Modèles expérimentaux de MHC

Les scientifiques ont été confrontés à 3 questions majeures dans le développement de modèles expérimentaux de MHC :

- comment rompre un ou plusieurs microvaisseaux sans toucher des macrovaisseaux adjacents ?

- comment induire des lésions non-symptomatiques par des méthodes les moins invasives possibles ?

- comment induire une ou plusieurs MHC dans des zones cérébrales bien précises ?

2.6.1. Microhémorragies induites directement

A ce jour, les modèles animaux de microlésions disponibles sont issus des modèles d’HIC. Ces lésions sont la plupart du temps induites par une injection stéréotaxique ciblant une zone cérébrale particulière. Il est ainsi possible d’injecter de la collagénase, enzyme qui provoque un saignement par la digestion enzymatique de la membrane basale des vaisseaux sanguins (Lauer et al., 2011). Des modèles injectant du sang autologue (Okauchi et al., 2009; Rynkowski et al., 2008), des érythrocytes lysés ou des produits de la lyse des érythrocytes tels que l’hémoglobine ou la bilirubine sont également utilisés (Gao et al., 2014). Du chlorure de fer peut aussi être injecté pour reproduire les conséquences de l’entrée de sang dans le cerveau (Huang et al., 2002). Les principaux avantages de ces modèles résident dans le fait qu’il est possible de cibler les régions d’intérêt et d’évaluer l’impact de la lésion sur la structure et la fonction de la zone cérébrale étudiée, ainsi que son extension au tissu cérébral environnant. Cependant, ces méthodes restent invasives et les lésions obtenues ressemblent plus à des macrohémorragies qu’à des MHC. Dans une étude récente, l’injection d’une faible concentration de collagénase a permis l’induction d’une hémorragie de taille réduite comparée à un hématome symptomatique, lésion correspondant à la totalité du poids microhémorragique cérébral estimé chez l’Homme (Bergeron et al., 2018). Rosidi et ses collègues ont par ailleurs montré l’absence d’effet immédiat de la rupture d’un microvaisseau cérébral en utilisant une technique optique de précision chez la souris. Une MHC authentique, de l’ordre de 100µm de diamètre, a été induite par des impulsions laser concentrées sur le bord extérieur de la lumière d’une artériole unique pénétrante (Rosidi et al., 2011). Néanmoins, cette procédure reste techniquement difficile, nécessite du matériel spécifique et

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l’induction d’une seule MHC exclut la recherche des effets de plusieurs lésions définissant le poids microhémorragique cérébral (Stemer et al., 2010).

Enfin, en plus du fait que la plupart de ces modèles n’induisent pas de véritables MHC, les études n’ont pas évalué les effets fonctionnels de ces lésions à long terme.

2.6.2. Microhémorragies induites par une pathologie

La présence de MHC est observée dans le cerveau de rongeurs dans différents modèles pathologiques (inflammatoires ou neurodégénératifs). Le lien entre l’inflammation systémique et la pathogénèse des MHC a récemment été mis en avant (Miwa et al., 2011). Plusieurs MHC ont été retrouvées de manière disséminée (cervelet, cortex, striatum) dans le cerveau de souris après l’injection du lipopolysaccharide pro-inflammatoire (Liu et al., 2014; Sumbria et al., 2016). D’autres modèles de MHC ont également été mis au point chez des animaux hypertendus tels que les rats SHRSP (Spontaneously Hypertensive Rat-Stroke-Prone) ou des souris R⁺/A⁺ (exprimant les gènes Rénine et Angiotensine) auxquels sont souvent associés un régime riche en sel et/ou des traitements au L-NAME (inhibiteur de le NOS endothéliale et neuronale) (Iida et al., 2005; Schreiber et al., 2012). Enfin, il existe d’autres modèles de MHC se reposant sur l’induction d’une hyperhomocystéinémie, facteur de risque reconnu pour les AVC et la MA. Pour cela, les animaux sont soumis à une alimentation déficiente en folate, vitamines B6 et B12 et enrichie en méthionine, et développent spontanément des MHC dans les 4 à 6 mois qui suivent (Sudduth et al., 2013).

