Télémétrie

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II.3.3. Télémétrie

a Procédure chirurgicale

Les émetteurs de télémétrie permettant l’enregistrement de la pression artérielle (PA), de la fréquence cardiaque (FC) et de la température centrale (Tc) (TA11CTA-F40, Data Sciences Int., St Paul, MN, USA) ont été implantés chirurgicalement 15 jours avant l’expérimentation en respectant une procédure chirurgicale qui garantit une qualité d’enregistrement pendant les périodes d’activité (Sgoifo et al. 1996). Rapidement, les rats (âgés de 5 semaines) étaient analgésiés avec de la buprénorphine (Temgesic, Merck & Co, USA, 0,05mg/kg SC) 20 minutes avant l’incision et anesthésiés avec de l’isoflurane [5 % (induction) et 1-1,5 % (entretien)

dans un mélange 80% d’O₂ et20% de protoxyde d’azote]. Après l’ouverture de l’abdomen, le cathéter pour la

mesure de la pression artérielle a été inséré dans l’aorte abdominale, 0,5 cm environ au dessus de la bifurcation aortique, puis collé avec de la colle biologique (Vetbond, 3M, USA). Les deux électrodes permettant d’enregistrer l’ECG étaient fixées pour l’une dans le muscle pectoral droit et pour l’autre dans un muscle peaucier, 1 cm à gauche de l’apophyse xyphoïde. Le corps du transmetteur était inséré dans la cavité abdominale et fixé à la paroi. Après la fermeture de l’incision, les animaux recevaient un traitement antibiotique prophylactique (benzathine benzylpenicilline, Extencilline, Sanofi-adventis, France, 60000 UI,

im, 1 dose unique) et une analgésie post opératoire (carprofen, Rimadyl, Pfizer Animal Health, 4 mg/kg/j

pendant 3 jours, sc). Après l’opération, les rats étaient placés dans une cage individuelle.

b Recueil et analyse des données

Les données ont été enregistrées pendant la situation expérimentale (PTS ou CC), mais aussi pendant les 24 heures avant et après en utilisant le logiciel Dataquest ART Acquisition program (Data Science), avec une fréquence d’échantillonnage de 500 Hz. Les plaques réceptrices pour la télémétrie étaient placées en avant de la roue afin d’obtenir un signal de qualité, non perturbé par l’activité électrique du moteur de la roue. Cependant ce positionnement des plaques réceptrices a rendu inopérant la mesure de l’activité des animaux, basée sur leur déplacement au dessus de la plaque. Les fichiers de données au format ASCI ont été exportés pour être analysés avec le logiciel Labchart (Adinstruments, Oxford, UK). Les signaux recueillis étant souvent brouillés lors des 3 secondes d’activité de la roue. Nous avons isolé pour analyse des périodes de 10 secondes sur les 12 secondes d’inactivité de la roue. Sur ces périodes, les pics R des complexes QRS de l’ECG et les pics de pression artérielle ont été détectés afin de calculer, à partir des complexes sans artéfacts : les périodes RR, la fréquence cardiaque, la pression artérielle systolique (PAS), diastolique (PAD) et

moyenne (PAM) et l’écart type des périodes RR (SD_NN) et de la PAS (SD_PAS). Le nombre de points de

mesure obtenu par période de 10 secondes (60 environ) n’était pas suffisant pour conduire une analyse spectrale de la FC ou de PAS. Pour chacune de ces variables nous avons ensuite calculé la valeur moyenne

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obtenue au cours de la période lumière allumée (07:00-19:00) et au cours de la période lumière éteinte (19:00-07:00). Les données obtenues avec les animaux CC ont été traitées de la même façon.

II.3.4. Evaluation de la réactivité vasculaire

a Instrumentation

Le dos des animaux était préalablement dépilé une crème dépilatoire (Gel-crème Veet, Reckitt Benckisser, USA) afin de créer une zone glabre pour la mesure des débits sanguins cutanés et l’application locale de courant. Cette dépilation a été réalisée deux jours avant l’expérimentation afin d’éviter des biais liés à une irritation ou une inflammation locale de la peau. Pour la mesure de la réactivité vasculaire, les animaux ont été légèrement anesthésiés avec du phénobarbital sodique (Nesdonal, Rhône Mérieux, France, 45 mg/kg,

ip) et placés en décubitus ventral dans un vivarium chauffé (30 ± 1°C) afin de maintenir la température

rectale (MLT1403, AdInstrument, Royaume uni) stable (37,7 ± 0,5) tout au long de l’expérimentation. Les

débits sanguins cutanés étaient mesurés avec un moniteur laser-Doppler (PF 5001 Master, Periflux, Perimed, Suède) relié à deux sondes laser-Doppler, couplées à des électrodes d’iontophorèse (PF 481-1, Perimed), fixées avec un adhésif double face sur la peau du rat préalablement dégraissée (alcool modifié, 70%). Les sondes étaient chauffées à 33°C.

