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Comme nous venons de le voir, les aspects structuraux de lamolécule d’ADN

tels que les conformations des constituants moléculaires ou bien encore les angles de rotation, interviennent dans la conformation de la chaîne. L’existence de ces modulations structurales induit une augmentation des conformations accessibles et donc des degrés de libertés géométriques du système. Tout ceci confère une certaine flexibilité structurale à la molécule d’ADN. De plus, même après la prise en compte des contraintes induites par les corrélations conformationnelles entre ces constituants, la flexibilité structurale reste notable. Cela nous amène à considérer la double hélice d’ADN comme une structure qui ne possède pas un caractère totalement statique, dans l’espace et le temps. La molécule d’ADN est donc indissociable des notions de flexibilitéet derigidité.

Afin de caractériser les propriétés conformationnelles de la molécule d’ADN, nous utilisons des outils adaptés de physique statistique qui nous permettent de définir le polymère ADN. Il existe différents degrés de complexité de la chaîne. Une marche aléatoire idéale permet de décrire simplement une chaîne parfaite-ment flexible. Pour rendre compte de corrélations des positions de la chaîne sur des distances intermédiaires, de l’ordre de la longueur de persistance, nous utili-serons le modèle du polymère semi-flexible. L’utilisation de ces modèles permet de rendre compte de la courbure existant tout le long de la chaîne. Cette dernière est ainsi essentiellement caractérisée par ses propriétés physiques de flexibilitéet derigiditéqui sont incluses dans la grandeurLp.

La molécule d’ADN n’est jamais isolée. L’existence des différentes formes de double hélice est directement corrélée à l’environnement direct de l’ADN. In vivo, les molécules du solvant interagissent avec l’ADN et modifient ses proprié-tés physiques. Les modèles de polymère décrivant l’ADN sont intrinsèquement dépendants despropriétés globalestelles que la flexibilité et la rigidité de l’ADN. Il semble donc facile de modifier et/ou d’implémenter ces modèles de physique statistique afin de rendre compte des variations de ces paramètres du fait de contraintes globales appliquées à la chaîne.

Unecontrainte globale, telle qu’une variation de la concentration en sel du solvant, influe sur la conformation et les propriétés physiques de l’ADN. Quel impact peut avoir un variation du milieu sur les propriétés physiques, méca-niques et même structurales de l’ADN ? Avons-nous les clés pour décrire et caractériser ce type de phénomène sur un modèle de polymère ?

52 Conclusion de la partie

La structure de la molécule d’ADN est directement influencée par des ef-fets de séquence. Nous l’avons vu, des séquences courtes riches en bases C-G

peuvent fortement modifier l’agencement de la molécule jusqu’à la transition vers la forme Z de l’ADN. Là encore, les caractéristiques physiques et mécaniques de l’ADN sont influencées par ses propriétés locales. Lesmodèles de polymère

décrivent la chaîne selon des paramètres de flexibilité et rigidité définis à l’échelle caractéristique de la longueur Lp. Une modification locale des propriétés de la chaîne peut-être modélisée par l’ajout de contraintes locales dans la description du polymère.

Undéfaut local, telles qu’une courbure ou une bulle de dénaturation, peut influer sur la géométrie et l’agencement conformationnel de l’ADN. Quel impact peut avoir une séquence bien spécifique sur les propriétés physiques, structu-rales et mécaniques de l’ADN ? Jusqu’à quelle échelle un effet local peut-il avoir une signature sur le comportement global de l’ADN ? Quel modèle de poly-mère rend compte au mieux, ce type de défaut ? Quelles sont les limites de ces modèles et leurs améliorations possibles ?

Afin de décrire l’existence et l’effet de corrélation sur des sous-parties de l’ADN pouvant être distantes d’une longueur supérieure à la longueur de persis-tance, les outils deschaînes réellessont indispensables. Ces effets sont directement dépendants de l’échelle de notre système. En effet, comme nous l’avons vu, l’effet de volume exclu influe fortement sur la conformation d’une longue chaîne tan-dis qu’il est presque intan-discernable sur le comportement de chaînes courtes, L de l’ordre de quelquesLp. Il est donc nécessaire et primordial d’adapter la description du polymère à l’échelle du système étudié.

Quelque soit le niveau des contraintes, local ou global, le défi réside en plu-sieurs points. Tout d’abord quelque soit l’effet étudié, variations des propriétés du milieu, courbure locale de l’ADN ou bien ouverture de la double hélice, il est nécessaire de caractériser son influence. Pour cela sonder la réponse de molécules d’ADN individuelles est préconisé. L’effet doit donc être décorrélé, le plus pos-sible, de tous autres effets pouvant influer sur la conformation de l’ADN. Il est nécessaire de caractériser sonintensitéavec précision ainsi que son amplitude en terme de distance d’impact ou d’échelle d’influence. Ensuite, l’identification des propriétés physiques modifiées par l’application de nos contraintes est primordial. Ceci nous permettra de traduire au mieux le comportement de l’ADN via les modèles de physique statistique. L’existence decorrélationsentre différents para-mètres, bien que délicate, doit être correctement définie. L’utilisation de différentes tailles de molécules d’ADN peut nous permettre de sonder différents régimes

de réponse élastique. De même, prospecter différentes magnitudes de contraintes peut nous permettre de souligner les transitions de régimes. En dernier lieu, la réponse de l’ADN peut être mise en relation avec son rôle lors de processus biologiques, afin d’amener de nouveaux éléments à sa compréhension.

