L’activité du microprocesseur peut être modulée par plusieurs facteurs. En effet, il a été montré que des facteurs (environ 20 protéines différentes) (Gregory et al., 2004) peuvent s’associer à DROSHA/DGCR8 et réguler positivement ou négativement la maturation des pri- miARN selon la combinaison des complexes protéiques formés (Figure 5).
Ainsi, les ARN hélicases p68 et p72 (aussi appelées, respectivement DDX5 et DDX17, DEAD-box) co-précipitent avec DROSHA et ont été montrées comme importantes dans le processus de sélection et de maturation de certains pri-miARNs spécifiques (Fukuda et al., 2007)3. Ces deux hélicase p68 et p72 peuvent aussi fonctionner comme des intermédiaires pour l’association d’autres protéines régulatrices du microprocesseur telles que les protéines p53 et SMAD (Finnegan and Pasquinelli, 2013). La protéine p53 est à la fois un facteur de transcription mais aussi une protéine majeure dans le processus de suppression de tumeur induite en réponse à un dommage à l’ADN (Suzuki et al., 2009). Afin de contrecarrer le stress que subit la cellule, p53 peut aussi agir sur l’expression des miARN au niveau transcriptionnel mais aussi au niveau post-transcriptionnel en se liant au microprocesseur afin de favoriser la maturation de certains miARN tels que miR-16-1, miR-143 et miR-145 (Corney et al., 2007; Suzuki et al., 2009).
Les protéines SMAD, faisant partie de la cascade de signalisation du TGF- (Transforming Growth Factor ), peuvent aussi réguler la biogenèse des miARN de manière dépendante de p68. Ces protéines se lient grâce à des éléments de liaison à l’ARN (R-SBE, RNA Smad-Binding Element) aux tiges de certains pri-miARN régulés par la voie du TGF- . Ceci permet donc le recrutement du microprocesseur, y compris p68, vers certains pri-miARN pour favoriser spécifiquement leur maturation (Davis et al., 2008, 2010).
La régulation de la biogenèse des miARN a été aussi considérée comme étant une voie supplémentaire de lutte contre la cancérisation de la cellule. En effet, BRCA1 (BReast Cancer 1 protein), connue comme facteur suppresseur de tumeur, promouvoit la biogenèse des miARN en s’associant avec le complexe microprocesseur. Parmi les miARN induits par cette voie nous pouvons citer let-7, miR-16, miR-145 et miR34a (Kawai and Amano, 2012) qui ont été donc considérés comme étant des miARN suppresseurs de tumeurs. Ces données ont montré que BRCA1 régule la biogenèse des miARN en formant un large complexe avec Smadγ/p5γ/p68/DHX9 pour favoriser positivement l’activité de DROSHA/DGCR8 sur
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Cet article a été retiré du journal Nat. Cell Biol en β014 en raison d’une manipulation des figures, les éditeurs réclament tout de même la validité des résultats et des conclusions présentés par les auteurs de l’article (Fukuda et al., 2014).
23 certains miARNs renforçant ainsi les mécanismes de lutte de la cellule contre le stress (Kawai and Amano, 2012).
Un exemple particulier de protéines régulatrices associées au microprocesseur est celui de la protéine de liaison à l’ARN hnRNPA1 (heterogeneous nuclear RiboNucleoProtein A1). Sa particularité découle de son double rôle dans la régulation de la biogenèse à l’étape de pri- miARN. HnRNPA1 se lie directement et spécifiquement au pri-miARN membre de la famille miR-17-92, à savoir le miR-18a, afin d’induire une modification structurale de ce dernier qui favorise le clivage par DROSHA (Michlewski et al., 2008). Contrairement à l’activité de hnRNPA1 sur le miR-18a, il a été montré par le même groupe deux années plus tard que cette protéine peut aussi fixer le pri-let-7a-1. Cependant, son effet est opposé au précédent car elle entraîne le blocage du clivage par DROSHA médié par KSRP (KH-type Splicing Regulatory Protein) (Michlewski and Cáceres, 2010). En effet, la protéine de régulation de l’épissage KSRP se lie préférentiellement à une région riche en G au niveau de la boucle terminale de certains pri-miARN (tel que le pri-let-7a) et stabilise leur interaction avec le microprocesseur, particulièrement DROSHA (Trabucchi et al., 2009). De plus, suite au clivage par DROSHA, KSRP resterait liée à la boucle du pre-miARN afin de faciliter l’étape suivante du processus de biogenèse des miARN qui est effectuée dans le cytoplasme par la protéine DICER (Trabucchi et al., 2009). Notre équipe a montré qu’au cours de l’organogenèse, une boucle de régulation négative se crée entre let-7b/c et KSRP. Cette boucle de régulation va induire la maturation de let-7b/c qui en retour réprime KSRP en ciblant sa région γ’UTR. De manière générale, ce mécanisme servirait à contrôler la prolifération cellulaire en régulant la maturation de let-7 mais aussi à contrôler la différenciation cellulaire lors de l’organogenèse (Repetto et al., 2012).
