Théorie spécifique

Dans cette section, nous fournissons quelques explications supplémentaires aux articles pu- bliés qui sont reproduits dans les chapitres suivants. . La première section explique comment nous avons déterminé l’orientation du directeur n des LC, et la seconde présente une brève explication de ce qu’est la force de déplétion.

1.3.1 Orientation du directeur

Dans chacune de nos expériences (voir les chapitres3 à5) il nous fallait une méthode robuste pour déterminer l’orientation du directeur (n) des LCs. Pour accomplir cette tâche, nous

avons utilisé de la lumière polarisée. L’échantillon est déposé entre deux polariseurs rotatifs sur le microscope (voir Fig.1.13). Sur le premier, nous déposons un filtre à fluorescence afin de réduire la plage spectrale avec laquelle nous éclairons. Puisque l’échantillon a une biréfringence qui dépend de la longueur d’onde, cela a permis de déterminer l’orientation de n avec plus de précision. En général, lorsque nous avons un échantillon qui est un LC nématique bien aligné, l’intensité lumineuse qui sort du second polariseur, est donné par l’expression suivante [71]

I = I0 

cos2(χ) − sin(2φ) sin(2(φ − χ)) sin2 δ 2



, (1.2)

où I₀ est l’intensité de la lumière passant au travers le premier polariseur, χ est l’angle entre l’axe du premier et du deuxième polariseur, et φ est l’angle entre n et l’axe du premier polariseur. La phase δ est déterminée par

δ = 2π

λL∆n, (1.3)

où λ est la longueur d’onde de la lumière, L est l’épaisseur de l’échantillon et ∆n la différence entre l’indice de réfraction extraordinaire et ordinaire. Lorsque l’axe des deux polariseurs est perpendiculaire, (χ = π₂) l’équation 1.2devient

I = I0  sin2(2φ) sin2 δ 2  . (1.4)

Ainsi, nous voyons que cette fonction est maximale lorsque φ = π₄,3π₄ ,5π₄ ..., c’est-à-dire lorsque l’angle entre le premier ou le deuxième polariseur et n est de π₄. Ainsi, pour trouver l’angle de n dans nos expériences, nous mettions d’abord l’axe des deux polariseurs perpendiculaires, puis nous tournions les deux polariseurs afin de maximiser l’intensité lumineuse.

CCD

Figure 1.13 – Schéma du microscope polarisé. Notez que le montage est dessiné à l’horizon- tale, mais en réalité il est à la verticale.

1.3.2 Effet de déplétion

Nous verrons, au chapitre 3, que nous n’avons pas seulement étudié le comportement des bactéries dans des solutions de DSCG dans la phase de LC. Nous avons également étudié leur comportement en augmentant graduellement la concentration de DSCG afin de faire passer les solutions de la phase isotrope à celle anisotrope. Notre objectif était de démontrer que le

Figure 1.14 – Schéma expliquant l’effet de dé- plétion subit par une bactérie dans une solution de DSCG. La bactérie est représentée en bleu, et les bâtonnets de DSCG en rouge. Les flèches représentent la force d’attraction ressentie par les bactéries et la zone en pointillé représente la portée de la force de déplétion.

comportement des bactéries changeait dras- tiquement lorsque le milieu devenait aniso- trope. Comme vous le verrez au chapitre

3, c’est bien le cas, mais leur comporte- ment change bien avant la transition vers une phase anisotrope. Lorsque la concentra- tion de DSCG est moyenne (mais pas suffi- sante pour former un LC), les bactéries se mettent à devenir très collantes. Nous ver- rons que nous avons découvert une zone où les bâtonnets de DSCG se mettaient subi- tement à allonger et que ce grandissement permettait l’arrivée de la force de déplétion. C’est cette force qui explique le phénomène de collage des bactéries. Lorsque de grosses particules (ici les bactéries) se rapprochent suffisamment dans une solution contenant de

petites particules (ici les bâtonnets de DSCG), les petites particules vont avoir tendance à être éjectées de l’espace entre les grandes particules (voir Fig. 1.14) [77;78]. Cela va créer un effet de déplétion entre les grandes particules et un débalancement de la force osmotique qui va pousser les grandes particules ensemble. Dans le cas de bâtonnets, la distance entre deux bac- téries doit correspondre au maximum à la longueur des bâtonnets, sinon la force de déplétion est nulle. Ainsi, c’est une force qui a une portée relativement courte (de l’ordre des quelques nanomètres). Notez que le même phénomène peut être observé entre une grande particule et une surface.

