Dans un second temps, les oligomères obtenus ont été mis en solution puis mélangés. Les mélanges « PMC » et « CNRS » ont ensuite été analysés par ESI-HRMS, respectivement Figure 88 et Figure 89. Ces spectres ont été obtenus en mode négatif afin que chacun des polymères soit ionisé en tant qu’espèce simplement déprotonée, puisqu’ils ne contiennent chacun qu’une seule fonction acide.
Il faut noter qu’une étape d’optimisation a dû être effectuée par Laurence Charles pour obtenir les spectres ci-dessous. Il a d’abord été observé lors des analyses de chaque oligomère, que le rendement d’ionisation des chaînes diminuait lorsque la taille de ces dernières augmentait, certainement puisque l’acidité de l’oligomère diminue quand la longueur de sa chaîne augmente. En se basant sur ces considérations, les mélanges ont été préparés dans le but d’obtenir un spectre avec des pics de même intensité, comme présenté théoriquement Figure 86. Il est cependant apparu que les rendements d’ionisation de chaque oligomère différaient une fois inclus dans le mélange. Ce comportement peut s’expliquer par des effets de suppression, décrits par Enke,[178] qui met en relation l’abondance des ions mesurés en masse avec leur concentration relative en surface des gouttelettes chargées générées par l’ESI. Toutes ces considérations prises en compte, un compromis a été trouvé dans l’obtention de spectres présentant des pics dont l’intensité augmente lorsque la taille des chaînes diminue. Cette allure de spectre peut par ailleurs se révéler être une aide de lecture supplémentaire pour la personne qui décodera le message.
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Figure 89 : Analyse du mélange codant pour CNRS. En haut, spectre ESI-HRMS du mélange où chaque oligomère est identifiable. En bas, séquençage par MS/MS du composé III-3-4. Ce séquençage est effectué pour chaque pic correspondant à un oligomère encodé.
111 A partir du spectre de masse, chaque pic correspondant à un oligomère a pu être identifié en tant qu’ion précurseur pour se soumettre à un séquençage par spectrométrie de masse tandem. L’exemple est donné Figure 89 pour le composé III-3-4 codant pour [011100], et montre qu’il a été possible de
recouvrer le code contenu par un oligomère bien qu’il soit mélangé aux autres. Ce séquençage a été réalisé sur chacun des pics présents dans les deux mélanges. Chaque fois, il a permis de décoder l’acronyme encodé dans l’échantillon, c’est-à-dire « CNRS » et « PMC ».
Pour conclure, il a été démontré qu’un mélange de polymères à séquences contrôlées de différentes masses contenant de l’information digitale peut être analysé par ESI-HRMS en mode négatif, puis séquencé dans un second temps par spectrométrie de masse tandem. Cette technique a permis d’obtenir des échantillons contenant jusqu’à 4 octets d’informations, ce qui n’était pas possible par synthèse itérative classique de poly(alcoxyamine amide)s. De plus, cette stratégie n’avait pas été développée par le passé et pourrait s’avérer tout aussi efficace pour les codes-barres d’ADN. Elle a par ailleurs été développée par l’équipe et il est désormais possible d’implémenter ce type de code-barres au sein d’une matrice polymère pour l’étiquetage du matériau.[108] Ce code est extrait en chauffant le matériau, c’est pourquoi il a été inscrit le long de chaînes poly(uréthane)s et non poly(alcoxyamine amide) s, puisque ces dernières se dégradent à partir de 60°C. Toutefois, les poly(alcoxyamine amide)s se sont avérés utiles pour cette première preuve de concept.
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4. Capping partiel pour une lecture sans fragmentation
Introduction
4.1
Alors que la synthèse de codes-barres moléculaires a permis d’augmenter la quantité d’informations digitales contenues dans un échantillon pour une lecture en 2 dimensions, l’idée dans cette partie est de faciliter la lecture du code incrémenté le long d’une chaîne séquencée. En effet, une première analyse par spectrométrie de masse d’un échantillon isomoléculaire donne un pic, qu’il faut ensuite séquencer en spectrométrie de masse tandem pour décoder. Or, il serait théoriquement possible de lire le code contenu dans un échantillon dès sa première analyse par spectrométrie de masse – ESI ou MALDI - à condition que ce dernier soit polymoléculaire. Pour ce faire, il faut induire des terminaisons après chaque ajout d’unité codante sur une fraction de chaîne. Ainsi, à la fin de la synthèse, l’échantillon contient des chaînes de différentes tailles. L’écart entre chaque pic visible sur le spectre permettrait alors de remonter au bit ajouté à cet endroit de la séquence.
Afin d’être plus explicite, l’exemple théorique du mélange attendu et de son analyse par spectrométrie de masse sur un poly(alcoxyamine amide) codant pour [11100] est donné Figure 90.
Durant les synthèse, 5% de TEMPO ont été ajoutés avec le TEMPO-NH2 lors des ajouts d’espaceurs. Une
fraction des chaînes en croissance a donc réagi avec le TEMPO. Ce dernier ne présentant pas de fonctions pouvant réagir avec les autres monomères ajoutés par la suite, il induit la terminaison de ces chaînes. Ce capping partiel a été réalisé après chaque ajout d’unité codante. Ainsi, à la fin de la synthèse et après clivage, l’échantillon codant pour [11100] devrait contenir les chaînes suivantes : [1], [11], [111], [1110], [11100]. Chacune des chaînes citées précédemment étant isomoléculaire, l’observation
d’un pic par longueur de chaîne est attendue lors d’une analyse par spectrométrie de masse. La différence de masse entre chaque pic correspondrait alors à l’ajout d’un espaceur et d’une unité codante, dont les masses sont connues. Il serait alors possible de remonter au code incrémenté en calculant simplement l’écart entre chacun des pics présents sur le spectre.
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Figure 90 : Structure d’un échantillon codant pour *11100+ optimisé pour une lecture dès la première masse. L’écart entre chaque pic sur le spectre de masse correspond à l’écart de masse ente chacune des chaînes présentes dans l’échantillon.
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