatiques, déstabilisants si les insectes ont une faible capacité d'adaptation, l’agriculture est en grande partie fautive avec les pollutions azotées (la plupart des stades larvaires sont dans le sol) et l’utilisation des pesticides, en particulier les insecticides qui sont de véritables poisons pour les individus. Avant l’imidaclopride (molécule active du Gaucho®) mis en cause dans

le dépérissement des populations d'abeilles domestiques (l’effet toxique sur les abeilles a été démontré en laboratoire mais pas sur cultures), le carbaryl avait déjà fait de gros dégâts sur les pollinisateurs en Californie en 1967 (Louveaux, 1984). La fragmentation des habitats dits seminaturels, l’évolution des paysages, ainsi que l’augmentation des surfaces agricoles et l’intensification de leur conduite (suppression des prairies et bocages servant de sites de nidification et d’alimentation) sont également mises en avant (Bäckman et Tiainen, 2002 ; Kremen et al. 2002; Tscharntke et al. 2005). D’autres études mettent d’ailleurs au jour les effets négatifs des environnements agricoles sur d’autres communautés d’insectes démontrant l’importance de la structure du paysage, de la diversité des habitats et de l’utilisation des terres agricoles (Schweiger, 2005 ; Hendrickx et al., 2007).

La diminution de la biodiversité des pollinisateurs et la disparition des abeilles a interpellé le monde scientifique comme le grand public (Steffan-Dewenter et al., 2005 ; Biesmeijer, 2006 ; National Research Council, 2007 ; Johnson, 2008), notamment au sujet des conséquences potentielles en termes de diminution du service écologique de pollinisation tant pour l’agriculture que pour les milieux naturels (Kearns et al. 1998). En effet, la diversité des pollinisateurs et celle des plantes sont liées. La diversité floristique détermine leurs ressources alimentaires et l’état de leurs communautés (Vaissière, 2005). La diminution de la diversité des plantes à fleurs entraînerait la disparition rapide des espèces d’abeilles oligolectiques qui ne se nourrissent que sur peu d’espèces de plantes (JC. Biesmeijer et al., 2006). L’exemple d’Andrena florea peut illustrer le phénomène extrême qu’est la monolectie puisque cette espèce ne récolte son pollen que sur Bryona dioica. Parallèlement, la pollinisation par les différentes espèces d’Apiformes contribue au maintien de la diversité des plantes. Ainsi, la diminution de la diversité des pollinisateurs aura un effet sur la diversité florale. Il existe d’autre part d’autres groupes de pollinisateurs que les abeilles, comme certains coléoptères, lépidoptères et diptères. Ceux-ci sont parfois complémentaires dans leur action, mais nettement moins efficaces que les abeilles. La disparition des abeilles n’affecterait ainsi sans doute pas la survie des espèces pollinisées par ces insectes.

- Protection de la biodiversité des pollinisateurs et abeilles

Des solutions pour protéger les pollinisateurs naturels ont été mises en place comme l’instauration d’une réglementation très stricte sur l'utilisation des produits phytosanitaires sur les cultures (arrêté du 5 juillet 1985, Convention sur la biodiversité de Rio en 1992, International Initiative for the Conservation and Sustainable Use of Pollinators de Sao Paulo en 1998, arrêté du

b

b

a.

b

c.

Figure 4 : Différents dispositifs de capture d'abeilles. a : Tente à émergence en place, b :

Capture au filet avec flacon de cyanure, c : Coupelles colorées en place et exemples de captures obtenues.

d’acaricide est interdit pendant la période de floraison et de production du miellat). Malheureusement, cela ne permet pas la conservation de toutes les abeilles sauvages. Les apiculteurs tentent de maintenir le cheptel de colonies d’abeilles domestiques, mais les populations d’abeilles sauvages sont en déclin avec l’intensification de l’agriculture, la perte de leurs habitats et la raréfaction de leur nourriture.