Dans notre étude nous avons donc choisi decouplerune approche expérimen-tale desuivi de molécule uniqueà dessimulationsbasées sur unalgorithme de Monte-Carlo.

Bibliographie 53

Bibliographie

[AE97] R. K. Allemann and M. Egli. DNA recognition and bending. Chemistry & Biology,4(9) :643–650, September1997.

[AS72] C. Altona and M. Sundaralingam. Conformational analysis of the su-gar ring in nucleosides and nucleotides. New description using the concept of pseudorotation. Journal of the American Chemical Society, 94(23) :8205–8212, November1972.

[Ast39] W T Astbury. X-Ray Studies of the Structure of Compounds of Biolo-gical Interest. Annual Review of Biochemistry,8(1) :113–133, June1939. [Ave44] O. T. Avery. Studies on the chimical nature of the substance inducing

transformation of pneumococcal types : induction of transformation by a desoxyribonucleic acid fraction isolated from pneumococcus type III. Journal of Experimental Medicine,79(2) :137–158, February1944. [BCT00] V A Bloomfield, D M Crothers, and I Tinoco Jr. Nucleic Acids :

Struc-tures, Properties, and Functions. University Science Books, illustrée edi-tion,2000.

[BHLV01] E. Ben-Haïm, A. Lesne, and J-M. Victor. Chromatin : A tunable spring at work inside chromosomes. Physical Review E,64,2001.

[BLZJ76] E Brezin, J C Le Guillou, and J Zinn-Justin. Phase Transitions and Cri-tical Phenomena, Vol. VI. Eds C Domb, MS Green, New York : Academic, 1976.

[CD97] C. R. Calladine and H. Drew. Understanding DNA : The Molecule and How It Works. 1997.

[Cha50] E. Chargaff. Chemical specificity of nucleic acids and mechanism of their enzymatic degradation. Experientia,6(6) :201–209, June1950. [Dau93] M. Daune. Biophysique moléculaire : structures en mouvement. Interediti

edition,1993.

[De79a] P-G. De Gennes. Scaling Concepts in Polymer Physics. 1979.

[De79b] P-G. De Gennes. Scaling concepts in polymer physics. Cornell university press,1979.

[Dic89] R. E. Dickerson. Definitions and nomenclature of nucleic acid structure parameters. The EMBO journal,8(1) :1–4, January1989.

[Dic92] R. E Dickerson. DNA structure from A to Z. Methods in enzymology, 211 :67–111,1992.

[Dic99] R. E Dickerson. Helix structure and molecular recognition by B-DNA.

Nucleic Acid Structure,1,1999.

[Dio89] M Dion. Biologie terminale D, collection ADN. Hachette Lycées,1989. [DJ87] J. Des Cloizeaux and G. Jannink. Les polymères en solution : leur

54 Bibliographie

[DTT+80] H. Drew, T. Takano, S. Tanaka, K. Itakura, and R. E. Dickerson. High-salt d(CpGpCpG), a left-handed Z DNA double helix. Nature, 286(5773) :567–573, August1980.

[DWT+81] H R Drew, R M Wing, T Takano, C Broka, S Tanaka, K Itakura, and R E Dickerson. Structure of a B-DNA dodecamer : conformation and dynamics. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America,78(4) :2179–83, April1981.

[FANF11] A. Fiorini, Q. Alves, De.L. Neto, and M. A. Fernandez. Sequence-Directed DNA Curvature in Replication Origins Segments. In Jelena Kusic-Tisma, editor,Fundamental Aspects of DNA Replication, chapter9. InTech,2011.

[FG53a] RE Franklin and RG Gosling. Evidence for2-Chain Helix in Crystalline Structure of Sodium Deoxyribonucleate. Nature,172 :156–157,1953. [FG53b] RE Franklin and RG Gosling. Molecular Configuration in Sodium

Thy-monucleate. Nature,171(4356) :740–741, April 1953.

[Hag88] P J Hagerman. Flexibility of DNA. Annual review of biophysics and biophysical chemistry,17:265–286,1988.

[Hag90] P. J. Hagerman. Sequence-Directed Curvature of DNA. Annual Review of Biochemistry,59(1) :755–781, June1990.

[Her52] A. D. Hershey. Independent functions of viral protein and nucleic acid in growth of Bacteriophage. The Journal of General Physiology,36(1) :39– 56, September1952.

[Her93] P. Herbomel. L’expression du génome : du noyau à l’organisme. De Boeck Secundair,1993.

[HMR+13] H. Hajjoul, J. Mathon, H. Ranchon, I. Goiffon, J. Mozziconacci, B. Al-bert, P. Carrivain, J-M. Victor, O. Gadal, K. Bystricky, and A. Bancaud. High-throughput chromatin motion tracking in living yeast reveals the flexibility of the fiber throughout the genome. Genome research, 23(11) :1829–38, November2013.

