Réponses des macrophages au chitosane

Suite au recrutement des neutrophiles, des macrophages sont mobilisés aux tissus adjacents aux implants de chitosane (Azab et al., 2007; Hoemann & Fong, 2017; Hoemann, C. D. et al., 2010; Vasconcelos et al., 2013). La dégradation de l’implant de chitosane est en partie orchestrée par les neutrophiles et les macrophages (Hoemann & Fong, 2017). La dégradation graduelle du chitosane par les neutrophiles et macrophages modifie le tissu de granulation qui permet par la suite l’initiation de la régénération tissulaire (Hoemann & Fong, 2017). Plusieurs études ont évalué l’effet de particules de chitosane sur la libération de diverses cytokines chez les macrophages (Hoemann & Fong, 2017). Toutefois, les chitosanes utilisés dans chaque étude possédaient des propriétés structurales différentes (poids moléculaire entre 0.5 à 1000 kDa, DDA entre 51 et 96%) et ont été utilisés à différentes concentrations (entre 1 µg/mL jusqu’à 50 mg/mL). Encore même, dans certains cas, les propriétés des chitosanes utilisés ne sont pas mentionnées.

Dans des modèles de macrophages non activés (aucune préactivation avec des cytokines comme le LPS ou l’IFN-γ), il a été démontré que le chitosane peut stimuler la libération de différents types de cytokines (Almeida et al., 2014; Guzman-Morales et al., 2011; Oliveira, Santos, Oliveira, Torres, & Barbosa, 2012). Plusieurs études utilisant différents chitosanes (DDA entre 80 et 92%, Mn entre 30 et 325 kDa, chitosane sous forme de film ou microparticules) ont montré que le

chitosane stimule la libération de cytokine et chimiokines pro-inflammatoires comme l’IL-1β, TNF-α, CCL2/MCP-1, CCL3/MIP-1α, CCL4/MIP-1β et CCL5/RANTES. En revanche, le chitosane peut également induire des réponses anaboliques qui mènent ces cellules à sécréter plus de TGF-β, PDGF et IL-10 (Oliveira et al., 2012; Ueno et al., 2001). Il s’avère toutefois que l’induction de certaines cytokines dépend de la dose. Par exemple, l’augmentation d’IL-1β et CCL5/RANTES ont eu lieu uniquement lorsque de hautes concentrations de chitosane ont été utilisées (supérieures à 100 µg/mL) (Guzman-Morales et al., 2011).

Très peu d’études ont évalué la réponse des macrophages polarisés vers différents états d’activation au chitosane (Bueter et al., 2011; Bueter et al., 2014; Vasconcelos et al., 2013). Les macrophages M1 obtenus suite à une stimulation avec le GM-CSF, IFN-γ ou le LPS, sécrètent beaucoup plus d’IL-1β suite à une stimulation au chitosane (Bueter et al., 2014). Bueter et al. ont montré que la libération d’IL-1β par le chitosane nécessitait une précédente activation par le LPS (Bueter et al., 2011). Ces résultats suggèrent ainsi que l’Inflammasome, le complexe impliqué dans la production d’IL-1β, est nécessaire pour la stimulation de la sécrétion du IL-1β par le chitosane (Bueter et al., 2011; Bueter et al., 2014). D’autres études ont montré dans des lignées cellulaires RAW264.7 (macrophages murins) que le chitosane pouvait augmenter ou supprimer la libération de l’IL-1β, TNF-α et de NO chez les macrophages préalablement activés au LPS, IFN-γ ou LPS avec IFN-γ (Feng, Zhao, & Yu, 2004; Han, Zhao, Yu, Feng, & Yu, 2005; Hwang, Chen, Chen, & Chen, 2000; Yoon, Moon, Park, Im, & Kim, 2007). Ensemble, ces données suggèrent que la réponse des macrophages au chitosane dépend fortement de l’état d’activation des macrophages au moment de la stimulation.