Des recherches sont également effectuées pour recenser la biodiversité des Apiformes et établir des relations entre l’évolution de cette biodiversité, l’abondance des espèces et les causes des changements observés (relation avec les éléments du paysage et l’occupation du sol notamment). Le projet Européen ALARM (Assessing LArge-scale environmental Risks for biodiversity with tested Methods ; http://www.alarmproject.net) lancé en 2004 pour cinq ans avait pour objectif de développer et de tester des méthodes et des protocoles pour évaluer, à grande échelle, les risques environnementaux pour réduire les impacts directs et indirects de l’activité humaine sur la biodiversité (Settele, 2005). Les recherches ont été orientées vers l’évaluation et la prévision des changements de biodiversité en relation avec la structure, les fonctions et la dynamique des écosystèmes. Cette approche inclut les relations entre la société, l’économie et la biodiversité. Des organismes de recherche français ont participé à ce projet parmi lesquels l’INRA et le CNRS (Centre National de la Recherche Scientifique). Avec ses 52 partenariats, ce projet représente à ce jour le plus important programme de recherche sur la biodiversité financé par l’Union Européenne.

- Évaluation de la diversité des pollinisateurs

La capture est indispensable à l’étude fine et à l’identification des pollinisateurs. Les systèmes de collecte des pollinisateurs dans le cadre d’une étude doivent être réalisés selon des méthodes standardisées. Trois méthodes de capture d’insectes pollinisateurs permettant d’évaluer leur diversité localement et sont utilisées actuellement (figure 4) :

- La tente à émergence permet de capturer, sur une petite surface (celle de la tente soit environ 2 m2) les individus ayant leurs nids dans la terre. Elle est utilisée pour étudier l’influence de l’environnement local sur la biodiversité.

- Les coupelles colorées et réfléchissant les UV permettent de capturer les pollinisateurs sur un large périmètre puisqu’elles sont visibles de loin. Il s’agit de la méthode la plus efficiente pour quantifier les populations d’abeilles en touchant le plus large spectre d’espèces (Chittka, 1996 ; Westphal et al, 2008). Les insectes sont attirés par des couleurs variées, mais les couleurs jaune, bleu et blanc sont les plus attractives pour les abeilles en général. Étant donné la variabilité des espèces d’Apiformes, ces trois couleurs permettent l’attraction

d’un large spectre d’espèces, mais pas de toutes. Les abeilles du genre Colletes sont peu capturées, les Bombus et les Halictidae sont en revanche bien capturés (Kirk, 1984 ; Dyer et al, 2004 ; Toler et al, 2005).

Cette méthode de piégeage passif est avantageuse puisqu'elle élimine le biais de l’expérimentateur. Elle permet de plus un échantillonnage sur plusieurs sites en même temps, l’absence de fleurs ne pose pas de problème et il y a moins de travail sur le terrain, même si l’installation des dispositifs de piégeage et ensuite la préparation des spécimens est longue. C’est à ce jour la méthode la plus utilisée et celle que j’utiliserai lors de mes relevés de terrain, bien qu'elle expose l’expérimentation aux risques de vandalisme et au fait que le piégeage soit partiellement sélectif.

- Le filet fauchoir est utilisé en complément des coupelles pour prélever les individus selon un itinéraire précis dans un milieu donné (transect). Les insectes capturés sont placés dans des flacons contenant une capsule dégageant du cyanure en présence d’humidité (l’humidité corporelle de l’insecte suffit). Cette méthode permet d’établir un lien entre l’insecte butineur et la plante visitée.

Territoires en vergers (autrefois vergers et cultures) Vignobles (autrefois vignobles)

Territoires enforestés (autrefois friches agricoles)

Territoires en vergers & cultures (autrefois vergers et cultures) Territoires en cultures et vignobles (autrefois vergers)

Territoires en vergers, cultures & friches (autrefois vignobles)

Territoires à petits vignobles (AOC du Ventoux) (autrefois maj. friches) Seconde couronne urbaine d'Avignon (autrefois cultures)

