La voie de biosynthèse de la L-cystéine est la principale voie d’incorporation du soufre inorganique dans les composés organiques. Dans ce processus, le sulfate inorganique, source la plus abondante de soufre, est capté et transformé en sulfide. Le sulfide est utilisé pour produire de la L-cystéine, qui entre dans la composition de protéines ou d’autres composés organiques contenant du soufre. Chez les bactéries, la L-cystéine est produite à partir du sulfide et d’un autre acide aminé, la sérine (Fiegler & Bruckner, 1997). La réaction se déroule en deux étapes. La première est catalysée par une sérine acétyltransférase (CysE) qui active la L-sérine par une acétyl-coenzyme A en O-acétyl-L-sérine. Dans la seconde réaction, l’enzyme O-acétyl-L-sérine(thiol)-lyase produit de la L-cystéine à partir du sulfide et de l’O-acétyl-L-sérine. L’assimilation et la réduction du sulfate, ainsi que la formation de cystéine, ont été très étudiées chez Escherichia coli et Salmonella enterica serovar Typhimurium (Mansilla & de Mendoza, 2000). Chez ces bactéries au moins 22 gènes sont nécessaires au transport et à la réduction du sulfate, ainsi qu’à son incorporation dans la cystéine. Chez
E. coli, la sérine acétyltransférase fait partie d’un complexe nommé cystéine synthase avec
une des isoenzymes, la O-acétyl-L-sérine (thiol) lyase. Les gènes qui codent la cystéine synthase sont dispersés sur le chromosome de E. coli, mais sont contrôlés de façon coordonnée par l’activateur CysB en réponse à la limitation en soufre via l’O-acétyl-L-serine (OAS) et la N-acétyl-L-serine (NAS) (Kredich, 1992). Chez E. coli et Providencia stuartii, l’O-acétyl-L-serine jouerait également un rôle de molécule signal extracellulaire et limiterait le développement des biofilms (Sturgill et al., 2004). Chez les bactéries Gram positives, les gènes codant la cystéine synthase ont uniquement été détectés chez B. subtilis et S. xylosus. Chez B. subtilis, le gène cysE codant la sérine acétyltransférase a été premièrement étudié. Ce gène est inclus dans un opéron avec la glutamyl-tRNA synthase (gltX) et la cysteinyl-tRNA synthase (cysS) (Gagnon et al., 1994). Alors que l’expression de gltX semble être constitutive, les gènes cysE et cysS sont sous un contrôle cystéine spécifique, via un système d’anti-terminaison T-Box où les ARNt jouent un rôle crucial d’effecteurs (Condon et al., 1996a ; Grundy & Henkin Tina, 2002). Une stabilité différentielle des ARNm semble également participer à la régulation (Condon et al., 1996b). Chez S. xylosus, la découverte du gène cysE fut totalement fortuite. En effet, lors de la construction d’une banque de
mutants par transposition, un mutant pour lequel le contrôle catabolique de l’expression de la β-galactosidase était altéré, a été isolé. Les analyses moléculaires ont montré que ce mutant arborait un transposon à l’intérieur du gène cysE codant la sérine acétyltransférase. Aucune explication claire n’a pu être apportée sur la relation entre l’expression de la β-galactosidase et la mutation de cysE. Une des explications avancée par les auteurs est que l’approvisionnement limité en cystéine déclenche une réponse drastique altérant l’expression globale des gènes (Fiegler & Bruckner, 1997). Chez S. xylosus, le gène cysE s’est avéré être nécessaire à la synthèse de la cystéine. Comme chez B. subtilis, il est inséré dans un opéron contenant également les gènes gltX et cysS. Ce dernier est un gène essentiel chez B. subtilis, la mutation par knock out de celui-ci étant létal pour la bactérie (Gagnon et al., 1994). L’interruption de cysE par le Tn917 chez S. xylosus a induit deux phénotypes. Le premier correspondait à la perte de l’activité sérine acétyltransférase et l’incapacité pour le mutant de croître sur un milieu minimum. Le second phénotype correspondait à un taux de croissance réduit quelque soit la disponibilité de la cystéine exogène. Le premier phénotype a pu être remédié par une supplémentation de cystéine dans le milieu minimum ou la complémentation en trans du gène cysE. Cependant, la croissance du mutant restait plus lente que celle de la souche sauvage. Ces résultats ont montré qu’une mutation en cis était responsable d’un défaut de croissance. Les auteurs ont supposé qu’il pourrait y avoir un effet polaire du Tn917 sur l’expression de cysS (Fiegler & Bruckner, 1997). Chez S. xylosus, l’expression de cysE est régulée en fonction de la concentration en cystéine du milieu. Le système de régulation ressemble fortement à un système d’anti-terminaison comme celui observé chez B. subtilis (Grundy & Henkin Tina, 2002).