Dans un contexte neurodégénératif, des MHC ont été observées dans des modèles murins transgéniques de MA, comme la souris Tg2576 qui surexprime le gène humain codant pour la protéine précurseur du peptide amyloïde. Les MHC obtenues sont de tailles variées (de 5 à 240µm de diamètre) et toujours situées à proximité des formes fibrillaires de dépôts amyloïdes dans les régions du cortex et de l’hippocampe (Lo et al., 2016). Fait intéressant, les auteurs ont réussi à distinguer les MHC provenant des capillaires de ceux provenant des artérioles et des veinules. Cette découverte ouvre des perspectives sur les causes des altérations microvasculaires dans le cadre de maladies cérébrales sous-jacentes ou de risques vasculaires telle que l’hypertension (Toth et al., 2015). D’autres modèles de souris génétiques sont aussi développés, comme les modèles de souris APP23, APP/PS1, tgSwDI, qui vont développer spontanément des MHC à des temps et à des localisations variables en fonction des caractéristiques spécifiques à chacun.

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Un résumé des modèles existant ainsi que des images de lésions obtenues sont présentés dans le tableau 5 et la figure 32 ci-dessous.

Modèle Type ^Localisation

cérébrale Taille de la lésion Nombre de lésions Age de l’animal

Induction au laser Induit Cortex ^{≈ 100µm de}

diamètre

1 MHC par

rupture ^{Tout âge}

APP 23 Spontané ^Cortex,

thalamus

≈50-300µm de diamètre

≈15-30 MHC par

cerveau ^{20-28 mois}

BCAS (TgSwDI) Spontané Thalamus Non précisée Très peu de MHC 6 mois

BCAS (C57Bl/6) Spontané Thalamus ^{≈ 150µm de}

diamètre ^{Multiples MHC 4-8 mois}

eNOS+/- Spontané Cortex ^{≈25µm de}

diamètre ^{Multiples MHC 18 mois}

Notch 3 (R170C) Spontané Cortex ^{≈25µm de}

diamètre ^{Non précisé 20-22 mois}

SHRSP Spontané Cortex, hippocampe, ganglion basal, corps calleux ≈50-150µm de

diamètre ^{Multiples MHC 8-12 mois}

R+/A+ (Combiné avec L-NAME et nourriture très salée) Spontané Tronc cérébral, cervelet, ganglion basal ≈50-150µm de diamètre ^{Multiples MHC} Début vers 11 mois + 6 mois de traitement Tg2576 (Combiné avec AngII et NAME) Spontané ^{Cortex et} hippocampe <100µm de diamètre ^{Multiples MHC} Début vers 15 mois + 1 semaine de traitement HHcy (C57Bl/6) ^Spontané Cortex et hippocampe ≈100µm de diamètre ^{2-3 MHC/coupe} Début vers 7 mois + 4 mois de traitement HHcy (APP/PS1) ^Spontané Cortex et hippocampe ≈100µm de diamètre ^{≈4 MHC/coupe} Début vers 12 mois + 6 mois de traitement

Tableau 5 : Résumé des modèles animaux de microhémorragies cérébrales. MHC : Microhémorragie

cérébrale ; BCAS : Sténose Bilatérale de l’Artère Carotide ; SHRSP : Spontaneously Hypertensive Rat Stroke-Prone ; R+/A+ : Expression des gènes Rénine-Angiotensine ; AngII : Angiotensine II ; HHcy : Hyperhomocysteinémie. APP : Amyloid Precursor Protein. PS1 : Présélinine 1. eNOS : Nitrique Oxyde Synthase endotheliale. L-NAME N(ω)-nitro-L-arginine methyl ester. Adapté de Shih et al., 2018.

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Figure 32 : Microhémorragies obtenues dans des modèles animaux. A. Microhémorragie corticale observée

sur des coupes de cerveaux colorées au bleu de Prusse après rupture optiquement induite d’une artériole corticale pénétrante. B. Microhémorragies (cMB) détectées par pondération T2* en IRM (à gauche) et microhémorragies correspondantes détectées au bleu de Prusse (à droite) chez une souris APP23. C. Microhémorragie détectée au bleu de Prusse chez une souris soumise à un régime alimentaire induisant une hyperhomocystéinémie. Adapté de

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