III. Travail personnel

A) Introduction

Le projet Bio2M (Biodiversité, Mutations agricoles et dynamique des paysages méditerranéens sous influence urbaine) a pour objet d’évaluer la biodiversité (flore et faune pollinisatrice) en milieu méditerranéen en fonction des trajectoires d’occupation du sol depuis une cinquantaine d’années. Cette étude est réalisée en région méditerranéenne car c’est actuellement celle dans laquelle la biodiversité est la plus menacée du fait de multiples facteurs qui agissent en synergie comme les changements climatiques, les invasions biologiques (ex : frelon asiatique Vespa

velutina dont l'arrivée en zone méditerranéenne est prévue sous peu), les pollutions et l’expansion

urbaine. La biodiversité est évaluée par des relevés floristiques réguliers et des piégeages des insectes pollinisateurs, de mars à octobre, période de leur activité maximale (reproduction et butinage). Cet état des lieux permettra aussi de mieux comprendre les facteurs responsables de l’évolution de la biodiversité à l‘échelle régionale, voire nationale, pour tenter de stopper son érosion. Les recherches réalisées permettront notamment d’analyser les déplacements des espèces dans les paysages (notion de corridor) et de proposer une gestion plus respectueuse des agroécosystèmes. Ce projet sur 3 ans est financé par le MEDDAT (Ministère de l’Ecologie, de l’Energie, du Développement Durable et de l’Aménagement du Territoire) dans le cadre du programme DIVA2 (http://www.ecologie.gouv.fr/Appel-a-Propositions-de-Recherche.html). Il est réalisé en collaboration par différentes structures de recherche comme l’INRA, l’Université d’Aix-Marseille III, le CNRS (Centre National de la Recherche Scientifique), SupAgro Florac, et la Chambre d’Agriculture du Vaucluse (liste non exhaustive). Trois unités de l’INRA y participent (Abeilles & Environnement, Ecodéveloppement et Écologie du paysage).

Dans le cadre du projet BIO2M, j’ai effectué un échantillonnage mensuel des spécimens d’abeilles afin d’étudier l’influence de huit trajectoires d’occupation du sol et de l’environnement actuel des points de relevés sur la diversité et l’abondance des Apiformes. Je me suis intéressée aux communautés d’abeilles à une échelle géographique locale et n’ai pas abordé les problématiques plus globales comme les changements climatiques ou le mode de gestion des cultures (utilisation de produits phytosanitaires ou agriculture biologique). Mon étude a été menée dans trois contextes paysagers différents, comprenant des zones périurbaines, des zones en agriculture conventionnelle et biologique (maraîchage, viticulture et arboriculture), et aussi des zones de milieu semi-naturel

Tableau 2 : Présentation des environnements et des trajectoires d’occupation du sol

correspondants aux points de relevé. Source personnelle.

Point de relevé Type d'environnement présent Trajectoire correspondante 1 120 agricole 2 2 551 agricole 2 3 1353 agricole 2 4 1207 agricole 5 5 1330 agricole 5 6 1436 agricole 5 7 99 agricole 7 8 540 semi-naturel 7 9 759 urbain 7 10 416 agricole 8 11 1181 agricole 8 12 1625 agricole 8 13 786 agricole 9 14 873 agricole 9 15 956 agricole 9 16 296 agricole 10 17 1070 semi-naturel 10 18 1604 agricole 10 19 634 agricole 11 20 763 semi-naturel 11 21 972 semi-naturel 11 22 290 urbain 12 23 435 urbain 12 24 600 urbain 12

(figure 5, tableau 2). Les sites de relevés ont été choisis en fonction de la trajectoire d’occupation du sol observée sur trois années : 1955, 1975 et 2005 (figure 5). Pour chaque trajectoire, trois points de relevés, représentés par des mailles de 500 m de côté, ont été définis en collaboration avec l'unité Ecodéveloppement de l’INRA d’Avignon qui a effectué en 2008 des relevés pour mesurer la biodiversité floristique (résultats en cours d’analyse).

