a. Chez B. subtilis
La transition planctonique/biofilm est régie en grande partie par le régulateur transcriptionnel Spo0A qui contrôle l’expression de plus de 100 gènes, y compris ceux qui sont impliqués dans la formation du biofilm et dans la sporulation (Fujita, Gonzalez-‐Pastor and Losick 2005, Molle et al. 2003, Hamon and Lazazzera 2001). Une cascade de phosphorylation (ou phosphorelais) aboutit à la phosphorylation du résidu aspartate de Spo0A et conduit ainsi à son activation. La concentration de Spo0A phosphorylé (Spo0A~P) dans une bactérie détermine le profil de transcription de cette bactérie et par la suite son état physiologique. Une concentration faible de Spo0A~P permet la transition vers la formation du biofilm tandis qu’une concentration plus élevée provoque la rentrée en sporulation (Fujita et al. 2005). L’activation de Spo0A est déterminée par l’activité des kinases (KinA, KinB, KinC, KinD et KinE) qui dépendent des signaux environnementaux et déclenchent la série de phosphorylations. Spo0A-‐P contrôle la formation du biofilm en inhibant SinR qui réprime la transcription des loci
epsA-‐O et tapA-‐sipW-‐tasA (Chu et al. 2008). L’inhibition de SinR est réalisée par l’intermédiaire d’une protéine antagoniste, SinI, dont la transcription est sous le contrôle positif de Spo0A. SinI, en formant un complexe avec SinR, empêche la fixation de celui-‐ci sur son ADN-‐cible sous la forme de tétramère (Lewis et al. 1996). SinR
réprime également le régulateur SlrR (Figure 6) (Kearns et al. 2005, Chu et al. 2006, Chu
et al. 2008). Spo0A~P réprime aussi AbrB, l’un des répresseur de la formation du biofilm (Hamon et al. 2004), qui agit de la même manière que SinR (Kearns et al. 2005, Hamon et al. 2004, Chu et al. 2008, Chu et al. 2006). De plus, AbrB inhibe l’expression d’une protéine de la matrice BlsA (Verhamme, Murray and Stanley-‐Wall 2009) et des protéines régulatrices SlrR (Chu et al. 2008) et Abh (Strauch et al. 2007). SlrR est indispensable pour la formation du biofilm. Elle forme le complexe protéique SinR-‐SlrR
empêche aussi l’action de SinR sur le promoteur de slrR. En plus, le complexe SlrR-‐SinR réprime également les gènes impliqués dans la division cellulaire et dans la mobilité des
bactéries (hag, lytABC et lytF), favorisant ainsi la formation du biofilm (Chai et al. 2010b,
Chai, Kolter and Losick 2010a). Une autre voie de régulation implique YwcC et SlrA (Figure 6). SlrA est un paralogue de SinI, et donc fonctionne comme un répresseur de
SinR (Chai, Kolter and Losick 2009). Le gène slrA est réprimé par ywcC, un répresseur
transcriptionel de type TetR (Chai et al. 2009, Kobayashi 2008). Lorsque YwcC reçoit un
signal jusqu’à présent non caractérisé, slrA est réprimé (Chai et al. 2009). Cependant,
contrairement à SinI, slrA est exprimé dans presque toutes les cellules, ce qui stimule la
production de la matrice par la totalité de la population. En plus, la transcription de slrR
est indirectement activée par la protéine régulatrice Abh dont La transcription est contrôlée par plusieurs facteurs σ, y compris σM, σW et σX. La protéine Veg, nouvellement identifiée, est hautement transcrite en phase exponentielle et en sporulation, favorisant ainsi la production de la matrice par l’inhibition de l’activité de SinR ce qui favorise le développement du biofilm, à travers des voies indépendantes du SinI, SlrA et SlrR (Lei et al. 2013).
Figure 6. Schéma représentant les voies de régulation de la formation du biofilm chez B. subtilis.
