Les déficits Les déficits
Les déficits constitutionnels en facteurs de coagulationconstitutionnels en facteurs de coagulationconstitutionnels en facteurs de coagulation constitutionnels en facteurs de coagulation A propos de 25 cas.
A propos de 25 cas.A propos de 25 cas. A propos de 25 cas. - - - - 70 70 70 -70 ---
Annexe I
Annexe IAnnexe I
Annexe I
Les conditions préanalytiques en hémostase
Les conditions préanalytiques en hémostaseLes conditions préanalytiques en hémostase
Les conditions préanalytiques en hémostase
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L'étude de l'hémostase au laboratoire a considérablement bénéficié des progrès
technologiques réalisés ces dernières années, notamment en matière d'automatisation.
D'excellents réactifs sont également à la disposition des biologistes, mais chacun sait qu'il ne
suffit pas d'avoir du bon matériel pour réaliser de bons tests.
La recherche de la qualité est devenue une exigence quotidienne dans les laboratoires. Or
en hémostase plus encore que dans les autres disciplines de la biologie, la qualité est
conditionnée par l'étape préanalytique. Celle-ci comprend la préparation du patient et les
conditions du prélèvement et de son transport. Dans les laboratoires d'analyses médicales, la
compétence technique doit être doublée d'une compétence médicale, le tout reposant sur un
système de qualité ISO 9000-9001 ou 9002. La qualité analytique repose donc également sur
celle des coffrets réactifs et la méthode choisie ; par ailleurs, il ne faut pas négliger les
éventuelles variations inter-lots de réactifs.
Les principales recommandations issues de la littérature sont rapportées ci-dessous.
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Le recueil de l'échantillonLe recueil de l'échantillon Le recueil de l'échantillonLe recueil de l'échantillon
1.1.Nature de l'anticoagulant
- L'anticoagulant de référence préconisé par le Groupe d’Étude Hémostase et
Thrombose (GEHT) et utilisé habituellement pour les examens d'hémostase est
le citrate de sodium.
- Dans certains cas, il est recommandé d'utiliser un anticoagulant bloquant à la
fois la coagulation et l'activation plaquettaire tel que le mélange CTAD (citrate,
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L'usage des tubes CTAD est recommandé pour la mesure des marqueurs d'activation
plaquettaire ; il est également préconisé pour le suivi des traitements par les héparines, surtout
lorsque le délai d'acheminement au laboratoire est supérieur à 2 heures.
- L'usage des tubes Stabilyte® (Biopool) est recommandé pour les dosages du tPA
activité et antigène et du PAI-1 activité et antigène. Ils peuvent en outre être
utilisés pour le dosage de l'homocystéine plasmatique.
1.2.Concentration de l'anticoagulant
Deux concentrations de citrate trisodique sont disponibles : 3,2 % (0,109 M) et 3,8 %
(0,129M).
Les recommandations du GEHT étaient d'utiliser le citrate à 3,8 %, largement répandu en
France. L'OMS a récemment recommandé d'utiliser le citrate à 3,2 %. Or, pour ce qui concerne la
mesure du temps de Quick chez les patients traités par anticoagulants oraux, l'utilisation de
tubes de prélèvements contenant du citrate à 3,8 % peut majorer l'INR d'environ 10 %. Il existe
donc encore aujourd'hui, une discussion autour de ce sujet. En fait, la recommandation d'utiliser
des tubes contenant du citrate à 3,2 % n'est pas appliquée en France.
1.3.Rapport volume anticoagulant/prélèvement
Le rapport anticoagulant/volume sanguin recommandé est de 1 pour 9 (volume à
volume). Ce rapport est contingent au bon remplissage des tubes. En outre, il est sous la
dépendance de l'hématocrite du patient. Un hématocrite élevé s'accompagne en effet d'un
rapport anticoagulant/volume de plasma plus élevé et inversement.
En pratique, le volume d'anticoagulant doit être adapté si l'hématocrite est très éloigné
des valeurs habituelles (< 35 % ou > 55 % Diverses formules et abaques permettent d'adapter le
volume d'anticoagulant (Mc Gann, Ingram, Koepke), mais ne sont utilisables que si les tubes sont
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1.4.Choix des tubes
L'utilisation de tubes en verre à paroi siliconée est recommandée. Les tubes en matière
plastique peuvent également être employés, s'ils ont fait l'objet d'études appropriées. L'usage
des tubes en polypropylène sera, dans ce cas, préféré à celui des tubes en polystyrène, mais
ceux-ci peuvent être acceptés en routine. D'autres tubes plus innovants, commercialisés par la
société EGA (Elaboration Générale d'Articles médicaux et de laboratoires) présentent l'avantage
d'avoir une double paroi, l'une intérieure, en verre siliconé, l'autre extérieure, en plastique (évite
que les tubes ne se cassent).
Les tubes sous vide de type Vacutainer® Greiner® ou autres sont largement utilisés dans
de nombreux laboratoires. Leur emploi pour les tests d'hémostase a été longuement discuté,
mais finalement recommandé en 1987 par l'European Concerted Action on Thrombosis (ECAT).