Chapitre 2

Introduction des bactéries dans le

cristal liquide 5CB

2.1

Contexte et résumé de l’article

Les premiers efforts pour comprendre le déplacement des bactéries flagellaires en milieu aniso- trope ont été réalisés dans notre laboratoire et publiés en 2013 [41]. Bien que ces expériences aient mis en évidence les différences qualitatives importantes entre la motilité des bactéries dans un milieu anisotrope et dans un milieu isotrope, elles ont également permis de constater que le DSCG est plutôt difficile à manipuler. De plus, personne n’avait encore réussi à contrôler son alignement via des champs électromagnétiques, ce qui rendait le contrôle actif du déplace- ment un peu plus hasardeux. Pour contourner ces difficultés, nous avons tenté d’incorporer les bactéries dans le cristal liquide (LC) désigné par 5CB (4-Cyano-4’-pentylbiphenyl). Ce milieu est beaucoup plus facile à manipuler et on peut contrôler facilement l’alignement des molécules grâce à des champs électromagnétiques. Toutefois, nous savions que l’incorporation ne serait pas facile, car le 5CB n’est pas soluble dans l’eau, et puisque c’est un LC thermotrope, il n’est pas formé d’un mélange à base d’eau comme le DSCG.

Le présent chapitre correspond à l’article intitulé “In the search of anisotropic biocompatible liquid environments for bacterial motility studies” qui a été publié en 2014 dans le journal “Proceedings of SPIE’. Cette publication rapporte nos efforts (infructueux !) pour introduire des bactéries dans le LC 5CB. Notre première approche fut de mélanger une solution très concentrée de bactérie avec du 5CB. Cette méthode n’a toutefois pas fonctionné, car les bac- téries restaient enclavées dans des microgouttes d’eau. Nous avons alors laissé une solution de bactéries s’évaporer lentement au-dessus du 5CB, mais les bactéries sont mortes plutôt que d’entrer dans le cristal liquide. Suite à cela, nous avons tenté de fonctionnaliser la surface des bactéries pour qu’elle devienne hydrophobe, puisque les bactéries ont naturellement une surface hydrophile. À cette fin, les molécules de HDTMA et de TMA ont été utilisées, deux

molécules linéaires ayant une partie hydrophile et une autre hydrophobe. Notre hypothèse était que la partie hydrophile se collerait à la bactérie, laissant la partie hydrophobe à la surface. Cette méthode n’a toutefois pas été couronnée de succès, car le HDTMA s’est avéré mortel pour les bactéries et le TMA n’a pas adhéré aux cellules (car il n’a eu aucun impact sur le potentiel zeta mesuré).

Suite à ces échecs, nous sommes revenus au DSCG qui avait été utilisé dans les premières expériences. Dans le but de nous assurer de n’avoir aucune dépendance temporelle dans nos expériences, nous avons caractérisé la stabilité temporelle de l’alignement de solutions de DSCG dans des échantillons fermés et ouverts. Lorsque les cellules contenant nos solutions étaient scellées (avec du vernis à ongle), l’alignement et la composition du LC restaient stables pendant plus de 24h, ce qui nous laissait amplement de temps pour compléter nos expériences. Par contre, si la cellule est laissée ouverte à l’air, la concentration du mélange eau-DSCG varie rapidement dans le temps (une augmentation d’environ 45% en 1h30), ce qui nous a montré l’importance de bien sceller nos échantillons pour ne pas modifier les conditions expérimentales. J’ai été en charge de ce projet, j’ai effectué la conception de l’expérience avec mes directeurs de thèse (les deux autres coauteurs), puis j’ai réalisé seul l’ensemble de l’expérimentation et de l’analyse des données. J’ai également été responsable de la rédaction de l’article [79].