2-2. L’assimilation et la conversion de la choline
Une des particularités du genre Staphylococcus est sa capacité à survivre à des conditions de forte concentration en sel. La majorité des souches de S. xylosus est capable de croître à des concentrations en NaCl supérieures à 10 % (Schleifer & Kloos, 1975). Ces bactéries possèdent des mécanismes d’osmoprotection très efficaces et bien régulés. Chez de nombreux micro-organismes, l’osmotolérance est induite par des solutés compatibles ou osmoprotectants qui peuvent être accumulés dans la cellule pour contrebalancer l’augmentation de l’osmolarité du milieu, tout en préservant le métabolisme de la cellule. Parmi ces substances, la plus efficace et la plus connue est la glycine bétaïne. Les bactéries accumulent la glycine bétaïne via un système d’assimilation de cette molécule ou par synthèse de novo à partir de la choline. Le rôle osmotique de la choline et de son dérivé, la
glycine bétaïne, a été étudié sur un plan physiologique chez les staphylocoques. Chez
S. aureus, il a été montré que la choline pénètre dans la cellule en réponse à un stress
osmotique via un système de transport inductible et qu’une fois dans la cellule, elle était convertie en glycine bétaïne (Graham & Wilkinson, 1992 ; Kaenjak et al., 1993). Les bases génétiques de l’assimilation de la choline et de sa déshydrogénation sont connues chez
E. coli et B. subtilis (Boch et al., 1994 ; Kappes et al., 1999). Chez B. subtilis, un opéron
(gbs) codant deux déshydrogénases, une glycine bétaïne aldéhyde déshydrogénase (GbsA) et une choline oxydase (GbsB), a été décrit. La choline oxydase appartient à la famille des alcools déshydrogénases, elle représentait lors de sa détection, un nouveau type d’enzyme impliquée dans la synthèse de la glycine bétaïne. Contrairement à E. coli, aucun gène codant une protéine de transport de la choline ou une protéine de régulation n’avait été identifié dans le locus gbs de B. subtilis. Chez S. xylosus, le locus cud codant les protéines d’assimilation et de conversion de la choline en glycine bétaïne, a été accidentellement détecté suite à une réponse faussement positive lors du criblage d’une banque d’ADN génomique de la souche S. xylosus C2a (Rosenstein et al., 1999). Une séquence nucléotidique de 6874 nucléotides, révélant 4 ORFs (open reading frames) a été identifiée. Les ORFs détectées correspondaient à des gènes codant des protéines similaires aux protéines responsables de l’assimilation et de la déshydrogénation de la choline décrite chez
B. subtilis et E. coli. Ces gènes furent nommés cudT, cudA, cudB et cudC (Rosenstein et al.,
1999). Le gène cudT code la protéine de transport de la choline et sa séquence est proche du gène betT qui code un transporteur de la choline décrit chez E. coli. La protéine CudA correspond à une bétaïne aldéhyde déshydrogénase qui posséde 65% de similarité avec la protéine GbsA de B. subtilis. Une forte similarité a été trouvée entre la protéine CudB et BetA, une choline déshydrogénase décrite chez E. coli. La protéine CudC n’a montré aucune similarité avec des protéines de fonction connue, mais présentait une identité de 54% avec le produit du gène orf-2, localisé en amont de l’opéron gbsAB de B. subtilis (Boch et al., 1994) et 29% d’identité avec une protéine de 180 acides aminés codée par une orf présente en amont du gène opuB de B. subtilis et qui code un système d’assimilation de la choline (AF008930). La fonction de cette protéine reste inconnue, mais une analyse de sa structure primaire laisse supposer qu’elle correspond à une protéine de régulation. Différentes études sur des mutants cudAcudB, cudB et cudT négatifs ont été réalisées. Un effet inhibiteur de la choline et de son dérivé déshydrogéné, la glycine bétaïne, a été observé sur la croissance du double mutant cudAcudB et du mutant cudB. L’inhibition du mutant cudAcudB par la choline était dépendante de la concentration en sel dans le milieu, suggérant que le transport et
l’assimilation de la choline sont dépendants d’une osmolarité élevée. La croissance du mutant cudT se caractérisait par une grande phase de latence en présence de choline et d’une forte concentration en sel dans le milieu. Des essais de conversion et d’assimilation de la choline in vitro sur les mutants et la souche sauvage ont confirmé que CudA et CudB catalysent effectivement la conversion de la choline en glycine bétaïne et que CudT était le transporteur responsable de l’assimilation de la choline chez S. xylosus (Rosenstein et al., 1999). Des études d’expression, par extension de primer sur l’ARN total de S. xylosus, ont montré que la choline était le principal facteur d’induction de l’opéron cudAB. Les essais sur l’expression des gènes cudC et cudT n’ont pas été concluants, puisque aucun transcrit n’a été détecté. Les auteurs ont supposé que ces deux gènes devaient être transcrits à un niveau très inférieur à celui des gènes cudAB (Rosenstein et al., 1999).
2-3. L’uréase
L’uréase (EC 3.5.1.5) catalyse l’hydrolyse de l’urée en ammoniaque et en carbamate. Cette enzyme est un facteur de virulence chez S. saprophyticus, pathogène opportuniste responsable d’infections urinaires. En effet, l’uréase permet l’alcalinisation de l’urine ce qui peut entraîner la formation de calculs rénaux. De plus, elle participe à la persistance et au pouvoir invasif de cette bactérie dans la vessie (Kuroda et al., 2005). Ce gène ainsi que les gènes codant une uréase chez S. aureus U500 et S. aureus Newman ont été isolés par criblage d’une banque d’ADN et clonés chez S. carnosus, une espèce connue pour ne pas avoir d’activité uréase. L’analyse de l’expression de l’uréase sur des milieux contenant différentes sources d’azote, chez les souches donneuses et les souches recombinantes, a révélé que l’activité de cette enzyme chez S. xylosus est très forte comparée à celles observées chez les deux souches de S. aureus et les souches S. carnosus recombinantes.
S. xylosus C2a produit son enzyme de façon constitutive, contrairement aux souches de S. aureus qui montrent une activité nickel dépendante.