Les causes de variabilité

Nous avons volontairement restreint le champ de cette étude, en ne retenant que les cellules présentant une relation I-V linéaire. Cette caractéristique est propre aux astrocytes protoplasmiques de la sous-population GluT qui sont électrophysiologiquement passifs et largement couplés par l’entremise de jonctions gap.

Cependant, les astrocytes forment une lignée cellulaire davantage diversifiée que ce qui a d’abord été suggéré. En effet, ni les critères de classification basés sur le type de tissu nerveux (astrocytes protoplasmiques/fibreux), ni les facteurs que sont l’expression de transporteurs et récepteurs glutaminergiques (GluT/GluR), le patron électrophysiologique (linéaire/rectifiant) ou l’intensité de l’expression de la GFAP ne parviennent à décrire toute la diversité des phénotypes astrocytaires décrits dans la littérature (voir Ademark et Lovinger, 2008; Kimelberg, 2004; Wang et Bordey, 2008 ; Matyash et Kettenmann, 2009; Zhang et Barres, 2010, pour des revues).

Les astrocytes forment en effet un phénotype cellulaire très versatile; leur volume, morphologie, propriétés membranaires et fonctions s’adaptant grandement aux conditions retrouvées dans l’environnement extracellulaire. De plus, contrairement aux résultats observés par Matthias et coll. (2003), certains auteurs ont souligné le fait qu’ils n’ont pas observé de correspondances parfaites entre l’expression de la eGFP liée à la GFAP, le patron d’expression des transporteurs et récepteurs glutaminergiques et le profil électrophysiologique. Ainsi, les travaux de Grass et coll. (2004) présentent l’idée selon laquelle, au sein des structures du tronc cérébral associées à la genèse du rythme respiratoire (le groupe respiratoire ventral, le complexe pré-Bötzinger et le noyau moteur de l’Hypoglosse), on retrouve non pas deux, mais plutôt trois types d’astrocytes. Aux astrocytes passifs et à rectification sortante, s’ajoute alors un type intermédiaire (ou « astrocytes à rectification variable ») présentant des propriétés électrophysiologiques (comme le potentiel membranaire ou la résistance d’entrée) très semblables à celles des cellules GluT, mais présentant aussi des courants potassiques de type A voltage-

rectificatifs sortants transitoires. De plus, fait intéressant, les valeurs de potentiels membranaires notées par Serrano et coll. (2008), à la fois chez les sous-populations d’astrocytes de type GluT comme GluR, suivaient des distributions bimodales; ce qui laisse supposer que la dénomination GluT/GluR ne formerait pas des groupes homogènes. De même, Jabs et coll. (2005) ont souligné que, dans l’hippocampe, les cellules identifiées comme étant de type GluR, sur la base de leur morphologie, ne formeraient pas un groupe homogène, seuls 30% d’entre elles transcrivant l’ARNm de la GFAP et exprimant le S100Beta ; ce qui reproduit les observations rapportées par Wallraff et coll. (2004). Ces résultats électrophysiologiques et immunohistochimiques ont depuis été corroborés dans la couche CA1 de l’hippocampe (Zhou et coll., 2006 ; Schools et coll., 2006) et dans la couche IV du cortex somatosensoriel en barillets de la souris (Houades et coll., 2008). Enfin, Ademark et Lovinger (2008) ont poussé l’idée encore plus loin, allant jusqu’à distinguer chez le rat, les astrocytes passifs du striatum selon trois sous-types en fonction du sens des légères rectifications observées en réponse à une dépolarisation soutenue. Les proportions relatives de ces sous-types d’astrocytes passifs variant en fonction des conditions extracellulaires, il est cependant probable que l’observation de cette diversité de réponses ne témoigne pas de l’existence d’un niveau supérieur de différenciation cellulaire per se, mais plutôt de l’incroyable plasticité fonctionnelle des astrocytes; qui pourrait être à l’œuvre dans la grande variabilité obtenue dans nos résultats.

Comme évoqué précédemment, les deux sous-divisions fonctionnelles du NVsnpr sont davantage dorso-médiane et ventro-latérale plutôt que dorsale et ventrale, tel que nous avons retenu en raison de limitations techniques. Cela peut donc avoir un impact majeur

sur la caractérisation de l’orientation des réseaux puisque l’évaluation de la position du centre réel du NVsnpr-D, par rapport auquel était normalisée l’orientation des résultantes des réseaux, peut avoir été sérieusement compromise. Cependant, les observations réalisées sur la distribution de l’angle de l’orientation préférentielle (Figure 23 A ii) ne tiennent pas compte de l’importance relative des vecteurs dont elle représente l’orientation (Figure 23 B ii). Les réseaux dont la taille du vecteur résultant est infime présentent une orientation qui est probablement aléatoire, puisqu’un seul astrocyte ajouté d’un côté ou de l’autre du réseau peut alors grandement en influencer l’orientation. Lorsque nous les retirons, nous observons que la vaste majorité des réseaux sont orientés avec un angle inférieur à 30° par rapport au centre estimé du NVsnpr-D. Cela suggère donc que l’erreur sur l’estimation de la position du centre n’a pas eu d’impact critique sur la caractérisation de l’orientation des réseaux (Figure 24), autrement nous nous serions attendus à observer des orientations suivant une distribution uniforme.

D’autres considérations méthodologiques pourraient être à l’origine d’une part non négligeable de la variabilité observée dans les travaux ci-présents. En effet, nous n’avons pas ajouté d’anti-inflammatoires à notre préparation d’ACSF, alors que la coupe des tranches induit un stress tissulaire intense et que la libération de cytokines pro- inflammatoires induit la fermeture des jonctions gap (Ratamal et coll., 2007). De plus, nous n’avons contrôlé ni la température de l’ACSF perfusé, ni la température dans la chambre d’enregistrement, au niveau de la tranche ; alors qu’il est démontré qu’une diminution de la température de 34 à 20°C induit une augmentation significative de la fréquence, ainsi que de la durée des épisodes calciques astrocytaires (Schipke et coll.,