Récepteurs AMPA

Les rAMPAs sont les acteurs majeurs de la transmission glutamatergique rapide dans le SNC (Attwell & Gibb, 2005 ; Traynelis et al., 2010). Perméables aux cations monovalents Na+ et K+ (avec des perméabilités comparables pour les deux cations), les rAMPAs ont un potentiel d’inversion proche de 0 mV, comme les autres iGluRs (Jahr & Stevens, 1987). La plupart des rAMPAs sont des hétérotétramères, formés par l’assemblage symétrique de deux dimères, qui associent généralement deux sous-unités GluA2 à deux sous-unités GluA1, GluA3 ou, plus rarement, GluA4 (Greger et al., 2007 ; Mayer, 2005).

Les quatre sous-unités GluA sont soumises à l’épissage et à l’édition de leur ARN (Dingledine et al., 1999 ; Greger et al., 2003 ; Penn & Greger, 2009). Il existe quatre modifications majeures : l’épissage alternatif nommé flip/flop et présent dans les quatre sous- unités, l’épissage alternatif en C-terminal qui concerne GluA2 et GluA4, l’édition Q/R uniquement dans la sous-unité GluA2, et l’édition R/G dans les sous-unités GluA2, GluA3 et GluA4 (Seeburg et al., 1998). Ces modifications post-traductionnelles augmentent considérablement la diversité fonctionnelle des rAMPAs. L’isomérisation entre les formes flip et flop est due à un segment variable de 38 acides-aminés (Sommer al., 1990) dont l’identité contrôle diverses caractéristiques biophysiques du récepteur. Les études portant sur la désensibilisation des rAMPAs (voir Introduction 2.2.8), ont montré que les récepteurs ayant incorporé le variant « flop » désensibilisaient plus rapidement que les récepteurs ayant le variant « flip » (Mosbacher et al., 1994). Les distributions spatiales et temporelles de l’expression de ces deux isoformes sont différentes (Lambolez et al., 1992 ; Monyer et al., 1991 ; Sommer et al., 1990). Un autre épissage alternatif, en C-terminal, se rencontre dans les sous-unités GluA2 et GluA4 (Gallo et al., 1992 ; Kohler et al., 1994) et donne lieu à des queues C-terminales de taille variable, les formes les plus longues présentant à leur extrémité des séquences de liaison à certains PDZ. Les protéines contenant ces domaines ont un rôle primordial dans l’ancrage des récepteurs à la densité post-synaptique, ce qui rend l’épissage critique pour le contrôle du trafic des rAMPAs à la synapse (Bredt & Nicoll, 2003).

45 Par ailleurs, l’ARN de la sous-unité GluA2 contient une glutamine, résidu neutre, qui peut être éditée en arginine, résidu chargé positivement. Le site Q/R (appelé Q/R/N car le résidu homologue, dans les rNMDAs, est une asparagine) occupe une position stratégique dans la lumière du canal ionique, d’où il contrôle notamment la sélectivité calcique : de par sa charge positive, l’arginine constitue une barrière électrostatique aux ions divalents Ca2+. Les récepteurs ayant incorporé la sous-unité GluA2 sont donc imperméables au calcium (Hume et al., 1991 ; Burnashuev et al., 1992b ; Hollmann et al., 1991). Etant donné que la majorité des rAMPAs chez l’adulte contient la sous-unité GluA2, à l’exception notable de ceux présents dans certains interneurones GABAergiques (Goldberg et al., 2003), les rAMPAs ne laissent généralement pas passer les ions calciques, et permettent donc de limiter l’excitotoxicité induite par un excès de Ca2+ (Hume et al., 1991 ; Greger al., 2003 ; Isaac et al., 2007). De plus, l’arginine induit aussi une gêne électrostatique pour les cations monovalents K+ et Na+, ce qui a pour effet de diminuer fortement la conductance unitaire. Un deuxième site d’édition, le site R/G concerne les sous-unités GluA2-4. Cette édition, qui a lieu au sein du domaine de liaison de l’agoniste, intervient dans environ 50 % des rAMPAs du cerveau humain. Cette édition influence les cinétiques d’activation et la dimérisation entre sous-unités (Greger et al., 2006 ; Lomeli et al., 1994 ; Seeburg, 1996).

