Matériel végétal

a) Les « hybrides natifs », du sous-groupe Plantain, cultivar « Big Ebanga » :

La principale population d’hybrides natifs suivis dans nos essais est issue de propagation clonale par culture in vitro. Ces hybrides natifs sont des cultivars « Big Ebanga », appartenant au sous-groupe Plantain, ayant un génome triploïde AAB. Ce cultivar est le même que celui retrouvé dans des productions commerciales de banane plantain en Afrique sub-saharienne (Kwa et Temple, 2019). Ces plants seront référés ici sous le nom « HN-BE » pour « Hybrides natifs, cv. Big Ebanga ». Ces plants ont été sevrés en pot au début de l’essai, et n’ont pas formé de touffes. Seuls quelques plants produisent un à deux rejets au cours de l’essai. Les infections BSV suivies sur ces plants sont des infections primaires (« primo-infections ») et permettent d’observer la mise en place de l’infection, sa répartition et son maintien dans le plant.

b) Deux plantains natifs provenant du champ, des cultivars « Bois Blanc » et « Nzorba » :

Deux autres hybrides du sous-groupe Plantain, des cultivars « Bois Blanc » et « Nzorba », ont été introduits sous forme de rejets à partir de touffes cultivées en bananeraies (Haïti et Cameroun, respectivement) puis suivis en serre tropicalisée (Montpellier, France). Ces plants sont référés sont les noms « HN-BBL » et « HN-NZ » pour les cultivar « Bois Blanc » et « Nzorba », respectivement. Le plant HN-NZ est infecté par BSGFV lors de son introduction en serre, tandis que le plant HN-BBL montre une faible infection par BSOLV.

115 R2 R1 R3 PM R4

Touffe vue de dessus

Bulbe

Avant-dernière feuille émise

Figure 2.1 : Schéma d'une touffe de bananier. La touffe de bananier contient dans ce schéma

un pied mère (PM) et quatre rejets (R1 à R4). L’organisation du bulbe et des différents méristèmes est indiquée dans l’encadré en bas à droite (C_1/2: cotylédons, MP: méristème principal, zones « C », « D », « E »: méristèmes secondaires. Les différentes zones échantillonnées sur l’avant-dernière feuille émise sont indiquées dans l’encadré en haut à droite. Une vue schématique du dessus de la touffe est illustrée à gauche. Les connexions entre pied mère et rejets (ligne pointillée) sont théoriques, et n’ont pas été caractérisées.

A) HN-BE

B) HS, HN-BBL, HN-NZ

juil sep fev juil sep nov fev

3,5 5 5 1,5 2,5 2,5 mois 1,5 ^mois D1 juil 2017 D2 août 2017 D3 oct 2017 D4 dec 2017 D5 jan 2018 D6 fev 2018 D7 avril 2018 D8 juin 2018 1,5 2 2,5 1,5 1,5 2

Figure 2.2 : Temps (mois) séparant chaque date d’échantillonnage. Le temps (en mois)

séparant les dates d’échantillonnage (D1 à Dn) est indiqué pour les A) hybrides natifs, cv. “Big Ebanga” (HN-BE) et pour les B) hybrides synthétiques (HS) et les hybrides natifs des cv. “Bois Blanc” et “Nzorba” (HN-BBL et HN-NZ). La date de chaque échantillonnage est indiquée en-dessous de l’axe

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c) Les « hybrides synthétiques »:

Six bananiers issus du croisement entre les géniteurs PKW (génome BB) et IDN110 T (tétraploïde par doublement de son génome à la colchicine, génome AAAA), sont dit hybrides « synthétiques », et référés sous le nom « HS-x » (x pour le numéro de plant). Ces six plants sont des hybrides interspécifiques triploïdes ayant un génome AAB, avec des génotypes distincts concernant les allèles hérités du parents PKW (Tableau 2.1). Ils sont également infectés par des espèces BSV distinctes selon le plan. Ces six plants « HS » sont cultivés en serre tropicalisée à Montpellier (France) depuis plus de 15 ans, et les infections sont systémiques et persistantes depuis plusieurs années. Puisque suivis hors des conditions classiques de culture plein champ, aucune sélection de rejet n’est effectuée sur ces six plants, qui sont devenus des touffes riches en rejets, permettant ainsi de suivre la répartition de la charge virale dans la touffe.

Tous les bananiers ont été cultivés en serre tropicalisée « insect-proof » (hermétiques aux insectes) en conditions contrôlées avec une température optimale 26°C le jour / 24°C la nuit (±2°C) et un taux d’humidité de 75%. Les cycles de lumière n’ont pas été modifiés avec des lampes, et sont ceux du climat méditerranéen (jours longs en été, courts en hiver). Le tableau 2.1 résume les différents types de plants suivis, leur origine, et leur génotype concernant les allèles eBSV.

2) Echantillonnage

Pour chaque pied/touffe, le pied mère ainsi que tous les rejets (lorsque présents) sont identifiés et échantillonnés. Des tests préliminaires sont effectués pour déterminer la répartition de la charge virale dans le plant et définir un organe de référence pour le suivi dynamique des infections. Ces tests sont présentés au début de la section résultats, et aboutissent au choix de l’avant-dernière feuille émise pour le suivi dynamique d’infections (voir section III.1). Lorsque le cigare émerge et est en croissance, celui-ci n’est pas considéré comme la dernière feuille émise. En revanche, lorsque le cigare se déroule, il est considéré comme la dernière feuille émise. Les feuilles de bananiers mesurent jusqu’à plusieurs mètres carrés, et la répartition du virus dans une même feuille peut être hétérogène. L’avant-dernière feuille est échantillonnée en trois zones : la zone basale, médiane et apicale (Fig. 2.1). Ces trois zones sont broyées ensemble pour l’extraction d’ADN.

117 L’échantillonnage est effectué à intervalles de temps réguliers, lorsque l’état des plants le permet. Pour la population d’hybrides synthétiques « HS » ainsi que les deux plantains naturels ramenés du champ « Bois Blanc » et « Nzorba », les pieds/touffes sont échantillonnées toutes les huit semaines, temps nécessaire en conditions contrôlées pour l’émergence de nouvelles feuilles et d’éventuels nouveaux rejets. Pour la population de plantains naturels issus de culture

in vitro, l’intervalle entre deux échantillonnage est plus hétérogène (de deux à cinq mois) en

raisons de divers facteurs affectant l’état physiologique des plants. La chronologie des échantillonnages est indiquée dans la figure 2.2.