Cette procédure a été optimisée avec des prélèvements de parois vaginales et a été ensuite mise en œuvre également pour les coupes histologiques de cols utérins. Si la plupart des étapes de cette préparation relèvent de protocoles standard de l’anatomo- pathologie, la coloration au rouge Picrosirius nous a conduits à en modifier certaines et à mener une étude systématique de l’influence du temps de coloration et de l’épaisseur des échantillons sur la réponse polarimétrique. Nous reviendrons sur cette étude à la fin de cette section et décrivons maintenant le reste de la procédure.
4.3.1
Matériel et protocole.
Nous avons prélevé cinq fragments de vagin chez cinq patientes opérées d’une cure de prolapsus ou d’une hystérectomie pour motif fonctionnel après avoir obtenu leur accord. Ces fragments concernent la face antérieure du vagin, sur la ligne médiane allant du col jusqu’ à 2 centimètres plus en proximal. Un fil est positionné sur la partie proche du col utérin. Ces fragments mesurent 2 cm de long sur 0,5 cm de large, prenant toute l’épaisseur du vagin, de l’épithélium à l’adventice.
Figure 4.15 – Fragment vaginal en vue de dessus (à gauche) et de profil (à droite).
Le protocole décrit sera le même pour les fragments étudiés ultérieurement.
L’épithélium est marqué par un colorant noir afin de mieux l’identifier au micro- scope.
Les fragments de vagin sont plongés dans un fixateur : du formol à 10%. Après 24 heures de fixation, l’examen macroscopique est réalisé par le médecin anatomo- pathologiste. Une tranche est réalisée dans l’axe longitudinal, nommée H et une autre dans l’axe perpendiculaire, nommée T. Chaque tranche est individualisée dans une « cassette » avec la dénomination H ou T précédée du numéro de la patiente concernée et fixée de nouveau dans du formol.
L’étape suivante, la fixation, se déroule grâce à un automate la nuit. Elle comporte plusieurs étapes : 1 bain de formol, 6 bains de déshydratation d’alcool absolu, 3 bains de xylène (étape dite « de clarification »), 4 bains de paraffine (étape dite « d’imprégnation »). Ces étapes se pratiquent sous « vide - pression » et à chaud. Le lendemain matin, les fragments sont inclus dans de la paraffine à 56° qui est ensuite refroidie, ce qui permet d’obtenir les « blocs ».
4.3. PRÉPARATION DES ÉCHANTILLONS 71
Figure 4.16 – Préparation à l’inclusion en paraffine : coloration de l’épithélium (à gauche) et tranches H et T (à droite).
Figure 4.17 – Bloc de paraffine comprenant la tranche vaginale (à gauche) et tranche vaginale dans le bloc (à droite).
A partir de ces blocs, des coupes de paraffine sont effectuées au microtome (avec des lames de rasoir jetables), aux trois épaisseurs que nous souhaitions comparer, de 5 à 15 microns. Elles sont ensuite déposées sur des lames de verre et enfin séchées à l’étuve à 56° pour que les coupes adhérent bien au verre et ne risquent pas de se décoller.
Afin de permettre la coloration hydrosoluble, il faut ré hydrater des lames. Pour cela un déparaffinage est d’abord effectué en plongeant les lames dans 3 bacs de xylène, puis la réhydratation proprement dite en passant les lames dans 3 bacs d’alcool absolu puis 1 bac d’alcool à 80° et enfin un rinçage à l’eau courante.
L’étape suivante est la coloration. Elle est effectuée manuellement, contrairement aux habitudes des laboratoires qui automatisent cette étape afin de limiter le risque de toxicité pour les techniciens, puisque le rouge Picrosirius n’est pas prévu pour l’auto- mate.
Chaque type de section du prélèvement vaginal : H et T a bénéficié des mêmes analyses. Nous avons analysé au total 112 lames histologiques de vagin.
72 CHAPITRE 4. MATÉRIEL ET MÉTHODES
Figure 4.18 – Coupe au microtome.
Figure 4.19 – Coloration de tranches vaginales au rouge picrosirius (à gauche) et aspect final d’une lame avec lamelle (à droite).
4.3. PRÉPARATION DES ÉCHANTILLONS 73
lame et lamelle. Cette étape aussi contrevient au protocole habituel qui utilise un film appliqué par un automate entre la lame et le tissu préparé. Mais ce film aurait intro- duit une biréfringence propre. Nous avons donc demandé que chaque prélèvement soit recouvert manuellement d’une lamelle de verre.