B). Expérimentation

- Principe

La zone d’étude est composée de huit sites aux trajectoires d’occupation du sol différentes. Chaque site est constitué d’une maille carrée de 500 m de côté à l’intérieur de laquelle nos relevés ont été réalisés (figure 5). Trois points de relevés sont définis pour chaque trajectoire et 4 points de relevés au moins sont définis pour chaque environnement actuellement présent (échantillonnage stratifié). Les points de relevés sont distants d’au moins 2 km les uns des autres. L’isolement de 2 km correspond aux distances moyennes de butinage des abeilles sauvages (Steffan-Dewenter et al., 2002). Les captures sont réalisées par piégeage passif à l’aide de coupelles colorées en bleu, jaune et blanc et réfléchissant les UV. Les relevés sont réalisés une fois par mois, après 24h d’exposition des coupelles pourvues de liquide et uniquement dans des conditions favorables à l’activité des insectes pollinisateurs (minimum de 15°C, vent faible à modéré, pas de pluie, végétation sèche). Tous les spécimens d’abeilles capturés sont ensuite identifiés au laboratoire. Les résultats obtenus par type d'environnement et type de trajectoire d'occupation du sol sont ensuite analysés à l'aide de tests statistiques adaptés.

- Mise en place du système et capture des insectes

Les travaux de l’unité Ecodéveloppement ont permis de définir les huit sites de capture dans la zone d'étude, située entre Avignon, Caderousse et Pernes-les-Fontaines (soit environ 300 km2). Cette zone méditerranéenne comprend un sol et un climat propices aux cultures (température moyenne annuelle de 22°C, 800 mm de précipitations en moyenne par an). La numérotation des sites est identique à celle utilisée par l’unité Ecodéveloppement lors de ses relevés floristiques.

Fournitures

Bombes de peinture blanche, jaune et bleue, réfléchissant les UV (ROCOL TM RO 150-RS 520 de 500 ml)

Bols plastiques jetables (coupelles) de 750 ml (7,5 cm de haut, 10 cm de diamètre) Piquets de la hauteur de la végétation

Fil de fer

Colliers métalliques de fixation Passoire à mailles fines

Pissettes d’éthanol 70° Flacons de stockage (50 mL) Pince entomologique

Étiquettes et crayon papier

Liquide vaisselle concentré et sans odeurs (Palmolive™)

Protocole

• Sur chaque site, trois piquets sont disposés en ligne de façon équidistante à 2-3 m les uns des autres (suivant l'espace dégagé disponible). Dans les milieux agricoles, ces piquets sont positionnés en bordure de parcelles afin de ne pas gêner les exploitants.

• Chaque piquet est équipé d'un collier métallique fixé juste au-dessus de la végétation afin d’être facilement repérables par les pollinisateurs une fois équipés des coupelles (figure 4c.).

• Une coupelle peinte et percée de trous sur sa partie supérieure est ensuite fixée sur chaque collier à l'aide de fil de fer(figure 4c). Les coupelles sont percées de trous afin de pouvoir les attacher mais également pour éviter leur débordement et la perte des spécimens en cas de forte pluie. Chaque site reçoit ainsi une coupelle bleue, une jaune et une blanche.

• Chaque coupelle est ensuite remplie de 400 ml d’eau avec un peu de détergeant permettant d’abaisser la tension de surface du liquide et ainsi d’empêcher les insectes qui s’y posent de flotter (5 gouttes de liquide vaisselle pour 5 litres d’eau).

• Les coupelles sont exposées 24 heures (ou plus en cas de conditions défavorables pendant la période d’exposition). Les relevés sont réalisés une fois par mois à intervalles réguliers. Les premiers relevés ont été répartis sur deux jours en raison du nombre de points à visiter et de la durée de mise en place des sites (installation des piquets et des colliers, prise de contact avec les propriétaires). Ils ont été réalisés selon le calendrier suivant (pour mes trois mois de stage) :

Date de pose Date de relevé

21 et 23 avril 2009 22 et 24 avril 2009

12 mai 2009 13 mai 2009

18 juin 2009 19 juin 2009

• Après 24 h d’exposition, le contenu de la coupelle est vidé dans une passoire et le contenu de celle-ci est mis dans un flacon en veillant à ne pas perdre de spécimens. Les insectes n’appartenant pas au groupe des Apiformes sont éliminés à l’aide d’une pince.

