Figure 7. Schéma représentant les voies de régulation de la formation de biofilm chez B. cereus/B. thuringiensis.
L’expression de l’opéron tasA (sipW-‐tasA-‐calY) qui code pour les composantes protéiques de la matrice est activée par σ54 et réprimée par SinR. L’activation de ce dernier est antagonisée par SinI. La transcription de SinI est activée par le régulateur de sporulation Spo0A. De plus, Spo0A régule négativement le régulateur AbrB, ce qui entraîne l’activation de la formation de biofilm. Plusieurs systèmes de quorum sensing sont impliqués dans la formation de biofilm, le régulateur transcriptionnel PlcR active la transcription de NprR qui stimule la production de la kurstakin et favorise donc la formation de biofilm. Le récepteur « sensor » de la molécule de signalisation «AI-‐2» est encore inconnu, toutefois, AI-‐2 possède un effet inhibiteur sur la formation de biofilm (Majed et al. 2016).
2. Quorum sensing
La bioluminescence, la sporulation, la conjugaison, la compétence, la production d’antibiotiques, la formation des biofilms ainsi que la sécrétion des facteurs de virulence sont des mécanismes bactériens qui peuvent être régulés par des systèmes
de quorum sensing (QS) (Williams and Cámara 2009). Ces systèmes impliquent la production et la sécrétion de molécules de signalisation. Ils sont régis par la densité de la population bactérienne. Lorsque la densité de la population est faible, la concentration de molécules de signalisation dans l'environnement est au-‐dessous du seuil qui permet de déclencher une réponse. Cependant, à forte densité de population la concentration en molécules de signalisation atteint un seuil capable d’activer la transcription d'un ensemble de gènes impliqués dans le « quorum-‐sensing », incluant les gènes impliqués dans la production des molécules de signalisation elles-‐mêmes. Ceci permet la mise en place d’une boucle de rétroaction positive qui accroit la réponse cellulaire et le déclenchement d’une réponse coordonnée entre les cellules de la population en question (Rutherford and Bassler 2012).
Les systèmes de quorum sensing reposent sur des petites molécules de signalisation secrétées par les bactéries elles-‐mêmes appelées auto-‐inducteurs (AIs) ou phéromones. Les trois familles principales d'autoinducteurs sont les N-‐acyl homosérine (AI-‐1) chez les bactéries Gram négatives, les oligopeptides (AIPs) chez les bactéries Gram positives, et les composés à base de 4,5-‐dihydroxy-‐2,3-‐pentanedione (AI-‐2) chez les bactéries Gram positives et Gram négatives. Les systèmes de quorum sensing qui impliquent les AIPs sont classés en 2 systèmes, en fonction de l’emplacement de leur cible, à l’extérieur ou à l’intérieur de la bactérie (Figure 8). Les AIPs ayant une cible extracellulaire, sont reconnus par un système à deux composants qui comprend une histidine kinase senseur (sensor histidine kinase) et un régulateur associé (response regulator). L'histidine kinase activée par l'AIP phosphoryle le régulateur, qui à son tour régule la transcription de gènes spécifiques. En revanche, les AIPs ayant des cibles intracellulaires, seront internalisés dans la bactérie par une oligopeptide perméase.
Ensuite, ils vont se fixer sur un régulateur spécifique et altérer son activité (Slamti and
Lereclus 2002). Les membres d’une nouvelle famille de régulateurs appelées RNPP
(Declerck et al. 2007), parmi lesquels on trouve les Rap, NprR, PlcR et PrgX, font partie
de ce type de quorum sensing.
Les AIPs impliqués dans les deux systèmes présentent des caractéristiques similaires. Leurs gènes sont transcrits puis traduits en pro-‐AIPs, secrétés activement puis hydrolysés en leur forme active par des protéases extracellulaires.
Figure 8. Schéma représentant les deux types de système du quorum sensing impliquant les AIPs chez les bactéries Gram positives.
La transcription et la synthèse des AIPs sont des étapes communes aux deux systèmes. Le schéma A : représente les mécanismes d’action extracellulaire des AIPs et le schéma B : représente les mécanismes d’action intracellulaire des AIPs (Rutherford and Bassler 2012).