4.3.2
Temps de coloration et épaisseur des échantillons.
Cette étude a été menée pour les raisons suivantes :
• La coloration au rouge Picrosirius étant de manipulation difficile et toxique, notre
objectif a été de déterminer le temps de coloration le plus bref fournissant une réponse polarimétrique satisfaisante. Nous avons finalement opté pour les durées de coloration suivantes : 5, 10, 15, 30 et 60 minutes en sachant que le temps décrit comme optimal dans la littérature est d’une heure [116].
• nous avions la possibilité de comparer nos images d’azimut des fibres avec celles
fournies par la microscopie de génération de second harmonique, ou SHG, qui est la technique de référence dans ce domaine. Les possibilités de la microsco- pie par SHG sont exploitées au mieux avec des échantillons d’une épaisseur de l’ordre de 15 µm, donc nettement supérieure aux 5 µm des coupes histologiques standard. Nous avons donc étudié la réponse polarimétrique d’échantillons de 5, 10 et 15 µm. Ces épaisseurs sont difficiles à réaliser avec un microtome standard, et constituent donc une difficulté supplémentaire, avec la coloration au rouge Pi- crosirius, qui a été prise en charge dans le service d’anatomopathologie du CHU de Bicêtre.
Nous avons donc étudié les variations du retard scalaire moyenné sur le champ de vue du 20X, soit 480 µm, en fonction de la durée de coloration et de l’épaisseur, sur les échantillons de parois vaginales, qui sont beaucoup plus homogènes que les coupes de tissu cervical et ne comportent pas de cryptes et autres inhomogénéités à "grande échelle" susceptibles de fausser les valeurs moyennes du retard scalaire.
Temps de coloration. Nous avons d’abord étudié des lames non colorées, qui se sont
révélées inexploitables, le retard y étant trop faible, avec une moyenne de 2°, même pour l’épaisseur maximale de 15 µm. Les images d’azimut des fibres ne comportent pratiquement que du bruit analogue à celui observé dans les cryptes du tissu cervical (figure 4.13).
L’effet du temps de coloration, de 5 à 60 minutes, a été étudié sur des lames H et T de 15 µm d’épaisseur issues de trois patientes différentes. La figure 4.20 montre des histogrammes du retard obtenus pour des temps de coloration de 0, 5 et 15 minutes.
Les résultats sont résumés sur la table 4.1. Il s’avère qu’un retard suffisant pour la mesure de l’angle azimutal est obtenu déjà pour 5 minutes et que ce retard augmente de moins d’un facteur 2 à 15 minutes et très peu au-delà.
74 CHAPITRE 4. MATÉRIEL ET MÉTHODES
Figure 4.20 – Histogrammes du retard obtenus sur des lames de 15 µm d’épaisseur, sans coloration (à
gauche), à 5 minutes (au centre) et 15 minutes (à droite).
temps(min) 5 10 15 30 60 1H - - 10.9 17 15.8 1T - - 8 7.9 10.6 2H- - 11.3 11.9 12.5 2T- - 14.4 11.7 14.1 3H 6.9 6 8.5 - - 3T 5.6 7.1 6.3 - -
Table 4.1 – Valeurs moyennes du retard en degrés pour des temps de coloration de 5, 10, 15, 30 et 60 minutes et dix-huit lames (coupes H et T) issues de trois patientes différentes.
Epaisseur. Cette étude a été menée sur quatre coupes issues des patientes 1 et 2, pour
un temps de coloration constant de 15 minutes, soit douze lames. Les résultats figurent sur la table 4.2. Dans la gamme considérée, l’épaisseur ne semble pas jouer un rôle im- portant, peut-être en raison du fait que les orientations des fibres peuvent varier de façon significative sur des distances de quelques micromètres, ce qui empêche "l’ac- cumulation" du retard sur l’épaisseur qu’on observerait pour des fibres d’orientation constante. Par ailleurs, il ne faut pas sous-estimer le "bruit" lié au fait que chaque coupe est différente des autres, avec des variations de l’angle polaire β, auquel on n’a pas ac- cès, qui peuvent sans doute être importantes.
Epaisseur(µm) 5 10 15
1H 9.5 13 10.9
1T 8.4 13.9 8
2H 20.7 10.9 11.3
2T 9.7 11.3 14.5
Table 4.2 – Analogue à la Table 4.1, pour un temps de coloration constant de 15 minutes et trois épaisseurs (5, 10 et 15 µm).