Plusieurs réseaux sont impliqués dans la régulation de la formation du biofilm. Ils sont détaillés dans le paragraphe ci-‐dessus (Vlamakis et al. 2013)
b. Chez B. cereus
Nous nous sommes intéressés plus particulièrement à la formation du
biofilm chez B. cereus et B. thuringiensis, ces deux espèces constituant en effet notre
modèle d’étude. Il existe, cependant, peu d’informations disponibles sur la régulation de
la formation des biofilms chez B. cereus en comparaison avec B. subtilis. Cette régulation
possède des similitudes avec celle de B. subtilis, notamment, chez B. cereus, SinI active la
formation des biofilms (Figure 7) et inhibe la mobilité cellulaire (Fagerlund et al. 2014),
contrairement à SinR (Fagerlund et al. 2014). Par conséquent, les deux protéines
antagonistes SinI/SinR agissent éventuellement comme un « switch on/off » entre la
formation du biofilm et la mobilité chez B. cereus, pareil à ce qui a été déjà décrit chez B.
subtilis entre la formation du biofilm et le « swarming » (Kearns et al. 2005). Enfin, chez
B. thuringiensis comme chez B subtilis, Spo0A stimule et AbrB réprime de la formation des biofilms (Fagerlund et al. 2014, Hamon and Lazazzera 2001).
Néanmoins, des différences existent entre les deux espèces. Ainsi, SinR régule le locus
epsA-‐O chez B. subtilis mais n'a aucun effet sur le locus eps de B. thuringiensis. De même,
le groupe cereus ne possède pas d'orthologue de SlrR (Pflughoeft, Sumby and Koehler
2011). Enfin, le régulon SinR de B. thuringiensis comprend des éléments absents dans
celui de B. subtilis. Les enterotoxines Hbl sont en effet contrôlées par SinR chez B.
thuringiensis, de même que la kurstakine, un surfactant lipopeptidique, alors que la
surfactine, un lipopeptide de B. subtilis n’est pas dans le régulon SinR de cette espèce. La
kusrtakine est également incluse dans le régulon nécrotrophe NprR, requis pour la
survie de B. thuringiensis dans le cadavre de l’insecte (Dubois et al. 2012).
Chez B. thuringiensis, il existe ainsi un lien entre la formation du biofilm, la virulence et
le necrotrophisme. PlcR favorise la transciption de NprR (Dubois et al. 2013), qui à son tour, active la transcription de la kurstakine dont le rôle dans la formation des biofilm
chez B. thuringiensis a été démontré récemment (Dubois et al. 2012, Gelis-‐Jeanvoine et
al. 2016). De plus, le régulateur pléiotrope codY régule positivement l’activité de PlcR en
phase stationnaire, en stimulant la production d’un transporteur requis pour l’import de PapR (Slamti et al. 2015), et réprime la transcription de NprR en phase exponentielle (Figure 7). Des études ont montré que CodY réprime la formation de biofilm chez la
souche B. cereus ATCC14579 (Lindback et al. 2012) mais favorise la formation de biofilm
transcriptionnels Sigma peuvent contrôler plusieurs mécanismes liés à la formation des biofilms. Par exemple, Sigma 54 régule négativement l'expression de SinR et favorise la
transcription des gènes impliqués dans la biosynthèse des polysaccharides du locus eps
de B. cereus et des facteurs de virulence ainsi que de ceux impliqués dans la production
des flagellines chez B. cereus (Hayrapetyan et al. 2015).
Figure 7. Schéma représentant les voies de régulation de la formation de biofilm chez B. cereus/B. thuringiensis.
L’expression de l’opéron tasA (sipW-‐tasA-‐calY) qui code pour les composantes protéiques de la matrice est activée par σ54 et réprimée par SinR. L’activation de ce dernier est antagonisée par SinI. La transcription de SinI est activée par le régulateur de sporulation Spo0A. De plus, Spo0A régule négativement le régulateur AbrB, ce qui entraîne l’activation de la formation de biofilm. Plusieurs systèmes de quorum sensing sont impliqués dans la formation de biofilm, le régulateur transcriptionnel PlcR active la transcription de NprR qui stimule la production de la kurstakin et favorise donc la formation de biofilm. Le récepteur « sensor » de la molécule de signalisation «AI-‐2» est encore inconnu, toutefois, AI-‐2 possède un effet inhibiteur sur la formation de biofilm (Majed et al. 2016).