Enfin, l'usage du vide est en principe déconseillé pour l'étude des fonctions plaquettaires
(tests d'agrégation, marqueurs d'activation, glycoprotéines de membrane...). Il est dans ce cas
recommandé d'éviter l'usage d'un garrot trop serré ou de réaliser le prélèvement par écoulement
libre. Cette recommandation est en réalité rarement respectée et les artefacts inhérents à ce type
de prélèvement seraient en fait minimes à condition de respecter un délai court (< 2 heures)
pour la réalisation des différents tests.
1.5.Choix des aiguilles de prélèvement
Le GEHT recommande l'utilisation d'une aiguille de diamètre compris entre 0,7 mm (19
gauges) et 1 mm (22 gauges). Les aiguilles de type « butterfly », reliées à une tubulure peuvent
être employées, mais une activation plaquettaire est parfois observée si la tubulure est longue
(tubulures conçues pour effectuer des perfusions), notamment s'il s'agit de prélèvements
pédiatriques (augmentation du volume mort pouvant modifier le rapport anticoagulant/ sang
dans le tube).
1.6.Le prélèvement sanguin
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garrot peu serré, afin d'éviter une stase prolongée. La position couchée depuis environ 30 mn
est recommandée pour certaines analyses, telle que, par exemple, l'étude de la fibrinolyse. Mais
pour la plupart des examens de routine, la position assise convient. Le tabac, l'alcool, l'exercice
physique, la caféine peuvent modifier les résultats, en particulier pour ce qui concerne le dosage
du facteur Willebrand et l'étude de la fibrinolyse.
En général, le prélèvement pour les examens d'hémostase est réalisé entre 7 h et 11 h le
matin. Il est préférable d'éviter le café et le tabac dans l'heure qui précède le prélèvement ; un
petit déjeuner léger sans matières grasses est habituellement autorisé.
Enfin, il faut, pour certains paramètres, tenir compte des variations circadiennes et même
du jour du cycle chez la femme. C'est le cas par exemple du PAI-1 et de l'étude de la fibrinolyse
en général.
En cas d'exploration isolée de l'hémostase, il est préférable de rejeter les premiers
millilitres de sang pour éviter une contamination par la thromboplastine tissulaire. Si plusieurs
tubes sont prélevés, il est recommandé de prélever le tube d'hémostase en seconde position. Il
doit alors, dans la mesure du possible, être prélevé après un tube sec et non pas après un tube
contenant un anticoagulant puissant type EDTA ou héparinate de lithium, ni même un tube sec
contenant un gel. Dans tous les cas, il faut éviter de laisser le garrot serré longtemps, risquant
d'entraîner une hémoconcentration et/ou une augmentation de l'activité fibrinolytique. Les
tubes doivent être correctement remplis et agités immédiatement par une dizaine de
retournements lents et successifs. Il faut éviter de transvaser un tube dans un autre.
Selon les règles du Guide de Bonne Exécution des Analyses (GBEA), l'identification du
prélèvement doit être effectuée au moment du prélèvement et en présence du patient (ne pas
négliger l'éventualité de patients âgés, ou jeunes, malentendants et/ou étrangers).
Le matériel à prélèvement est éliminé dans des containers prévus spécialement à cet
effet. L'aiguille particulière doit être ôtée du système de prélèvement à l'aide d'un dispositif
approprié en évitant les procédures telles que la remise du capuchon.
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1.7.Précautions avant l'envoi du tube et transport au laboratoire
Il est parfaitement admis que les échantillons doivent être acheminés le plus rapidement
possible au laboratoire et traités dans les plus brefs délais. En ce qui concerne la mesure du TQ
et du TCA, les échantillons doivent être analysée dans les 4 heures suivant le prélèvement.
Compte tenu des contraintes de délai des examens d'hémostase, il est préférable de noter
l'heure du prélèvement sur le tube ou sur la feuille de demande d'examen.
Il est conseillé de transporter les tubes en position verticale. Il faut éviter toute agitation
intempestive pendant le transport, risquant d'activer la coagulation et/ou les plaquettes. De
plus, les tubes seront conservés bouchés (pour éviter la perte de C02) et à température
ambiante.
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Traitement des échantillonsTraitement des échantillons Traitement des échantillonsTraitement des échantillons
2.1.Mode de centrifugation
D'une façon générale, il est recommandé de centrifuger les prélèvements bouchés
pendant 10 à 15 min à 2 000-2 500 g. Une double centrifugation (même durée, même vitesse)
est toujours préférable pour l'obtention d'un plasma pauvre en plaquettes requis pour la
réalisation des principaux tests d'hémostase. Deux études ont toutefois montré qu'une
centrifugation à très grande vitesse (11000 g) pendant 2 min permettait également d'obtenir un
plasma pauvre en plaquettes et ne modifiait pas les résultats du TQ, du TCA, du taux de
fibrinogène, ni ceux de l'héparinémie, de l'antithrombine ou des D-dimères.