Le THG chez les mammifères peut s’apparenter à la transformation bactérienne car il conduit au transfert d’ADN abrité par une cellule morte ou mourante à une cellule voisine. Cependant, ce THG se distingue de la transformation bactérienne par plusieurs aspects. Premièrement, toutes les morts cellulaires ne conduisent pas au transfert de gènes. Seule la mort cellulaire programmée également appelée apoptose (cf. chapitre 2-1) mène au transfert de gènes. Deuxièmement, l’ADN transféré n’est pas libre dans le milieu environnant la cellule receveuse mais contenu dans un corps apoptotique, ou débris cellulaire, résultant de l’apoptose. Et troisièmement, l’ADN n’est pas directement absorbé dans le cytoplasme de la cellule hôte mais transféré après internalisation du corps apoptotique. Ainsi, le THG chez les mammifères provient de l’internalisation des corps apoptotiques par une cellule receveuse (figure 2). Les différentes étapes aboutissant au transfert de gènes seront reprises en détail dans la suite de ce manuscrit.
Les modèles d’étude qui ont permis de décrire le THG sont très différents. C’est pourquoi nous avons résumé les différents traitements inducteurs de mort, ainsi que les modèles cellulaires et les conditions de coculture, utilisés dans la littérature. Ce résumé permet de voir l’ensemble des travaux sur le THG précédant les nôtres et démontre la difficulté à mettre au point un modèle de THG dans le cancer du col de l’utérus.
Le THG nécessite des cellules apoptotiques comme vecteurs d’ADN et non des cellules nécrotiques et ce, quel que soit son mode d’induction : choc osmotique, choc thermique par congélation ou par chauffage à 56°C [Holmgren 1999, Bergsmedh 2001, Bisset 2007]. L’induction d’apoptose la plus couramment utilisée dans les modèles de THG est l’irradiation γ à 150 Gy [Holmgren 1999, Bergsmedh 2001, Bergsmedh 2002, Bergsmedh 2006, Spetz 1999, Spetz 2002, Yan 2006, Bisset 2007]. Néanmoins, d’autres inducteurs sont utilisés tels qu’un traitement à l’étoposide à 16 µg/ml, la privation de sérum et la déplétion en nutriments [Holmgren 1999, Spetz 2002, de la Taille 1999, Bergsmedh 2001, Bergsmedh 2002, Burghoff 2008, Ehnfors 2009]. Quel que soit le traitement, la cellule apoptotique conduit à un THG à des taux comparables quoique légèrement plus faibles après une induction par l’étoposide mais sans différence significative.
Les cellules donneuses proviennent de différents types cellulaires et d’espèces (tableau I). Les vecteurs d’ADN les plus employés dans le THG sont des cellules apoptotiques lymphoblastoïdes humaines (BL41, IB-4, Namalwa, Raji, TK6, L929, PBMC,
HuT78, 8E5/LAV,…) ou porcines (LCL) infectées ou non par des virus (Epstein Barr Virus,
Human Immunodeficiency Virus, Porcine Endogenous RetroVirus,…) [Holmgren 1999, Yan 2006,
Spetz 1999, Bisset 2007]. Cependant, d’autres types cellulaires peuvent être utilisés comme vecteur du THG tels que des fibroblastes embryonnaires de rat, des fibroblastes de fibrosarcome de souris ou L929, des cellules dérivées d’un adénocarcinome de prostate métastatique ou LNCaP, des cellules endothéliales de veine ombilicale ou HUVEC et des
Figure 2 : Mécanisme de THG chez les mammifères. Des corps apoptotiques sont internalisés par une cellule receveuse dans laquelle ils transfèrent de l’ADN.
splénocytes de souris [Bergsmedh 2001, Bergsmedh 2002, Bergsmedh 2006, Ehnfors 2009, Yan 2006, de la Taille 1999, Burghoff 2008, Spetz 2002]. Certaines de ces cellules sont transfectées ou non par des gènes rapporteurs (résistance aux antibiotiques), des gènes viraux et/ou des oncogènes. Ainsi, les données de la littérature montrent que le type de cellule donneuse n’influence pas le THG mais l’infection de celle-ci par un virus semble le favoriser [Holmgren 1999].