• Recouvrir les insectes d’éthanol 70°. • Bien veiller à étiqueter les échantillons :

Une étiquette est placée dans l’éthanol avec les insectes et comprend les informations ci-dessous :

Bio2M 2009

Numéro de site/ première lettre de la couleur de la coupelle en anglais (B, Y ou W) Date de relevé et temps d’exposition (ex : 24/04 24h)

- Préparation et identification des insectes récoltés

a- Préparation selon le protocole de T. Griswold (http://online.sfsu.edu/~beeplot/) Durée : 3 minutes par flacon suivies de 8 h de séchage

Fournitures

Flacon pour la collecte des spécimens récoltés et conservés dans de l’éthanol à 70° Un grand bécher en Pyrex™

Détergent (produit vaisselle) Un agitateur magnétique chauffant Un barreau aimanté

Une passoire à maille fine Une éponge

Du papier absorbant

a.

b.

Figure 6 : Montage des spécimens d'abeilles capturées et préparées. a. Étalement d'un

Bombus pour le faire sécher et présentation d'une planche à sécher. b. Extraction des genitalia

et positionnement sur la paillette cartonnée (ici séparation des genitalia et des deux sternites terminaux). (Photos : Céline Pleindoux et Mélanie Ménézo)

Protocole

• Noter l’étiquetage du flacon utilisé et ne pas perdre la traçabilité de l’échantillon ;

• Verser le contenu du flacon au-dessus de la passoire et rincer à l’aide d’une pissette d’eau du robinet ;

• Transvaser les individus dans un bécher contenant de l’eau du robinet à 30°C environ (l’eau tiède permet de ramollir les individus) et quelques gouttes de détergent (pour éliminer les résidus gras éventuels), ainsi qu’un barreau aimanté. Agiter pendant une minute à l’aide de l’agitateur magnétique ;

• Reverser le contenu dans la passoire et rincer sous un filet d’eau en veillant à ne pas abîmer les spécimens ;

• Égoutter la passoire sur une éponge et rincer à l’éthanol 96° (ce rinçage permet de remplacer l’eau et de sécher l’insecte). Égoutter à nouveau ;

• Placer les insectes sur du papier absorbant afin de les égoutter et bien les remuer. Changer de papier jusqu’à absorption totale du liquide ;

• Faire une poche avec du papier absorbant propre, y placer les insectes et agiter énergiquement pendant 20 secondes ;

• Monter les insectes sur épingle (minutie pour les petites espèces). Placer les spécimens en attente d’être montés au réfrigérateur afin de les conserver en bon état pendant quelques jours (48h maximum).

b- Montage des abeilles (figure 6) Durée : 1 à 4 minutes par individu

Fournitures

Individus à monter avec leurs étiquettes Plaque de polystyrène épaisse (3 cm)

Minuties ou épingles entomologiques n°0, 1 ou 2 selon la taille des spécimens à monter Une pince entomologique

Colle ou vernis à ongles

Paillettes entomologiques de 0,5 x 1 cm Ventilateur à air chaud

Protocole

• Plaquer l’abeille ventre face à la planche de polystyrène à l’aide de la pince fine, ne pas perdre la traçabilité ;

• Transpercer le thorax verticalement à l’aide d’une aiguille (ou d’une minutie pour les plus petits spécimens) en se plaçant légèrement sur la droite pour préserver intacts les caractères du côté gauche ;

• Utiliser un « bloc à piquage » afin de placer le sommet du dos de l’insecte à 10 mm sous la tête de l’épingle pour permettre une préhension plus facile du spécimen.