Les biofilms sont des systèmes complexes ayant une densité cellulaire très élevée allant de 108 à 1011 cellules par g de poids humide (Morgan-‐Sagastume et al. 2008). Théoriquement, cette densité cellulaire élevée favorise l’accumulation des autoinducteurs (AIs) et par la suite l’activation des systèmes de quorum sensing.
Plusieurs études ont souligné l’implication des systèmes de quorum sensing dans la
formation des biofilms. Chez Staphylococcus epidermidis, les polysaccharides PIA
(Polysaccharides intercellular adhesion PIA) sont régulés négativement par le système
QS de type LuxS/AI-‐2, et la délétion de luxS favorise la formation du biofilm et induit
une augmentation de la virulence chez le rat (Xu et al. 2006). Chez V. cholerae, AI-‐2
inhibe les gènes impliqués dans la production des exopolysaccharides (Hammer and
Bassler 2003) (Figure 9). Alors que, chez B. subtilis, le système ComP/ComX (où ComX
est le peptide messager) régule positivement la production d’un lipopeptide sécrété : la surfactine. Ce dernier agit en formant des pores dans la membrane cellulaire, qui provoque une fuite de potassium. Cette fuite active la kinase membranaire KinC (Figure 11), ce qui conduit à la phosphorylation du régulateur transcriptionnel Spo0A et à la
transcription de l'opéron epsA-‐O (Lopez et al. 2009a, López et al. 2009). Chez S. aureus
et S. epidermidis, la délétion des gènes impliqués dans le système de QS de type Agr
génère une surproduction du biofilm (Vuong et al. 2000, Vuong et al. 2003). Le système Agr régule positivement la production des protéases qui réduit l’extension du biofilm en dégradant la composante protéique de la matrice (Lauderdale et al. 2009), entrainant la dispersion du biofilm (Boles and Horswill 2008). Le système LuxS/AI-‐2 présent
également chez S. epidermidis, contrôle l’expression des gènes codant pour les
exopolysaccharides de la matrice (Li et al. 2008). P. aeruginosa possède également deux
systèmes de quorum sensing pour la formation de son biofilm, lasR-‐lasI et rhlIR-‐rhII
(Davies and Geesey 1995).
Figure 9. Schéma représentant le système de quorum sensing chez V. cholerae.
Trois circuits de quorum sensing convergent pour contrôler la formation du biofilm, la virulence et la production des protéases (Hammer and Bassler 2003).
Les protéines de la famille RNPP sont aussi présentes chez B. cereus. A l’exception de la protéine Rap, ces régulateurs RNPP sont des facteurs de transcription qui régulent directement l'expression de gènes. PlcR est caractérisé comme le principal régulateur contrôlant l’expression de la plupart des facteurs de virulence chromosomiques chez B. cereus /B. thuringiensis (Gohar et al. 2008). Le régulateur NprR contrôle les propriétés nécrotrophiques permettant aux bactéries de survivre dans l'hôte infecté. Les protéines Rap affectent négativement la sporulation par leur interaction avec une protéine impliquée dans l'activation de Spo0A et régule ainsi la persistance de B. thuringiensis dans le cadavre de l’insecte (Slamti et al. 2014). En outre, plusieurs études ont montré l’implication de plusieurs systèmes de quorum sensing dans la formation des biofilms chez B. cereus, notamment, le régulateur transcriptionnel PlcR et son peptide signal PapR (Hsueh et al. 2006), le système LuxS /AI-‐2 (Auger et al. 2006) ainsi que Spo0A
(Fagerlund et al. 2014). La délétion de PlcR augmente d’un facteur de quatres la quantité de biofilm obtenue en microplaques en polystyrène chez B. cereus ATCC14579 (Hsueh et al. 2006). Cependant, PlcR devrait théoriquement promouvoir la formation des biofilms. La transcription de NprR est en effet positivement régulée par PlcR (Dubois et al. 2013), et NprR active la production de la kurstakine, qui elle-‐même favorise la formation des biofilms (Gelis-‐Jeanvoine et al. 2016). Le résultat obtenu dans la souche ATCC14579 pourrait s'expliquer par l'interruption, dans cette souche, de NprR par un transposon. Enfin, l’autoinducteur AI-‐2 inhibe la formation des biofilms chez B. cereus (Auger et al. 2006) à l’inverse de ce qui est observé chez B. subtlis, où AI-‐2 stimule la formation du biofilm (Duanis-‐Assaf et al. 2016).