Une fois le récepteur formé, les extrémités C-terminales des rAMPAs sont soumises à diverses modifications post-traductionnelles. On dénombre ainsi plusieurs sites de phosphorylation, par les protéines kinases PKA, PKC et la CaMKII (Blackstone et al., 1994 ; Tan et al., 1994), de glycosylation (Everts et al., 1997), de palmitoylation, d’ubiquitination, ainsi que des interactions avec les protéines d’échafaudage (Roche et al., 1996 ; Anggono & Huganir, 2012 ; Henley et al., 2011 ; Shepherd & Huganir, 2007). Ces modifications des domaines C-terminaux sont essentielles à la régulation de l’activité du récepteur, son transport à la membrane, sa stabilisation à la synapse et son activation.

Les rAMPAs sont concentrés majoritairement sur la membrane post-synaptique, au niveau des épines dendritiques (Craig et al., 1993). Selon les synapses, ils sont plutôt distribués de manière homogène sous le site de libération du glutamate (Masugi-Tokita et al., 2007), ou localisés à la périphérie de la synapse (Matsubara et al., 1996 ; Masugi-Tokita et al., 2007). On trouve également des rAMPAs extra-synaptiques (Nusser et al., 1998) et pré-

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synaptiques (Matsubara et al., 1996 ; Schenk et al., 2003). Les rAMPAs extra-synaptiques diffusent librement dans la membrane plasmique, mais perdent leur mobilité une fois à la synapse. Ils formeraient ainsi un « réservoir» de rAMPAs postsynaptiques (Borgdorff & Choquet, 2002) (Fig 2.5). En accord avec cette hypothèse, il a été montré que les rAMPAs post-synaptiques désensibilisés pouvaient être remplacés rapidement (en quelques dizaines de millisecondes) par des récepteurs extra-synaptiques (Heine et al., 2008). Ce mécanisme permet d’expliquer, en partie, comment la transmission glutamatergique peut être récupérée après une dépression synaptique rapide. Enfin, les rAMPAs pré-synaptiques jouent un rôle dans la modulation de la libération de neurotransmetteurs (Lee et al., 2002 ; Pinheiro & Mulle, 2008). Par exemple, aux synapses entre les cellules en panier et les cellules de Purkinje, les rAMPAs pré-synaptiques sont activés par le glutamate libéré par les fibres parallèles voisines (phénomène de « spill-over ») et diminuent la libération de GABA. Ces rAMPAs pré-synaptiques auraient en outre une action de type métabotropique, en activant des cascades intracellulaires indépendamment de tout flux ionique (Schenk & Matteoli, 2004).

Figure 2.5. Les récepteurs AMPA s’associent avec les protéines CNIH et TARP. Les TARPs sont impliqués dans l’expression surfacique et la localisation synaptique des rAMPAs. Les rAMPAs sont stabilisés à la synapse via des interactions entre les domaines PDZ de la protéine TARP (une fois phosphorylée) et de la protéine PSD-95. De Straub & Tomita., 2012

47 L’activité des rAMPAs est également modulée par des protéines intégrales de membrane, appelées protéines auxiliaires, avec lesquelles ils interagissent (Sumioka, 2013 ; Nicoll et al., 2006). Parmi ces protéines auxiliaires, les protéine TARPs (Transmembrane AMPA receptor Regulatory Proteins), dont la stargazine (aussi connue sous le nom de TARP γ2), sont les plus étudiées (Fig. 2.5). Des immunoprécipitations d’extraits de cerveaux ont montré que les TARPs interagissaient de façon robuste et exclusive avec les sous-unités de rAMPA (Fukata et al., 2005 ; Tomita et al., 2003 ; Tomita et al., 2004). La liaison de la protéine TARP change les propriétés cinétiques des rAMPAs. On observe par exemple une augmentation de l’affinité apparente pour le glutamate (Priel et al., 2005 ; Tomita et al., 2005), une augmentation du plateau à saturation et un ralentissement des cinétiques de désensibilisation et de désactivation (Priel et al., 2005 ; Tomita et al., 2005 ; Turetsky et al., 2005), qui s’accompagnent d’une augmentation de la conductance unitaire (Tomita et al., 2005). Des travaux récents, combinés à un criblage protéomique ont montré que vingt et une autres protéines, essentiellement transmembranaires, pouvaient lier les rAMPAs à la synapse formant ainsi des complexes macromoléculaires massifs (jusqu’à 1 million de Dalton ; Schwenk et al., 2012).