À cette étape, il peut être nécessaire de confirmer le sexe de l’insecte par observation sous la loupe binoculaire (en dehors des individus appartenant au genre Eucera, les femelles possèdent 12 segments antennaires tandis que les mâles en ont 13). Pour les mâles de certains genres, il faut procéder à l’extraction des genitalia afin de pouvoir remonter jusqu’à l’espèce à laquelle ils appartiennent (annexe 5) :

- À l’aide d’une épingle légèrement tordue à l’apex, extraire les genitalia ainsi que les deux sternites terminaux ;

- Coller ces trois parties sur une paillette en veillant à diriger leur extrémité vers le haut. • Dégager les pattes de sous l’abdomen et positionner les pattes antérieures légèrement vers l’avant et les pattes médianes et postérieures vers l’arrière ;

• Étaler les ailes en position de vol en veillant à bien étaler les deux ailes de chaque côté ; • Positionner tous ces appendices à l’aide des aiguilles ;

• Brosser à l’aide d’un pinceau n°2 les individus à poils longs et denses comme les bourdons (Bombus spp.).

• Placer les individus à environ 60 cm d’un ventilateur à air chaud pendant 6 à 8h pour mieux les sécher, faciliter l’évaporation des solvants et surtout éviter ainsi que les poils ne restent collés.

c- Identification des individus récoltés (Durée : 30 secondes à 2 minutes par individu)

Matériel et fournitures

Loupe binoculaire avec éclairage Morceau de polystyrène ou d’émalène

Clés de détermination des genres comme celles de Scheuchl (2000), Müller et al. (1997) et Terzo et al. (1995).

Figure 7 : Boîte de collection de références d’individus des genres Xylocopa et Ceratina. Les

femelles de chaque espèce sont situées au-dessus des mâles. Source : INRA.

Protocole

• L’insecte monté est piqué sur le morceau de polystyrène. L’identification est réalisée sous loupe binoculaire à plusieurs grossissements et à l’aide des clés de détermination (annexe 3).

L’identification des spécimens capturés a été faite jusqu’au genre au laboratoire, la détermination jusqu’à l’espèce étant plus longue et délicate requiert les compétences de spécialistes pour les différents genres.

- Conservation des individus

• Les spécimens montés sont conservés dans des boîtes entomologiques en bois afin de pouvoir être examinés par la suite et éventuellement introduits dans la collection de référence. La réalisation d’une collection de référence (Figure 7), pour laquelle l’objectif est de contenir 5 mâles et 5 femelles de chaque espèce d’abeilles, est indispensable pour permettre et faciliter l’identification des insectes. La collection de référence de l’INRA d’Avignon a été démarrée à l’occasion des relevés effectués pour le programme européen ALARM (Assessing LArge-scale Environmental Risk for biodiversity with tested Methods ; http://www.alarmproject.net), et elle contient à ce jour 239 espèces d’abeilles sauvages.

Actuellement, les boîtes de la collection sont stockées dans une armoire ventilée à 11°C avec une hygrométrie de 66% (alors qu’elle devrait être inférieure à 50%) ce qui peut entraîner des problèmes de contamination par des champignons. Les boîtes sont donc vérifiées régulièrement et des travaux sont actuellement en cours pour aménager une salle de stockage des boites de la collection de référence avec une température (< 15°C) et une hygrométrie (< 50%) adaptées pour empêcher la prolifération des insectes détritivores et de champignons. Les boites sont passées au congélateur 15 jours par an pour tuer les oeufs.

- Analyses des résultats

Les analyses statistiques sont réalisées en utilisant les techniques habituelles d’analyses de variances lorsque possible, c’est-à-dire après vérification que la distribution des variables n’est pas significativement différente de celle d’une loi normale (tests de Kolmogorov-Smirnov) et vérification de l’homogénéité des variances entre les groupes (test de Bartlett). Les effectifs totaux d’abeilles et ceux des genres Lasioglossum et Halictus sont analysés après une transformation Log

d’obtenir des variables qui satisfassent aux conditions d’utilisation des analyses de variance, des méthodes non-paramétriques sont utilisées, comme par exemple pour le nombre de genres des captures par site et les effectifs d’abeilles des genres autres qu’Halictus et Lasioglossum. Les tableaux de contingence sont analysés avec des tests de randomisation car les effectifs attendus étaient inférieurs à 5 dans plus de la moitié des cellules. Le facteur date est traité comme aléatoire, tandis que les facteurs trajectoire et environnement actuel sont considérés comme fixes. Les moyennes sont rapportées avec leur erreur standard (ES) et les valeurs sont indiquées comme étant significativement différentes si P ! 0,05, sauf mention expresse autre.