Toutes les substances vasoactives utilisées étaient préparées extemporanées, dissoutes dans de l’eau

désionisée et appliquées (0,2ml) sur l’éponge (1,2 cm²) de la sonde d’iontophorèse. La seconde électrode, passive était placée sur les membres postérieurs du rat (Garry et al. 2005; Gohin et al. 2011). Un générateur permettait d’appliquer un courant électrique d’intensité contrôlée à la cathode ou à l’anode selon la polarité de la solution à appliquer. Toutes les drogues et le solvant étaient administrés par une stimulation électrique unique (30 secondes, 0,1 mA). Contrairement à l’homme, nous n’utilisons pas de stimulations multiples car elles entrainent chez le rat des contractions musculaires qui perturbent la mesure. La réactivité vasculaire dépendante de l’endothélium était évaluée en appliquant une solution de chlorure d’acétylcholine (ACh, 2%, 5.5 mM, Sigma-Aldrich) et la réactivité vasculaire indépendante de l’endothélium par l’application de

nitroprussiate de sodium (SNP, 1%, 67mM, SERB laboratory, Paris, France). L’effet des courants de

cathode et d’anode sur les débits sanguins cutanés, appelé CIV (Current Iinduced Vasodilation) a été ensuite

évalué sur les même animaux par iontophorèse d’eau désionisée uniquement (Gohin et al. 2011).

Le signal de débit sanguin cutané (SkBF, Skin Blood Flow), exprimé en unité arbitraire de perfusion

(PU), a été numérisé avec une fréquence d’échantillonnage de 200 Hz (PowerLab, Adinstruments, Oxford, UK). L’enregistrement débutait par une période de 5 minutes de période basale et se poursuivait 15 minutes

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La pression artérielle systolique (PAS) était enregistrée de façon non invasive à la queue des rats analgésiés (Kurtz et al. 2005) à la fin de l’expérimentation (ML125 NIBP/R, Adinstruments, Oxford, UK).

Instrumentati

on du rat

Sonde laser-Doppler couplée avec l’électrode d’iontophorèse

Thermostatée (33°C)

Mesure non invasive de la pression artérielle à la queue

Electrode passive

Figure 32. Instrumentation des rats pour l’étude de la réactivité vasculaire

ACh SNP ITCC03 Sk BF 1 ( PU ) 40 80 120 Stim. Ionto. Sk BF 2 ( PU ) 40 80 120 6:00₁ 7:00 ₂ 8:00 9:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 0:05:56.000 Temps (min)

Figure 33. Exemple de modification du débit sanguin cutané (SkBF) après application par iontophorèse (Stim. Ionto.) d’acétylcholine (ACh) et de nitroprussiate de sodium (SNP). 1. début d’enregistrement ; 2. Stim. Ionto.

b Analyse des données

Le signal de débit sanguin cutané (SkBF) a été moyenné toutes les 10 secondes afin de réduire les effets

de la variabilité instantanée du signal appelé vasomotion. La ligne de base (Baseline) a été calculée en

moyennant les 2 minutes de signal avant l’application du courant électrique. La vasodilatation induite par le courant (CIV) a été calculée comme l’augmentation maximale de débit sanguin cutané en réponse à l’application de courant d’anode ou le courant de cathode. La vasodilatation induite par l’ACh (dépendante de l’endothélium) et par le SNP (indépendante de l’endothélium) a été calculée comme l’augmentation maximale de débit sanguin cutanée en réponse à l’application d’ACh et de SNP. Afin d’individualiser les

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effets propres à l’ACh et au SNP nous avons soustrait, à la vasodilatation observée, la vasodilatation induite par le courant (CIV) d’anode pour l’ACh et de cathode pour le SNP. Les résultats ont été exprimés en % de la Baseline (Roustit et al. 2009).