[HR96] A Herbert and A Rich. The biology of left-handed Z-DNA. The Journal of biological chemistry,271(20) :11595–8, May1996.

[Hun93] C A Hunter. Sequence-dependent DNA structure. The role of base stacking interactions. Journal of molecular biology,230(3) :1025–54, April 1993.

[KP49] O. Kratky and G. Porod. Röntgenuntersuchung gelöster Fadenmo-leküle. Recueil des Travaux Chimiques des Pays-Bas, 68(12) :1106–1122, September 1949.

[Kuh39] W. Kuhn. Beziehungen zwischen Molekülgrösse, statistischer Mo-lekülgestalt und elastischen Eigenschaften hochpolymerer Stoffe.

Kolloid-Zeitschrift, vol.87(1) :p.3–12,1939.

[MA78] L. Michael and W. Arieh. Extreme Conformational Flexibilitv of the Furanose d Ring in DNA and RNA. Journal of the American Chemical Society,100:2607–2613,1978.

Bibliographie 55

[MS58] M. Meselson and F. W. Stahl. The replication of DNA in Escherichia coli. Proceedings of the National Academy of Sciences,44(7) :671–682, July 1958.

[MSWH58] D. A. Marvin, M. Spencer, M. H. F. Wilkins, and L. D. Hamilton. A New Configuration of Deoxyribonucleic Acid. Nature,182(4632) :387– 388, August1958.

[NCK+93] E. Nordhoff, R. Cramer, M. Karas, F. Hillenkamp, F. Kirpekar, K. Kris-tiansen, and P. Roepstorff. Ion stability of nucleic acids in infrared matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. Nu-cleic Acids Research,21(15) :3347–3357, July1993.

[PC53] L Pauling and R B Corey. A Proposed Structure For The Nucleic Acids.

Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of Ame-rica,39(2) :84–97, February1953.

[RZ03] A. Rich and S. Zhang. The structure of DNA in the nucleosome core.

Nature,423(6936) :145–50, May2003.

[SAB+96] T. R. Strick, J.-F. Allemand, D. Bensimon, A. Bensimon, and V. Cro-quette. The Elasticity of a Single Supercoiled DNA Molecule. Science, 271(5257) :1835–1837, March1996.

[SCB96] S. B. Smith, Y. Cui, and C. Bustamante. Overstretching B-DNA : The Elastic Response of Individual Double-Stranded and Single-Stranded DNA Molecules. Science,271(5250) :795–799, February1996.

[Sch14] H. Schiessel. Biophysics for Beginners : a Journey through the Cell Nucleus. January2014.

[SJH04] J. Sponer, P. Jurecka, and P. Hobza. Accurate interaction energies of hydrogen-bonded nucleic acid base pairs. Journal of the American Che-mical Society,126(32) :10142–51, August2004.

[SJM+06] J. Sponer, P. Jurecka, I. Marchan, F J. Luque, M. Orozco, and P. Hobza. Nature of base stacking : reference quantum-chemical stacking ener-gies in ten unique B-DNA base-pair steps. Chemistry (Weinheim an der Bergstrasse, Germany),12(10) :2854–65, March2006.

[SRR76] N. C. Seeman, J. M. Rosenberg, and A. Rich. Sequence-specific recog-nition of double helical nucleic acids by proteins. Proceedings of the National Academy of Sciences,73(3) :804–808, March1976.

[TDB+12] N. A Temiz, D. E Donohue, A. Bacolla, B. T Luke, and Ja.R Collins. The role of methylation in the intrinsic dynamics of B- and Z-DNA.

PloS one,7(4) :e35558, January2012.

[TV] L. Trabuco and E. Villa. CaseStudy : DNA.

[VHH01] J M Vargason, K Henderson, and P S Ho. A crystallographic map of the transition from B-DNA to A-DNA. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America,98(13) :7265–7270,2001. [WC53] J. D. Watson and F. H. C. Crick. Molecular Structure of Nucleic Acids :

A Structure for Deoxyribose Nucleic Acid. Nature,171(4356) :737–738, April1953.

56 Bibliographie

[WDT+80] R. Wing, H. Drew, T. Takano, C. Broka, S. Tanaka, K. Itakura, and R. E. Dickerson. Crystal structure analysis of a complete turn of B-DNA.

Nature,287(5784) :755–758, October1980.

[WQK+79] A. H.-J. Wang, G.J. Quigley, F.J. Kolpak, J. L. Crawford, J. H. van Boom, G. van der Marel, and A. Rich. Molecular structure of a left-handed double helical DNA fragment at atomic resolution. Nature, 282(5740) :680–686, December1979.

[WSW53] M H F Wilkins, a R Stokes, and H R Wilson. Molecular structure of deoxypentose nucleic acids.,1953.

[Yam71] H. Yamakawa. Modern Theory of Polymer Solutions,1971.

[YNNO84] T. Yanagida, M. Nakase, K. Nishiyama, and F. Oosawa. Direct obser-vation of motion of single F-actin filaments in the presence of myosin.

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