2.8.3.1 Influence des propriétés du chitosane sur l’activation des macrophages

Il existe très peu d’études ayant évalué l’impact de varier différentes propriétés du chitosane sur le comportement des macrophages (Gorzelanny, Poppelmann, Pappelbaum, Moerschbacher, & Schneider, 2010; Gudmundsdottir, Lieder, Sigurjonsson, & Petersen, 2015; Porporatto, Bianco, Riera, & Correa, 2003; Vasconcelos et al., 2013). Vasconcelos et al. ont montré in vivo qu’en fonction du DDA, des échafaudages de chitosane implantés in vivo induisent le recrutement de différents types de macrophages : les chitosanes partiellement acétylés (85% DDA) recrutent plus de macrophages présentant un phénotype M1 tandis que les chitosanes fortement déacétylés (95% DDA) recrutent plus de macrophages M2 (Vasconcelos et al., 2013). Toutefois, cette étude évalue uniquement le recrutement des macrophages à court terme (1 ou 4 jours post-implantation) pendant que l’implant de chitosane est encore présent (Vasconcelos et al., 2013) et n’évalue pas à long terme le phénotype macrophagique.

Il a été suggéré que le chitosane, à bas poids moléculaire, est relativement inerte et demeure incapable d’activer les macrophages. Gudmunsdottir, Gorzelanny et collègues respectifs ont montré que les oligomères de chitosanes dont le degré de polymérisation est inférieur à 6 sont incapables de stimuler la libération d’IL-1β et TNF-α chez des macrophages humains (Gorzelanny

et al., 2010; Gudmundsdottir et al., 2015). Ces observations sont en contradiction avec d’autres études suggérant que des oligomères de chitosanes peuvent stimuler l’expression de TNF-α et IL- 1β chez des macrophages murins (Feng et al., 2004; Han et al., 2005).

Ensemble, ces études indiquent qu’il demeure difficile de prédire le comportement des macrophages à un chitosane ayant des propriétés bien distinctes. La majorité de ces études ont évalué l’impact de varier un seul paramètre du chitosane (DDA ou poids moléculaire) sur le comportement des macrophages. Également, les préparations de chitosane utilisées dans certains cas n’ont pas été complètement caractérisées pour le DDA, le poids moléculaire, et la présence d’impureté. Le tableau 2.1 résume le corps des études ayant évalué la réponse des macrophages au chitosane.

Tableau 2.1 : Propriétés des chitosanes rapportées sur des études évaluant la réponse des macrophages au chitosane (tableau adapté de Hoemann et Fong 2017).

Premier auteur Année

Poids moléculaire DDA Formulation du chitosane Concentration utilisée Nishimura

1984

Oligomères DP-6 >85% Oligomères

Concentration non spécifiée Otterlei

1994

2.5-50 kDa 79% Microparticules et oligomères 100-1000 µg/mL Peluso 1995 300 kDa 85% Particules 10-8 M Bianco 2000 0.5-15 kDa >85% Particules 300-900 µg/mL Hwang 2000

150 kDa >95% Particules et film 0.32-200 µg/mL Jeong

2000

300 kDa - Chitosane soluble

1 µg/mL Ueno 2001 50 kDa >80% Particules 5-50 µg/mL Chou 2003 50, 100, 300 kDa >90% Particules 2.5-62.5 µg/mL Porporatto 2003 50 et 1000 kDa 75-85% Particules 500-1000 µg/mL Feng 2004 Oligomères DP-6 >85% Oligomères 20-80 µg/mL Mori 2004 0.4-20 kDa - - 50 mg Han 2005 1 kDa >85% Oligomères

Concentration non spécifiée Yoon

2007

<10 kDa 90-95% -

Tableau 2.1: Propriétés des chitosanes rapportées sur des études évaluant la réponse des macrophages au chitosane (tableau adapté de Hoemann et Fong 2017) (suite).

Auteur Année

Poids moléculaire DDA Formulation du chitosane Concentration utilisée Gorzelanny

2010

500 kDa 40-90% Chitosane dégradé enzymatiquement 1 µg/mL Bueter 2011 - 76.7% Particules 1 µg-1000 µg/mL Guzman-Morales 2011 40 kDa 80-81.9% Microparticules 5-500 µg/mL Oliveira 2012 324 kDa 88-89% Film - Almeida 2014 324 kDa 88-89% Échafaudage 3D - Bueter 2014 - 60-92% Particules 100 µg/mL Gudmunsdottir 2015 Oligomères, 5 kDa et haut Mn - Particules et oligomères 20-120 µg/mL