Méthodes de caractérisation

III.3.1. Spectroscopie Infra-Rouge

Afin de s’assurer de la dissolution complète de la couche support, un échantillon de membrane a été analysé par spectroscopie infra-rouge avant et après décapage (Figure II- 10). L’appareil utilisé est un Vertex 70 de chez Bruker fonctionnant dans la gamme 400 – 4000 cm^-1. Deux modules ont été utilisés, l’un pour analyser la couche active seule et l’autre pour analyser la membrane complète. Dans le cas de la couche active, cette dernière a été déposée sur une wafer de silicium selon le même protocole que celui utilisé pour le dépôt sur lamelle de verre. Cette dernière a été analysée avec le module IRRAS (réflexion spéculaire à angle variable) avec un angle de 70^°. La couche support se présentant comme un film polymère mince et non rigide, cette dernière a été analysée avec un montage en ATR (réflexion totale atténuée). Ce montage est constitué d'une pointe qui vient écraser l’échantillon sur un diamant de platine mono-réflexion. Dans les deux cas, les informations sont collectées entre 400 et 4000 cm^-1 avec une résolution de 4 cm^-1. Les spectres concernant la couche active ont été réalisés avec 200 scans et ceux de la couche support avec 25 scans.

Figure II- 10 : Schéma illustrant les différentes étapes de l’analyse infra-rouge : (1) analyse de la couche support, (2) dissolution de la couche support avec du DMF, (3) analyse après

dissolution.

III.3.2. Microscopie électronique à balayage

Afin de déterminer l’épaisseur de la couche active de la membrane, des images MEB ont été réalisées. Dans un premier temps, la couche active est déposée sur un wafer de silicium en utilisant le même protocole que celui utilisée pour la réalisation des mesures d’impédance. Le fait d’utiliser un wafer de silicium comme support permet d’obtenir une frontière nette entre la couche active et le silicium facilitant la mesure de l’épaisseur. Une fois la couche active déposée sur le wafer de silicium, elle est recouverte par pulvérisation cathodique d’une couche de chrome de 200 nm. Après ce dépôt, l’échantillon est placé dans une station double faisceau FEI Helios 600i, composée d’une colonne électronique et d’une colonne ionique, l’angle entre les deux colonnes est de 52°

(Figure II- 11). Dans un premier temps, la platine eu-centrique amène l’échantillon de manière orthogonale sous la colonne émettant des ions Ga⁺ (partie FIB) afin de réaliser une gravure débouchante de la couche active. Cette gravure est ensuite observée au microscope électronique avec un angle de 52^° (pris en compte dans la détermination de l’épaisseur).

Figure II- 11 : Schémas de principe de l’irradiation FIB et de l’imagerie MEB.

III.3.3. Rétention d’un soluté neutre

Le rayon de pore moyen (rp) de la membrane a été estimé à partir de mesures de taux de rejet d’un soluté neutre par ajustement du modèle PTM sur les taux de rejet expérimentaux. Plus précisément, la valeur de rp (rp étant le seul paramètre d’ajustement du modèle dans le cas de solutés neutres) a été ajustée de façon à ce que le modèle décrive au mieux la courbe de variation du taux de rejet intrinsèque du soluté neutre en fonction de la pression effective (Eq. (A7) de l’article 2).

Les essais de filtration ont été réalisés avec la cellule Sepa CF II décrite dans le chapitre I (§IV.2.1.), laquelle permet de travailler avec une surface membranaire utile de 140 cm². Avant de réaliser les mesures de taux de rejet, le même conditionnement que celui décrit au paragraphe III.2.2.a) a été appliquée à la membrane. Des pressions transmembranaires comprises entre 3 et 17 bars ont été appliquées. Afin de s’affranchir de la contribution de la couche de polarisation de concentration, les taux de rejet observés ont été mesurés, pour un flux de perméat fixé, à quatre vitesses de circulation du fluide dans le module : 0,972 ; 1,325 ; 1,688 et 1,963 m s^-1. La méthode de variation de la vitesse décrite dans le chapitre I (§IV.2.2.c.) a été utilisée pour calculer le taux de rejet intrinsèque. Les essais ont été effectués à 25 ± 1 °C. Afin de travailler à une concentration d’alimentation constante, le perméat et le rétentat ont été recyclés dans le réservoir d’alimentation. Pour chaque pression transmembranaire, des petits volumes de perméat (20-30 mL) ont été prélevés afin de déterminer le flux volumique de perméat (par pesée) et sa composition. Les échantillons de perméat ont été prélevés lorsque l’état stationnaire était atteint (temps d’attente de 15 à 90 minutes selon la pression appliquée). Des échantillons de rétentat ont également été prélevés afin de s’assurer que la concentration dans la solution d’alimentation restait constante.

Le glucose a été choisi comme soluté neutre car sa masse molaire (180 g mol^-1) se situe dans la gamme de seuils de coupure de la membrane (150‒300 Daltons) fournie par le fabricant. Le rayon de Stokes du glucose a été fixé à 0,365 nm pour déterminer le rayon de pore moyen de la membrane. La concentration en glucose dans le perméat et le rétentat a été déterminée par spectroscopie UV-visible (Thermo Scientific Helios Epsilon) à la longueur d’onde de 340 nm en utilisant le kit enzymatique K-Glucose commercialisé par la société Megazyme (Megazyme International Ireland Ltd, Wicklow, Ireland).

Le principe du dosage du glucose est le suivant :

Le glucose est phosphorylé par l’adenosine-5’-triphosphate (ATP) au cours d’une réaction enzymatique catalysée par l’hexokinase (HK), et donne du glucose-6-phosphate (G-6-P) :

𝐷 − 𝑔𝑙𝑢𝑐𝑜𝑠𝑒 + 𝐴𝑇𝑃^𝐻𝐾→ 𝐺 − 6 − 𝑃 + 𝐴𝐷𝑃 (II- 29) Le glucose-6-phosphate est oxydé en gluconate-6-phosphate par le nicotinamide-adénine-dinucléotide-phosphate (NADP) en présence de l’enzyme glucose-6-phosphate-déhydrogenase (G6P-DH). La quantité de nicotinamide-adénine-dinucléotide phosphate réduite (NADPH) qui prend naissance correspond à la quantité de glucose-6-phosphate et donc à celle de glucose :

𝐺 − 6 − 𝑃 + 𝑁𝐴𝐷𝑃+ 𝐺6𝑃−𝐷𝐻→ 𝑔𝑙𝑢𝑐𝑜𝑛𝑎𝑡𝑒 + 𝑁𝐴𝐷𝑃𝐻 + 𝐻+ (II- 30) C’est la NADPH qui est dosé d’après son absorption à 340 nm.