Les dommages à l’ADN peuvent aussi affecter la maturation des pri-miARN toujours
via KSRP. La phosphorylation de KSRP par la kinase ATM (Ataxia-Telangiectasia Mutated),
facteur essentiel de la voie de réponse aux dommages à l’ADN, favorise son interaction avec les pri-miARN et par conséquent l’augmentation de son activité sur la maturation. Cette étude a révélé pour la première fois le lien qui existe entre les dommages à l’ADN et la voie de biogenèse des miARN (Zhang et al., 2011).
Comme KSRP, la protéine TDP-43 (Tar DNA-Binding Protein-43) intervient dans plusieurs étapes de maturation du miARN (par exemple : miR-132-3p et miR-212) (Magill et al., 2010). Tout d’abord dans le noyau, TDP-43 se lie à la fois à DROSHA et à la boucle d’une sous-population de pri-miARN. Ensuite dans le cytoplasme, TDP-43 reste liée aux pre-
24 miARN pour faciliter le clivage par DICER (étape suivante de la maturation des miARN) (Kawahara and Mieda-Sato, 2012).
Cette première étape de maturation des miARN est aussi sujette à une régulation négative à travers la liaison de facteurs au pri-miARN afin de prévenir le clivage par le microprocesseur (Figure 5). La protéine de liaison à l’ARN LIN-28 est un parfait exemple de ce blocage. LIN-28 se fixe au pri-let-7 afin de bloquer l’accès de DROSHA à son site de clivage (Newman et al., 2008). Il existe une boucle régulatrice entre let-7 et LIN-28 qui représente sa cible directe. L’expression de LIN-28 est restreinte aux phases précoces du développement. En effet, elle est importante pour le maintien de l’état indifférencié des cellules souches. Par ailleurs, let-7 est requis pour la différenciation cellulaire (Roush and Slack, 2008) et sa forme mature est indétectable dans les cellules souches à cause du blocage exercé par LIN-28. (Roush and Slack, 2008). Au cours de la différenciation des cellules, la diminution du niveau d’expression de la protéine LIN-28 entraîne la libération du pri-let-7 lié par KSRP pour finir son processus de maturation (Newman et al., 2008; Trabucchi et al., 2009, 2010). Chez les mammifères, il existe deux paralogues de LIN-28 : LIN-28A (aussi nommée LIN-28) et LIN-28B. La forme LIN-28B est nucléaire et se lie au pri-let-7 afin de le séquestrer dans le nucléole bloquant ainsi l’accès du microprocesseur au pri-let-7. Par contre, LIN-28A est essentiellement localisée dans le cytoplasme où elle inhibe la deuxième étape de maturation des miARN (Piskounova et al., 2011).
Il a été rapporté que le complexe nucléaire formé par NF90-NF45 (Nuclear Factor 90 ou 45) joue aussi un rôle inhibiteur sur la maturation du pri-miARN en pre-miARN. En se liant à la structure double brin du pri-miR-21, NF90 et NF45 inhibent in vitro son clivage en bloquant l’accès du microprocesseur. In vivo, ce complexe présente une meilleure affinité vis- à-vis du pri-let-7a que le pri-miR-21 (Sakamoto et al., 2009).
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IV-3-2- Modèles murins d'étude de la fonction de Dgcr8 et