Ces analyses statistiques sont complétées par l'utilisation d'un indice de biodiverstié tenant compte de l'abondance relative des espèces ou des genres. L'indice de Shannon-Weaver (Hs) permet de quantifier et de comparer la diversité intra-populationnelle des abeilles au sein des sites étudiés. Il prend en compte à la fois l'abondance et la richesse spécifique et est relativement indépendant de la taille des échantillons. Cet indice ne sera utilisé que sur les genres d'abeilles puisque les espèces ne seront pas déterminées dans le cadre de mon travail. Il se calcule avec la formule ci-dessous :

Hs = 3,322 [log Q -1/Q* (qi*log qi)] [I]

avec Q le nombre total de spécimens d’abeilles capturés sur le site sur l’ensemble des dates, q le nombre de spécimens du genre i capturés sur le site sur l’ensemble des dates, et S le nombre total de genres capturés dans le site. La dominance marquée d'une espèce ou d'un genre (Hs faible) révèle une faible diversité tandis que la co-dominance de plusieurs genres indique une diversité élevée.

Cet indice est souvent accompagné d'une évaluation de l'équitabilité E de la répartition des individus parmi les genres, dont les valeurs sont situées entre 0 et 1. L'équitabilité E se calcule selon les formules suivantes :

E = Hs/Hmax [II]

avec Hmax = 3,322*logS [III]

L’équitabilité tend vers 1 lorsque chaque genre est représenté par un nombre similaire d’individus, au contraire, elle tend vers 0 indique quand la quasi totalité des effectifs correspond à un unique genre (Ramade R, 2003).

C) Résultats

Les relevés effectués en avril et mai ont permis de capturer 618 spécimens d’abeilles, soit environ 4 individus en moyenne par coupelle, et ceux-ci appartiennent à 13 genres différents et 4 familles, ce qui représente 28% des genres d’abeilles connus en France (annexes 1 et 6). La plus grande richesse en genres est obtenue avec la trajectoire 2 (territoires actuellement en vergers et autrefois en vergers et cultures ; figure 5) avec 11 genres, la trajectoire 9 (cultures et vignobles, autrefois en vergers ; figure 5) avec 10 genres, et les environnements agricoles avec 13 genres. Au contraire, la plus faible diversité générique caractérise la trajectoire 5 (vignobles actuellement et autrefois vignobles) avec seulement 4 genres différents. Les genres les plus représentés dans nos captures sont Lasioglossum avec 303 spécimens, soit 49% du total, Halictus avec 136 spécimens (22%) et Andrena avec 74 individus (12%). Ces trois genres, avec l’abeille domestique (Apis

mellifera) qui est une espèce généraliste, ont été retrouvés dans quasiment tous les sites étudiés. Au

contraire, les genres Anthidium, Anthophora, Bombus, Ceratina, Nomada, Sphecodes et Xylocopa ont été très peu représentés avec 5 individus au plus. La famille majoritaire, qui représente à elle seule presque 72% des abeilles capturées, est celle des Halictidae.

- Impact de l’environnement et des trajectoires d’occupation du sol sur l’abondance des abeilles sauvages.

Les effectifs d’abeilles sauvages capturées sur chaque site lors des deux dates de relevés sont très significativement corrélés (r = 0,671 ; n = 24 sites ; P = 0,0003). L’abondance des abeilles est similaire entre les deux dates de relevés et il n’y a pas d’interaction entre la date et l’environnement, ni entre la date et les trajectoires (P ! 0,35). Les effectifs d’abeilles sont différents entre les environnements agricole, semi-naturel et urbain (F = 53,69 ; ddl = 2,2 ; P = 0,0183 ; figure 8), avec une abondance plus élevée dans les milieux agricoles par rapport aux deux autres (moyennes géométriques de 11,6, 6,6 et 5,7 abeilles par site et par date de relevés pour respectivement les environnements agricoles, urbain et semi-naturel). Il est intéressant de noter que l’abondance des abeilles sauvages est similaire dans les environnements urbains et semi-naturels. Les trajectoires d’occupation du sol ont aussi un effet significatif sur l’abondance des abeilles capturées sur chaque site (F = 5,96 ; ddl = 7,7 ; P = 0,0156). Les territoires ayant toujours été en vignobles (trajectoire 5) ont les effectifs d’abeilles les plus faibles de tous (moyenne géométrique de 4 abeilles par site et par relevé ; figure 9). La présence de vignes dans les antécédents d’un territoire semble avoir un effet négatif sur l’abondance des abeilles : les territoires en vergers et cultures depuis 1955 (trajectoire 8) ont l’abondance la plus élevée (moyenne géométrique de 27,6

