Le transfert radiatif

La détermination du flux lumineux pour les différents outils de production de biomasse utilisés (fioles de Roux ou mini-photobioréacteur) est indispensable pour viser un optimal de croissance et une meilleure réalisation de la photosynthèse. L’objectif étant de nous rapprocher au mieux du point de saturation (Gs). Rappelons que celui-ci est estimé par le modèle d’Eilers et Peeters à partir des essais expérimentaux en chambre de production de gaz (oxygraphe), qui a été décrit dans la bibliographie. Cette méthode est utilisée un peu plus loin dans ce chapitre (Figure 42). Par ailleurs, une mesure précise du flux lumineux appliqué est indispensable car c’est une donnée d’entrée du modèle de croissance cellulaire.

1.4.1.1 Détermination du flux lumineux

Dans le cas des fioles de Roux, le capteur du quantumètre est positionné à la même distance des lampes halogènes que les fioles de Roux, soit à 5 cm. Des mesures sont réalisées sur 5 points de la surface de captation de la lumière par la fiole. Les résultats moyennés sont intégrés sur la courbe de calibration ci-dessous, une atténuation du flux lumineux exercée par la surface vitrée d’une valeur de 9 % a été prise en compte étant donné qu’il n’est pas possible de faire la mesure de l’intérieur des fioles (entrée de bouteille trop étroite pour permettre le passage du capteur). Il est alors possible de corréler la puissance d’alimentation des lampes (en volts) avec la puissance du flux lumineux reçu (Figure 40) par le biais de l’équation :

.

Figure 40 : Calibration moyennée (en 5 points) de l'intensité lumineuse pour les cultures en fiole de Roux Pour le mini-photobioréacteur, le capteur a été placé sous la surface vitrée du réacteur, permettant la prise en compte de l’atténuation par le verre. Une distance de 11 cm par rapport

147 à la lampe halogène est fixée (distance équivalente lors des différentes cultures réalisées dans le PBR), et la corrélation entre les intensités électriques et leur valeur de flux lumineux est relevée. Les résultats sont moyennés pour chaque intensité (à partir des 3 points de mesure réalisés pour chacune). La courbe de calibration ci-dessous (Figure 41) a été obtenue, et l’équation de corrélation est la suivante : .

Figure 41 : Calibration moyennée (en 15 points) de l'intensité lumineuse pour les cultures dans le mini-PBR avec le quantumètre.

Le flux lumineux incident étant un élément indispensable à la réalisation de la photosynthèse par les microorganismes photosynthétiques, des mesures de productions d’oxygène ont été faites à l’aide d’un oxygraphe.

1.4.1.2 L’oxygraphe

Pour déterminer les valeurs optimales d’irradiance et de température, des modèles mathématiques sont utilisés. Cependant, afin d’appliquer les modèles existants, il est indispensable de réaliser au préalable des mesures expérimentales. Ainsi, à partir des tests effectués à l’aide de l’oxygraphe, nous avons pu intégrer nos résultats expérimentaux à la simulation mathématique prédictive selon le modèle d’Eilers et Peeters (1988) (Eq. 5, Chapitre 2).

148 Où est la production d’O2 (en nmol.mL^-1.min^-1), est la production maximale d’O2

(en nmol.mL^-1.min^-1), est la consommation d’O2 (en nmol.mL^-1.min^-1), est l’irradiance (en μmoles photons.m^-2.s^-1.) et K1 et K2 sont des constantes évaluées mathématiquement à partir du solveur Excel.

Les valeurs expérimentales, issues des tests sur l’oxygraphe, et celles modélisées ont été obtenues en utilisant une concentration en biomasse d’Arthrospira platensis à 0,06 g.L^-1 (Figure 42).

Figure 42 : Modèle de production de dioxygène par Arthrospira platensis en fonction de l'irradiance (modèle avec inhibition d’Eilers et Peeters) pour une Ci,X de 0,06 g.L-1.

Avec le modèle d’Eilers et Peeters, les constantes K1 et K2 ont été déterminées respectivement à 145,01 et 297,64. Les valeurs modélisées permettent de définir le flux lumineux appliqué au moment où la production de dioxygène est égale à zéro, ce qui correspond au point de compensation Gc. L’irradiance au niveau de ce point, déterminé grâce au modèle mathématique, est de 12 μmolesν.m^-2.s^-1.

En dessous de cette valeur, la production globale en oxygène est négative. En effet, entre l’obscurité et 12 μmolesν.m^-2.s^-1, l’oxygène produit par photosynthèse est consommé par les microorganismes, c’est par conséquent un état métabolique de respiration. Le point de compensation correspond donc à un état d’équilibre où il y a autant de dioxygène produit par photosynthèse que consommé par la respiration, ainsi la somme algébrique de l’oxygène photosynthétique et respiratoire s’annule.

149 Le taux de production d’oxygène est maximal pour un flux lumineux de 208 μmolesν.m^-2.s^-1. Ce flux lumineux incident correspond à l’irradiance de saturation (Gs) qui peut être corrélée au , dont la valeur est estimée par des calculs, et pour la concentration cellulaire

utilisée ici, à la hauteur de 4,24 nmol.mL^-1.min^-1, soit 70,67 mmol.min^-1.g^-1 de biomasse. Puis, passé le seuil de saturation, l’activité photosynthétique diminue. L’irradiance devient donc inhibitrice. Elle entraine une photoinhibition responsable de la baisse de l’activité photosynthétique. En effet, Critchley a démontré en 1988 que la photoinhibition correspondait à la perte de la protéine D1 du PSII ou à des dommages sur le centre réactionnel P680. La valeur de Gs obtenue par Vonshak (1997), de 165 µmolesν.m^-2.s^-1, est du même ordre que celle obtenue dans notre simulation. Mohite et Wackte (2011) ont déterminé une gamme de valeurs pour Gc et Gs pour différentes concentrations en nitrate et en dioxyde de carbone. Ces expériences ont été réalisées en chambre de production avec une électrode à oxygène de type Clark et à partir des paramètres d’Edwards et Walker (1983). Il en ressort que le point de compensation d’Arthrospira platensis se situe entre 11 et 43 µmolesν.m^-2.s^-1 et le point de saturation entre 146 et 192 µmolesν.m^-2.s^-1

Il est à noter que les valeurs données ci-dessus sont fonction de la concentration intracellulaire en phycocyanine et de la concentration cellulaire initiale. En effet, Cornet (1992) a démontré que l’augmentation de la quantité de phycocyanine dans les cellules augmentait le phénomène de photoinhibition.

Une fois les données concernant l’activité photosynthétique d’Arthrospira platensis obtenues, le calcul de données autour du transfert de matière sont nécessaires afin d’optimiser et de comprendre le fonctionnement de la croissance cellulaire dans le mini-photobioréacteur.

C’est pourquoi, deux grandeurs ont été calculées: le coefficient volumique de transfert gazeux et le rendement en oxygène.