Des cellules provenant de tissus et d’espèces variés ont servi de cellules receveuses dans les différents modèles de THG (tableau I). Dans la plupart des cas, ces cellules sont d’origine humaine ou murine, de type fibroblastique mais on trouve aussi des cellules endothéliales aortiques bovines ou humaines, EaHy 926, des cardiomyocytes néonataux de rat, des monocytes et des cellules dendritiques humaines, des cellules musculaires lisses humaines, des cellules de cancer de prostate ou LNCaP [Holmgren 1999, Bergsmedh 2001, Bergsmedh 2002, Bergsmedh 2006, Ehnfors 2009, Yan 2006, Spetz 1999, Bisset 2007, de la Taille 1999, Burghoff 2008]. Ces cellules sont invalidées ou non pour différents gènes potentiellement impliqués dans le mécanisme de THG.
Tableau I : Différents modèles utilisés dans l’étude du THG chez les mammifères.
Type Espèce Type Espèce
Cellules endothéliales
aortiques Bœuf
Fibroblastes fœtaux Humain
Monocytes Humain
Cellules musculaires lisses Humain
Fibroblastes embryonnaires Rat Fibroblastes embryonnaires Souris 5/1 Bergsmedh
et al. 2001
Fibroblastes embryonnaires Rat Fibroblastes embryonnaires Souris 5/1 Bergsmedh
et al. 2002
Fibroblastes embryonnaires Rat Fibroblastes embryonnaires Souris 5/1 Bergsmedh
et al. 2006
Cellules endothéliales
aortiques Boeuf
Fibroblastes embryonnaires Souris Cellules lymphoblastoïdes (TK6) Humain
Fibroblastes de fibrosarcome
(L929) Souris
PBMC de patients HIV + Humain Fibroblastes fœtaux de
poumon Humain
PBMC de patients HIV - Humain Cellules dendritiques Humain Cellules lymphoblastoïdes
(HuT78FS2, HUT78) Humain
Lignée lymphoblastoïde HIV +
(8E5/LAV RT-) Humain
Cellules d'adénocarcinome de
prostate (LNCaP) Humain
Adénocarcinome de
prostate (LNCaP) Humain 1/1
de la Taille et
al. 1999
Cellules endothéliales de veine
ombilicale (HUVEC) Humain Cardiomyocytes néonataux Rat 5/3
Burghoff et
al. 2008
Cellules lymphoblastoïdes (LCL)
infectées ou non par PERV Porc Fibroblastes (MRC-5) Humain 4/1
Bisset et al. 2007 Splénocytes infectés ou non par
HIV/MuLV Souris - Souris 1-2.10
6
/souris Spetz et al. 2002
Cellules donneuses Cellules receveuses Rapport
donneuse(s)/receveuse(s) Auteurs Différentes lignées
lymphoblastoïdes infectées ou non par EBV (BL41/95; EHR-A-BL41;
IB-4; Namalwa; Raji; Jijoye M13; P3H3; Rael; CBMI Ral Sto; BL41; Ramos; BL28)
Humain
Cellules endothéliales (EaHy 926) Spetz et al. 1999 2/1 avec fibroblastes et cellules endothéliales 5/1 avec cellules dendritiques Humain
Fibroblastes embryonnaires Rat
5/1 Holmgren et
al. 1999
10/1
Fibroblastes embryonnaires Souris Yann et al.
2006
5/1 Enfhors et al.
Les conditions de coculture sont aussi très diverses suivant les auteurs (tableau I). Le rapport entre le nombre de cellules apoptotiques et le nombre de cellules receveuses varie de 1 cellule apoptotique pour 1 cellule receveuse à 10 cellules apoptotiques pour 1 cellule receveuse. Le temps de coculture essentiel au THG n’a jamais été réellement déterminé. Cependant, la grande majorité des modèles d’étude comporte une durée d’incubation de 48 heures [Holmgren 2002, Bergsmedh 2001, Bergsmedh 2002, Bergsmedh 2006, Ehnfors 2009, de la Taille 1999]. Seules les équipes de Yan et Spetz utilisent des durées de coculture respectivement de 3 jours et 1 à 2 semaines [Yan 2006, Spetz 1999]. En conclusion, les modèles mis en place pour l’étude du THG sont très hétérogènes.