Figure 8 : Effet de l’environnement actuel des sites de relevés sur l’abondance des abeilles en

friches mais antérieurement en vignoble (trajectoire 10), seulement 11,8 abeilles par site et par relevé ont été capturées (moyennes géométriques) et cette différence est significative. Il en est de même pour les territoires viticoles actuels puisque malgré des trajectoires différentes (trajectoires 5 et 11), les territoires viticoles ont l’abondance la plus faible. Par ailleurs, cette faible abondance d’abeilles dans les territoires viticoles est similaire à celle trouvée dans les zone urbanisées de longue date comme la seconde couronne d’Avignon (trajectoire 12 ; figure 9).

- Impact de l’environnement et des trajectoires d’occupation du sol sur la diversité des abeilles sauvages.

Il y a une association significative entre l’effectif d’abeilles capturées et le nombre de genres lors de la première date de capture en avril (coefficient de corrélation de Spearman rs = 0,732, n =

24, P < 0,01) comme lors de la deuxième date en mai (rs = 0,518 ; n = 24 ; P < 0,01). Il n’y a pas

d’effet date ni d’effet de la trajectoire d’occupation du sol ou de l’environnement actuel des sites de capture sur la diversité des familles ou des genres des abeilles capturées (P ! 0,09 d’après des tests de Mann-Whitney pour les dates et de Kruskal-Wallis pour les environnements et les trajectoires). Il semble donc y avoir une certaine homogénéité des genres entre les différents sites de capture, qui étaient pourtant différents au niveau des habitats disponibles. Cependant il convient de remarquer que la distribution des individus des différents genres n’est pas homogène entre les trois sites d’une même trajectoire (P " 0,026) hormis pour ceux des trajectoires 5 (vignobles et autrefois vignobles) et 9 (cultures et vignobles, autrefois vergers) d’après des tests de Monte-Carlo sur ces petits effectifs. Par exemple, dans la trajectoire 10 (vergers, cultures et friches, autrefois vignobles), 88% des spécimens du site 1604 (figure 5) appartiennent au genre Lasioglossum tandis que cette proportion n’est que de 33% sur le site 1070.

L'indice de Shannon-Weaver donne plus d'informations sur l'effet des types de sites étudiés (environnement et trajectoire) sur la diversité des genres (annexe 7). La répartition des genres n'est pas homogène (E<0,80) au sein des trajectoires 2, 8, 9 et 10 qui contiennent une majorité de

Lasioglossum (respectivement 43%, 52%, 55% et 71% ) et des genres (Xylocopa, Anthidium,

Sphecodes) ne dépassant pas un individu par trajectoire. Les points de ces trajectoires présentent de

plus une diversité faible des genres présents (Hs<2) hormis la trajectoire 2 (vergers, autrefois vergers et cultures). Les milieux urbains et semi-naturels (respectivement 6 et 7 genres) présentent un nombre de genres inférieur à ceux retrouvés en milieu agricole (12) mais les résultats témoignent tout de même d'une bonne diversité des genres dans ces deux environnements (Hs>2,3) et ces genres sont répartis de façon homogène (E>0,85). Au contraire, le milieu agricole est peu diversifié malgré un effectif important de genres, et ceux-ci sont répartis de façon hétérogène avec une

Figure 9 : Effet des différentes trajectoires d’occupation du sol sur l’abondance des abeilles